Hier beschrijven we een eenvoudige en reproduceerbare methode die myocardinfarct of myocardischemie-reperfusieletsel bij muizen kan induceren door precisieligatie van de linker voorste dalende kransslagader door middel van micromanipulatie.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Inductie van myocardinfarct en myocardischemie-reperfusieletsel bij muizen
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Acuut myocardinfarct is een veel voorkomende hart- en vaatziekte met een hoge mortaliteit. Myocardreperfusieletsel kan de gunstige effecten van hartreflow tegengaan en secundair myocardletsel veroorzaken. Een eenvoudig en reproduceerbaar model van myocardinfarct en myocardischemie-reperfusieletsel is een goed hulpmiddel voor onderzoekers. Hier wordt een aanpasbare methode beschreven om een myocardinfarct (MI)-model en MIRI te creëren door precisieligatie van de linker voorste dalende kransslagader (LAD) door middel van micromanipulatie. Nauwkeurige en reproduceerbare ligatuurpositionering van de LAD helpt bij het verkrijgen van consistente resultaten voor hartletsel. Wijzigingen in het ST-segment kunnen helpen om de nauwkeurigheid van het model te identificeren. Het serumniveau van cardiaal troponine T (cTnT) wordt gebruikt om het myocardletsel te beoordelen, cardiale echografie wordt gebruikt om de myocardiale systolische functie te evalueren en Evans-Blue/trifenyltetrazoliumchloride-kleuring wordt gebruikt om de infarctgrootte te meten. Over het algemeen verkort dit protocol de duur van de procedure, zorgt het voor een beheersbare infarctgrootte en verbetert het de overleving van muizen.
Inleiding
Acuut myocardinfarct (AMI) is wereldwijd een veel voorkomende hart- en vaatziekte en brengt een hoge mortaliteit met zichmee1. Technologische vooruitgang maakt vroege en effectieve revascularisatie beschikbaar voor AMI-patiënten. Na deze behandelingen kan bij sommige patiënten myocardischemie-reperfusieletsel (MIRI) optreden2. Het is dus van groot belang om de mechanismen van acties te begrijpen en hoe MI/MIRI kan worden verbeterd. Muizen worden veel gebruikt als model vanwege hun lage kosten, snelle voortplantingstijd en het gemak om genetische veranderingen aan te brengen3. Geleerden hebben verschillende methoden ontwikkeld om MIRI en MI te modelleren in dier 4,5,6,7,8,9. Deze strategie bevordert het onderzoek, maar de verschillende criteria en methoden die worden gebruikt, bemoeilijken de interpretatie van de resultaten door onderzoeksteams.
Bij muizen is MI geïnduceerd door isoproterenol10, cryoletsel 11,12 of cauterisatie13. MI kan gemakkelijk worden geïnduceerd door isoproterenol, maar het pathofysiologische proces is anders dan dat bij klinisch MI. Door cryoletsel geïnduceerd MI heeft een slechte consistentie, veroorzaakt overmatige myocardiale schade rond de linker voorste dalende kransslagader (LAD) en kan gemakkelijk aritmie veroorzaken. Cauterisatie-geïnduceerde MI is heel anders dan het natuurlijke proces van een hartinfarct, en de ontstekingsreactie in het brandende gebied is intenser; Bovendien heeft de chirurgische benadering technische problemen. Bovendien zijn er enkele laboratoria14 die een MI-model ontwikkelen bij minivarkens met behulp van ballonblokkering of embolisatie- of trombosemethode door middel van interventionele techniek. Al deze methoden kunnen direct occlusie van de kransslagader veroorzaken, maar het nodig hebben van coronaire angiografie-apparaten en vooral de te dunne kransslagaders van muizen maakt deze operaties niet praktisch. Voor MIRI waren de verschillen tussen de verschillende modellen vrij bescheiden, zoals het gebruik van ademhalingstoestellen/micromanipulatie of niet 5,6.
