Methodenartikel

Aangepaste techniek voor het gebruik van neonatale muizenharten in het Langendorff-preparaat

DOI:

10.3791/63349

⸱

4 maart 2022

 , 
1Department of Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Anesthesiology, Columbia University Medical Center

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige protocol beschrijft aortacantnulatie en retrograde perfusie van het ex-vivo neonatale muizenhart. Een tweepersoonsstrategie, met behulp van een ontleedmicroscoop en een stompe kleine naald, maakt betrouwbare cannulatie mogelijk. Kwantificering van longitudinale contractiele spanning wordt bereikt met behulp van een krachttransducer die is verbonden met de top van de linker ventrikel.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het gebruik van het ex-vivo retrograde doordrenkte hart is al lang een hoeksteen van ischemie-reperfusieonderzoek sinds de ontwikkeling ervan door Oskar Langendorff meer dan een eeuw geleden. Hoewel deze techniek de afgelopen 25 jaar op muizen is toegepast, is het gebruik ervan bij deze soort beperkt tot volwassen dieren. De ontwikkeling van een succesvolle methode om de neonatale muriene aorta consequent te cannuleren, zou de systematische studie van het geïsoleerde retrograde doordrenkte hart mogelijk maken tijdens een kritieke periode van cardiale ontwikkeling in een genetisch aanpasbare en goedkope soort. Modificatie van het Langendorff-preparaat maakt cannulatie en reperfusie in het neonatale muizenhart mogelijk, terwijl de ischemische tijd wordt geminimaliseerd. Optimalisatie vereist een techniek voor twee personen om succesvolle cannulatie van de pasgeboren muisaorta mogelijk te maken met behulp van een ontleedmicroscoop en een gemodificeerde commercieel verkrijgbare naald. Het gebruik van deze aanpak zal op betrouwbare wijze retrograde perfusie binnen 3 minuten tot stand brengen. Omdat de kwetsbaarheid van het neonatale muizenhart en de grootte van de ventriculaire holte directe meting van de intraventriculaire druk die met een ballon wordt gegenereerd, verhindert, is het gebruik van een krachttransducer die door een hechting verbonden is met de top van de linker ventrikel om de longitudinale contractiele spanning te kwantificeren noodzakelijk. Deze methode stelt onderzoekers in staat om met succes een geïsoleerde constante stroom retrograde-perfused pasgeboren murine hartvoorbereiding vast te stellen, waardoor de studie van ontwikkelings-cardiale biologie op een ex-vivo manier mogelijk wordt. Belangrijk is dat dit model een krachtig hulpmiddel zal zijn om de fysiologische en farmacologische reacties op ischemie-reperfusie in het neonatale hart te onderzoeken.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ex-vivo hartpreparaten zijn al meer dan een eeuw een hoofdbestanddeel van fysiologische, pathofysiologische en farmacologische studies. Voortkomend uit het werk van Elias Cyon in de jaren 1860, paste Oskar Langendorff het geïsoleerde kikkermodel aan voor retrograde perfusie, waarbij de aortawortel onder druk werd gezet om coronaire stroom te voorzien van een zuurstofrijk perfusaat1. Met behulp van zijn aanpassing kon Langendorff een correlatie aantonen tussen coronaire circulatie en mechanische functie2. Het ex-vivo retrograde doordrenkte hart, later gelijknamig de Langendorff-techniek genoemd, is een hoeksteen van fysiologisch onderzoek gebleven, waarbij het zijn eenvoud gebruikt om het geïsoleerde hart krachtig te bestuderen in afwezigheid van potentiële confounders. Het Langendorff-preparaat is verder aangepast om het hart te laten uitstoten (het zogenaamde "werkhart") en het perfusaat te laten recirculeren3. De primaire fysiologische eindpunten van belang zijn echter onveranderd gebleven. Dergelijke eindpunten omvatten metingen van contractiele functie, elektrische geleiding, hartmetabolisme en coronaireweerstand 4.

Om de hartfunctie in zijn oorspronkelijke kikkerhartpreparaat te evalueren, mat Langendorff de spanning die werd gegenereerd door ventriculaire contractie in de lengteas met behulp van een hechtdraad verbonden tussen de top van het hart en een krachttransducer. 5 Isometrische contractie werd op deze manier gekwantificeerd met basale spanning op het hart bij afwezigheid van ventriculaire vulling. Verfijning van de aanpak heeft geleid tot met vloeistof gevulde ballonnen die via het linkeratrium in de linker ventrikel zijn geplaatst om de myocardiale prestaties tijdens isovolumische contractiete evalueren 6. Om het hartritme en de hartslag te beoordelen, kunnen oppervlaktekabels op de polen van het hart worden geplaatst om onderzoekers in staat te stellen het elektrocardiogram op te nemen. Relatieve bradycardie kan echter worden verwacht, gezien de verplichte denervatie. Extrinsieke pacing kan dienen om dit te overwinnen en hartslagvariabiliteit tussen experimenten te elimineren1. Een andere uitkomstmaat, het myocardiale metabolisme, kan worden beoordeeld door het zuurstof- en metabole substraatgehalte in het coronaire perfusaat en effluent te meten en het verschil tussen hen te berekenen7. Lactaatkwantificering in het coronaire effluent kan helpen bij het karakteriseren van perioden van anaeroob metabolisme, zoals wordt gezien bij hypoxie, hypoperfusie, ischemie-reperfusie of metabole verstoringen7.