Hier wordt een eenvoudige en betrouwbare methode beschreven die MI en het MIRI-model kan induceren, aangepast van eerder gepubliceerde methoden 4,5,6,7,8,9,15. Deze methode kan pathofysiologische processen simuleren door directe blokkade van de LAD door ligatie. Bovendien kan dit model, door de ligatie te ontlasten, ook reperfusieletsel simuleren. In dit protocol wordt een ontleedmicroscoop gebruikt voor LAD-visualisatie. Vervolgens kan de onderzoeker de LAD gemakkelijk identificeren. Vervolgens leidt nauwkeurige ligatie van de LAD tot reproduceerbare en voorspelbare bloedocclusie en ventriculaire ischemie. Bovendien kunnen veranderingen in elektrocardiografie (ECG) worden gebruikt om ischemie en reperfusie te bevestigen, naast de kleurveranderingen van de LAD die onder een microscoop worden waargenomen. Deze strategie leidt tot een kortere duur van de procedure, een lager risico op chirurgische complicaties en minder experimentele muizen nodig. De methoden voor de troponine-T-test, cardiale echografie en trifenyltetrazoliumchloride (TTC)-kleuring worden ook beschreven. Over het algemeen is dit protocol nuttig voor studies van het MI/MIR-mechanisme, evenals voor het ontdekken van geneesmiddelen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Dierstudies zijn goedgekeurd door het Animal Care and Utilization Committee van de Huazhong University of Science and Technology (Wuhan, China).
OPMERKING: Mannelijke C57BL/6J-muizen (8-10 weken) worden als model gebruikt. Muizen hebben vrije toegang tot voedsel en water en worden gefokt in specifieke pathogeenvrije omstandigheden. De ruimte wordt onder gecontroleerde temperatuur (22 °C ± 2 °C) en vochtigheid (45%-65%) gehouden. Muizen worden blootgesteld aan een 12-uurs licht/donker-omgeving in de Animal Care Facility van de Tongji Medical School (Wuhan, China) volgens de richtlijnen van deze instelling. Gebruik steriele microchirurgische instrumenten en chirurgische benodigdheden. Chirurgische handschoenen en maskers zijn tijdens de hele procedure vereist. De experimentele workflow is weergegeven in figuur 1A.
1. Preoperatieve voorbereiding
- Gebruik een rechthoekige operatietafel (OT) met een voorverwarmd verwarmingskussen (37 °C) tijdens de chirurgische ingreep (Figuur 1B). Desinfecteer het bord met ultraviolet licht en 70% alcohol voordat de procedure wordt gestart.
- Weeg alle muizen nauwkeurig om de benodigde dosis anesthetica te berekenen. Verdoof de muizen vervolgens met ketamine (80 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg) via intraperitoneale injectie. Zorg voor de juiste diepte van de anesthesie door de afwezigheid van een terugtrekkingsreflex voor teenknijp- en knipperreflexen.
- Plaats de muis op de rug op de OT met gaas onder het hoofd om oververhitting van de ogen te voorkomen. Breng oogzalf aan op de ogen om te voorkomen dat ze uitdrogen.
- Scheer de vacht op de linker borst met een elektrisch scheerapparaat. Gebruik een bontverwijdercrème op de voorgeschoren thorax en masseer gelijkmatig met een steriel wattenstaafje gedurende ~1 min. Veeg de overtollige losse vacht af met gaas.
- Gebruik povidon-jodium, gevolgd door 70% alcohol om het gebied schoon te maken. Bedek de thorax met gaas.
- Gebruik een 4-0 hechting onder de bovenste snijtanden en bevestig deze aan het ankerpunt (dicht bij de rand van de OT over de neus) om de mond iets open te houden en de canulatie te vergemakkelijken.
- Trek aan de staart om het lichaam recht te houden en bevestig de staart met tape aan de OT. Zet de vier ledematen vast en draai ze vast op de andere ankerpunten. Belangrijk is dat u de voorste ledematen niet te ver uitrekt; anders kan ademhalingsschade optreden.
- Gebruik een gebogen pincet en pincet om de kaak te openen en de tong op te tillen. Gebruik een illuminator om de keel en glottis duidelijk te visualiseren.
- Steek een canule van 22 G voorzichtig met een stompe en afgekapte naald in de luchtpijp door de mond ~1 cm in de keel. Gebruik één hand om de tong vast te houden, beweeg deze iets omhoog met een stompe tang en gebruik tegelijkertijd de andere hand om de buis voorzichtig in de luchtpijp te steken. Pas op dat u de buis niet in de slokdarm steekt.
- Verwijder de naald voorzichtig. Controleer de intubatie door de slang in het water te plaatsen op belletjes voordat u deze op het beademingsapparaat aansluit.
- Sluit de endotracheale tube aan op een beademingsapparaat dat is ingesteld op 120/min en het teugvolume is ingesteld op 250 μL.
OPMERKING: De instelling van de ventilator wordt aangepast aan de hand van het lichaamsgewicht (over het algemeen vereist een hoger lichaamsgewicht een hoger ademvolume). - Controleer de intubatie door de bilaterale symmetrische uitzetting van de borstkas te controleren. Vervolgens wordt de verbinding met tape aan de OT bevestigd om te voorkomen dat de buis eraf valt.
- Plaats ECG-elektroden op de poten en sluit ze aan op de ECG-recorder. Bewaak de cardiale elektrofysiologie tijdens de procedure.
2. Thoracotomie
- Verwijder het gaasje op de thorax. Desinfecteer opnieuw met 70% alcohol voor de incisiegebieden met behulp van drie schrobcycli. Bedek de muis vervolgens met een steriel chirurgisch laken met een gat over het operatieveld om besmetting van de operatieplaats te verminderen.
- Maak met een steriel scalpel een schuine huidincisie (0,8-1,0 cm) langs de linker midclaviculaire lijn.
- Voer een stompe dissectie van onderhuidse weefsels uit om de ribben eronder bloot te leggen. Pas op dat u geen bloedvaten, ribben en longen verwondt. Stop het bloeden door steriele katoenen applicators te gebruiken.
- Identificeer en maak een incisie van ongeveer 6-8 mm in de derde intercostale ruimte. Voer vervolgens een stompe dissectie van weefsels in de interkustruimte uit om de borstholte te openen. Pas op dat u de interne thoracale slagader niet beschadigt.
- Gebruik een pincet om de tussenribruimte te overspannen. Steek voorgesteriliseerde zelfgemaakte retractors (Figuur 1C) in de ribbenkast en trek ze naar achteren om de incisie te spreiden tot ~6 mm breed. Bevestig de oprolmechanismen met elastiekjes aan de OT.
- Verwijder de omliggende weefsels voorzichtig om het hart volledig bloot te leggen. Trek het hartzakje voorzichtig weg met een gebogen pincet zonder het hart te verwonden. Nu is er een duidelijk zicht op het hart beschikbaar.
3. LAD ligatie
OPMERKING: De LAD verschijnt als een dunne rode lijn die loodrecht loopt van nabij de apex en naar beneden door de linker hartkamer. De LAD is felrood van kleur, dus pas op dat u hem niet verwart met een ader. Meestal bevindt de afbindingsplaats zich ~1-2 mm onder de linker oorschelp. Deze ligatiepositie zal ongeveer 40%-50% van de ischemie in de linker hartkamer produceren. Een hogere positie zorgt voor een uitgebreidere infarctzone. Een meer distale plaats zal een kleinere infarctzone creëren.
- Gebruik een ontleedmicroscoop en richt een gericht en geschikt licht voor LAD-visualisatie. Druk zachtjes op de plaats onder de gekozen ligatiepositie om de LAD tijdelijk te vergroten (≤5 s per keer). Controleer de LAD op deze manier opnieuw.
- Gebruik een taps toelopende naald (3/8, 2,5 x 5) om een 8-0 zijden ligatuur onder de LAD onder een ontleedmicroscoop. Wees voorzichtig met de naalddiepte: niet te diep om de linker hartkamer binnen te gaan en niet te ondiep om beschadiging van de LAD te voorkomen.