Het oorspronkelijke werk van Langendorff maakte de studie van het ex-vivo zoogdierhart mogelijk, met katten als primaire proefpersoon5. Evaluatie van het geïsoleerde rattenhart werd populair in het midden van de jaren 1900 met Howard Morgan, die het 'werkhart' ratmodel in 1967 beschreef5. Het gebruik van muizen begon pas 25 jaar geleden vanwege de technische complexiteit, weefselfragiliteit en relatief kleine muizenhartgrootte. Ondanks de uitdagingen die gepaard gaan met muizenstudie, hebben de lagere kosten en het gemak van genetische manipulatie de aantrekkingskracht en vraag van dergelijke muizen ex-vivo preparaten vergroot. Helaas is de toepassing van de techniek beperkt gebleven tot volwassen dieren, waarbij juveniele muizen van 4 weken oud de jongste proefpersonen zijn die tot voor kort voor ex-vivostudie zijn gebruikt 8,9. Hoewel juveniele muizen "relatief onvolwassen" zijn in vergelijking met volwassenen, is hun nut als proefpersonen voor ontwikkelingsbiologiestudies beperkt omdat ze over het algemeen zijn gespeend van hun geboortemoeder en binnenkort in de puberteit10 zullen beginnen. Adolescentie vindt plaats tot ver na de postnatale overgang in myocardiaal substraatgebruik van glucose en lactaat naar vetzuren11. De meeste informatie over de metabole veranderingen in het neonatale hart is dus historisch gezien het resultaat van ex-vivo werk bij grotere soorten zoals konijnen en cavia11.

Er bestaan inderdaad alternatieve benaderingen voor het Langendorff-preparaat. Deze omvatten in vitro experimenten, waarbij de volledige functionele gegevens en context van het orgaan ontbreken, of in vivo studies. Dit kan technisch uitdagend en gecompliceerd zijn door verstorende variabelen zoals de cardiovasculaire en respiratoire effecten van een vereist anestheticum, de invloed van neurohumorale input, de gevolgen van de kerntemperatuur, de voedingsstatus van het dier en de beschikbaarheid van het substraat12,13. Omdat de Langendorff-benadering de studie van het geïsoleerde hart op een ex-vivo manier op een meer gecontroleerde manier mogelijk maakt in afwezigheid van dergelijke confounders, is en blijft het beschouwd als een krachtig onderzoeksinstrument. Daarom geeft de hier gepresenteerde techniek onderzoekers een experimentele benadering voor de ex-vivo studie van het pasgeboren muizenhart en beperkt het de tijd tot reperfusie.

Het onderzoeken van het hart tijdens perioden van ontwikkeling is een belangrijke overweging gezien de brede biochemische, fysiologische en anatomische overgangen die optreden tijdens myocardiale rijping. Verschuivingen van anaeroob metabolisme naar oxidatieve fosforylering, veranderingen in substraatgebruik en progressie van celproliferatie naar hypertrofie zijn dynamische processen die uniek voorkomen in het onvolgroeide hart11,14. Een ander cruciaal aspect van het zich ontwikkelende hart is dat stressoren die tijdens noodzakelijke perioden worden aangetroffen, verhoogde reacties in het pasgeboren hart kunnen veroorzaken en de toekomstige gevoeligheid voor beledigingen op volwassen leeftijd kunnen veranderen15. Hoewel eerder werk pasgeboren ratten, lammeren en konijnen heeft gebruikt om het door Langendorff doordrenkte neonatale hart te bestuderen, zijn vorderingen die het gebruik van muizen toestaan noodzakelijk gezien het belang van deze soort voor ontwikkelingsbiologisch onderzoek16. Om aan deze behoefte te voldoen, werd onlangs het eerste muizen-Langendorff-doordrenkte pasgeboren hartmodel met 10 dagen oude dieren opgericht6. Hier gepresenteerd is een methode om succesvolle aorta-cannulatie mogelijk te maken en retrograde perfusie van het geïsoleerde pasgeboren muizenhart tot stand te brengen. Deze aanpak kan worden gebruikt voor farmacologie, ischemie-reperfusie of metabolismestudies gericht op de gehele orgaanfunctie of kan worden aangepast voor de isolatie van cardiomyocyten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Institutional Animal Care and Use Committee van columbia university medical center's goedkeuringen werden verkregen voor alle beschreven methoden. Wild-type C57Bl/6 mannelijke postnatale dag 10 muizen werden gebruikt voor het onderzoek.

1. Bereiding van langendorff-apparatuur

  1. Om de complexiteit te minimaliseren, gebruikt u niet-recirculerend zuurstofperfusaat in het Langendorff-apparaat (zie Materiaaltabel) via een constante stroom of constante druk.
    1. Gebruik Krebs-Henseleit buffer (KHB), die 120 mmol/L NaCl, 4,7 mmol/L KCl, 1,2 mmol/L MgSO4, 1,2 mmol/L KH2PO4, 1,25 mmol/L CaCl2, 25 mmol/L NaHCO3 en 11 mmol/L glucose bij pH 7,4 (zie