- Bind de ligatuur vast met een losse dubbele knoop. De diameter van de lus is ongeveer 2-3 mm.
- Plaats een PE-10-slang van 2-3 mm in een lus evenwijdig aan de slagader.
- Draai de ligatuurlus voorzichtig vast totdat deze zich rond de slagader en de slang bevindt. Zet vervolgens de lus vast met een schuifknoop. Zorg ervoor dat u de myocardwand niet beschadigt door overmatige aanhaaldruk.
OPMERKING: Ligatie wordt niet uitgevoerd voor de schijnoperatiegroep. - Bevestig stopzetting van de bloedstroom in de LAD: observeer een blekere kleur in de voorwand van de LV na ligatie. Bovendien duidt een significante ST-verhoging binnen een paar hartslagen ook op occlusie16. Als permanente ligatie vereist is (bijv. MI), verwijder dan de PE-10-slang en bind de LAD direct vast met een knoop. Hervat de resterende procedure zoals vermeld in stap 4.3 hieronder.
- Verwijder de oprolmechanismen uit de incisie. Sluit vervolgens de wond tijdelijk met een bulldogklem. De duur van de ischemie is volgens het experimentele ontwerp. Zorg ervoor dat de muis verbonden blijft met het beademingsapparaat.
4. Reperfusie
- Wanneer de periode van ischemie eindigt, verwijdert u de bulldog-klem en plaatst u de retractors opnieuw om de incisie te openen en het hart bloot te leggen (vooral de ligatieplaats).
- Maak de schuifknoop los en verwijder de PE-10-slang. Bevestig het herstel van de bloedstroom in deze stap door te observeren dat de kleur binnen 20 seconden weer rozerood wordt. Let tegelijkertijd goed op het ECG: een mogelijke oplossing van ST-elevatie suggereert ook reperfusie.
- Verlaat de 8-0 ligatuur in situ voor latere Evans-Blue- en TTC-kleuring. Verwijder in andere gevallen de hechting bij deze stap.
- Verwijder de retractors en sluit de incisie door de derde en vierde rib te hechten met een 4-0 nylon hechtdraad. Pas op dat u de long niet verwondt. Duw de lucht die mogelijk in de borstholte zit naar buiten door zachtjes op de borst te drukken terwijl u de hechtknopen knoopt.
- Sluit de spierlagen met doorlopende hechtingen. Sluit de huid met een 4-0 nylon hechtdraad; Doorlopende hechtingen en onderbroken hechtingen zijn acceptabel.
5. Postoperatieve zorg
- Observeer de muis zorgvuldig op tekenen van herstel van anesthesie, bijvoorbeeld beweging van de staart of snorharen. Daarna hervat de muis meestal een normaal ademhalingspatroon met een ademhalingsfrequentie van ongeveer 150 slagen per minuut. Extubatie van de muis door de buis langzaam te verwijderen.
- Houd de muis nog 3-5 minuten in de gaten om er zeker van te zijn dat ademnood afwezig is.
- Dien 100 μL buprenorfine (0,1 mg/ml, s.c.) toe nadat de muis begint te ademen. Geef de volgende 24 uur elke 4-6 uur een extra dosis. Geef ibuprofen als extra pijnverlichting in drinkwater als een oplossing van 0,2 mg/ml gedurende 2 dagen voor en ≤7 dagen na de operatie.
- Houd de muizen warm en verminder het sterfterisico door thermische isolatiedekens te gebruiken, aangezien muizen vatbaar zijn voor onderkoeling na de anesthesie.
6. Validatie na de procedure
- Troponine-T-test
- Verzamel bloedmonsters van de retroorbitale plexussen en isoleer de serums door centrifugatie (3.000 × g, 10 min, kamertemperatuur).
- Verdun 20 μl serum tot 100 μl met een zoutoplossing voor de troponine-T-test. Bewaar de rest van de monsters bij -80 °C.
- Detecteer de troponine T (cTnT met behulp van een in de handel verkrijgbare kit volgens de instructies van de fabrikant.
- Cardiale echografie
OPMERKING: Cardiale echografie wordt gebruikt om de hartfunctie en afwijkingen in de wandbeweging in verschillende stadia voor en na de operatie te evalueren volgens het experimentele ontwerp17,18. Verschillende parameters zoals ventriculaire wanddikte, ventrikelvolume, diameter van de ventrikelholte, ejectiefractie en korte-asverkortingsfractie worden gemeten.- Verdoof de muizen met ketamine (80 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg) via intraperitoneale injectie.
- Scheer de borst met een elektrisch scheerapparaat. Gebruik vachtverwijderingscrème en masseer gelijkmatig. Veeg de overtollige losse vacht af met gaas.
- Plaats de muis op de OT en zet de vier ledematen vast met plakband.
- Plaats de ultrasone sonde (30 MHz) op het voorste deel van het hart op ~ 30° ten opzichte van het borstbeen. De sonde in deze weergave is uitgelijnd met de lange as van het hart. Zet de echografie in de B-modus; De linker hartkamer, het linker atrium, de mitralisklep en de aorta ascendens kunnen duidelijk worden geïdentificeerd. Gebruik video-opname om gegevens te verkrijgen voor latere analyse.
- Door de transducer 90° met de klok mee te draaien, krijgt u een parasternale korte-asweergave ter hoogte van de papillaire spieren om de linker- en rechterventrikels duidelijk te detecteren. Gebruik vervolgens de B-modus en M-modus om de hartfunctie en morfometrie te beoordelen.
- Bereken de einddiastolische diameter (Dd), de eindsystolische diameter (Ds) en de dikte van het tussenwervelingsseptum door de overeenkomstige locatie op de echobeelden op te geven.
NOTITIE: De machine berekent handmatig het einddiastolische volume van de linkerventrikel (LVEDV) en het eindsystolische volume (LVESV). Ook zou de machine de waarden voor fractionele verkorting (FS) en ejectiefractie (EF) berekenen met behulp van de formules FS = (Dd-Ds)/Dd × 100% en EF= (LVEDV-LVESV)/LVEDV × 100%. Kies vijf opeenvolgende hartcycli en behaal hun gemiddelde waarden.
- Meting van de grootte van het myocardinfarct
OPMERKING: Evans-Blue/TTC-kleuring wordt gebruikt om de grootte van het infarct te meten, omdat het de levensvatbaarheid van weefsel kan evalueren19. Het wordt aanbevolen om binnen 72 uur na reperfusie te kleuren, omdat het litteken dan krimpt. Deze stap wordt uitgevoerd na euthanasie van het dier met 200 mg/kg pentobarbital-natrium via intraperitoneale injectie.- Stel het hart opnieuw bloot volgens de vorige procedures uit stap 2.2-2.5. Bind vervolgens de LAD opnieuw op de oorspronkelijke plaats, gevalideerd door de hechting vermeld in stap 4.3 aan het einde van de gewenste reperfusieduur.
- Maak de aorta canuleer en doordrenk het hart vervolgens met 0,3 ml 1% Evans Blue-oplossing. Het myocardium van het niet-ischemische gebied is blauw gekleurd. Verwijder na perfusie het hart snel door de aorta met een schaar door te knippen.
- Was vervolgens het hart in KCl-oplossing (30 mM) om het hart te stoppen met kloppen. Bewaren bij -20 °C gedurende ≥4 uur na het verwijderen van het omringende vetweefsel.
- Snijd het hart in dwarsrichting in vijf plakken van 1 mm dikte met een scherpe scalpel. Weeg de plakjes af en broed ze vervolgens 40 minuten in met 2% TTC bij 37 °C.
OPMERKING: Na de incubatie worden de infarctgebieden als wit afgebakend, terwijl levensvatbare weefsels in niet-infarctgebieden rood blijven. - Fixeer de plakjes een nacht met 4% formaldehyde.
OPMERKING: Deze actie zal het contrast tussen het infarctgebied en het niet-infarctgebied versterken. Het zal ook de plakjes doen krimpen. - Fotografeer de plakjes met een digitale camera. Bereken vervolgens het risicogebied (AAR), het infarctgebied en de niet-ischemische zone met behulp van grafische software.
OPMERKING: Na Evans-Blue/TTC dubbele kleuring is het blauwe gebied het "normale" gebied. De overige gebieden (inclusief wit en rood) zijn de gebieden met het "ischemierisico": het witte gebied is het myocardinfarctgebied (IA) en het rode gebied is het ischemische (maar niet infarct) gebied. Rekening houdend met de inconsistentie van de grootte van de hartschijfjes, worden de resultaten gecorrigeerd voor het gewicht.
Toewijzen:
A1-A5 voor gebied van infarctzone / gebied van de hartschijf;
B1-B5 voor gebied van niet-infarctzone/ gebied van het hartsegment;
W1-W5 voor Gewicht van de hartschijf.
Dan:
Totaal gewicht van het myocardinfarct: W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5;
Totaal gewicht van het myocardium zonder infarct: W1 × B1 + W2 × B2 + W3 × B3 + W4 × B4+ W5 × B5;
Totaal gewicht van AAR = (W1 + W2 + W3 + W4 + W5) - (W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5)
Eindelijk:
Het gebied van myocardischemie wordt berekend als het percentage AAR in de linker hartkamer:
Het gebied van het myocardinfarct wordt berekend als het percentage IA in de AAR:
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De experimentele workflow is weergegeven in figuur 1A. De onderzoeker kan de tijdknooppunten plannen volgens het experimentele ontwerp bij aanvang van het onderzoek. De duur van LAD-ligatie is in overeenstemming met het onderzoeksdoel. Voor MI kan het onderzoek de reperfusiestap negeren. Cardiale echografie is beschikbaar in verschillende stadia van het onderzoek omdat het niet-invasief is, terwijl Evans-Blue/TTC-kleuring alleen kan worden uitgevoerd wanneer de muis wordt geofferd. Voor onde...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
In de afgelopen jaren heeft de ontwikkeling van modellen voor MI en MIRI in klinisch en wetenschappelijk onderzoek zich snel ontwikkeld20,21. Er zijn echter nog enkele vragen, zoals de werkingsmechanismen en de manier waarop MI/MIRI kan worden verbeterd, die moeten worden opgelost. Hier wordt een aangepast protocol beschreven voor het opstellen van een muizenmodel van MI en MIRI. Een aantal belangrijke punten moet zorgvuldig worden overwogen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren dat er geen sprake is van belangenverstrengeling.
Dankbetuigingen
Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (82070317, 81700390 aan Jibin Lin, 8210021880 aan Bingjie Lv en 82000428 aan Boyuan Wang) en het National Key R&D Program of China (2017YFA0208000 aan Shaolin He).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 0.9 % natriumchlorideoplossing | Kelun Industry Group, China | - | |
| 4% paraformaldehyde fixeeroplossing | Servicebio, China | G1101 | - |
| 4-0 zijdedraad | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products, China | C412 | - |
| 8-0 hechtdraad | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products, China | H801 | - |
| Buprenorfine | IsoReag, China | IR-11190 | - |
| Camera | Canon, Japan | EOS 80D | - |
| Ontharingscreme | Veet, Frans | - | |
| Elecsys Troponin T hs STAT | Roche, Duitsland | - | |
| Elektrochemische luminescentie-immunoanalyzer | Roche, Duitsland | Elecsys 2010 | - |
| Evans blauw | Sigma, Amerika | E2129 | - |
| Oogschaar | Shanghai Medical Instruments, China | JC2303 | - |
| Hemostatische pincet | Shanghai Medical Instruments, China | J31020 | - |
| Hoge frequentie in vivo beeldvormingssystemen | Visualsonics, Canada | Vevo2100 | - |
| Ibuprofen | PerFeMiKer, China | CLS-12921 | - |
| Intraveneuze katheter | Introcan, Duitsland | 4254090B | - |
| Ketamine | Sigma-Aldrich, Amerika | K2753 | - |
| Medische alcohol | Huichang, China | - | |
| Micronaaldhouders | Shanghai Medical Instruments, China | WA2040 | - |
| Microscopische scharen | Shanghai Medical Instruments, China | WA1040 | - |
| Microchirurgische pincetten | Shanghai Medical Instruments, China | WA3020 | - |
| Muis elektrocardiograaf | Techman, China | BL-420F | - |
| Naaldhouders | Shanghai Medical Instruments, China | JC3202 | - |
| operatievloer | Chico, China | ZK-HJPT | - |
| PE-10 buis | Huamei, China | - | |
| Pentobarbital | Merck, Amerika | 1030001 | - |
| Knaagdierventilator | Shanghai Alcott Biotech, China | ALC-V8S-P | - |
| Stereomicroscoop | Aomei Industry, China | SZM0745-STL3-T3 | - |
| Chirurgische thermostaatverwarmingskussens | Globalebio, China | GE0-20W | - |
| Trifenyltetrazoliumboorchloride | Servicebio, China | G1017 | - |
| Xylazin | Huamaike Biochemicals and Life Science Research Products, China | 323004 | - |
Referenties
- Reed, G. W., Rossi, J. E., Cannon, C. P. Acute myocardial infarction. Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).
- Ibanez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. Journal of the American College of Cardiology. 65 (14), 1454-1471 (2015).
- Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Missouri Medicine. 110 (3), 207-211 (2013).
- Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3896(2012).
- Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (86), e51329(2014).
- Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury. Methods in Molecular Biology. 1717, 145-153 (2018).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (94), e52206(2014).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (122), e55353(2017).
- Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59591(2019).
- Li, X., et al. Cardioprotective effects of Puerarin-V on isoproterenol-induced myocardial infarction mice is associated with regulation of PPAR-Y/NF-Kappa B pathway. Molecules. 23 (12), 3322(2018).
- Vanden Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).
- Wang, D., et al. A cryoinjury model to study myocardial infarction in the mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (151), e59958(2019).
- Brooks, W. W., Garibaldi, B. A., Conrad, C. H. Myocardial injury in the mouse induced by transthoracic cauterization. Laboratory Animal Science. 48 (4), 374-378 (1998).
- Tao, B., et al. Preclinical modeling and multimodality imaging of chronic myocardial infarction in minipigs induced by novel interventional embolization technique. EJNMMI Research. 6 (1), 59(2016).
- Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circulation Research. 107 (12), 1445-1453 (2010).
- Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54814(2016).
- Gnyawali, S. C., et al. High-frequency high-resolution echocardiography: First evidence on non-invasive repeated measure of myocardial strain, contractility, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused murine heart. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (41), e1781(2010).
- Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (42), e2100(2010).
- Shibata, R., et al. Adiponectin protects against myocardial ischemia-reperfusion injury through AMPK- and COX-2-dependent mechanisms. Nature Medicine. 11 (10), 1096-1103 (2005).
- Anderson, J. L., Morrow, D. A. Acute myocardial infarction. New England Journal of Medicine. 376 (21), 2053-2064 (2017).
- Frank, A., et al. Myocardial ischemia reperfusion injury: From basic science to clinical bedside. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 16 (3), 123-132 (2012).
- Mares, R. G., et al. Studying the innate immune response to myocardial infarction in a highly efficient experimental animal model. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 573-585 (2021).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57bl/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- Zhang, R., Hess, D. T., Reynolds, J. D., Stamler, J. S. Hemoglobin S-nitrosylation plays an essential role in cardioprotection. Journal of Clinical Investigation. 126 (12), 4654-4658 (2016).
- Sorop, O., et al. Experimental animal models of coronary microvascular dysfunction. Cardiovascular Research. 116 (4), 756-770 (2020).
- Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: A novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
- Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
- Kato, R., Foex, P. Myocardial protection by anesthetic agents against ischemia-reperfusion injury: An update for anesthesiologists. Canadian Journal of Anaesthesia. 49 (8), 777-791 (2002).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
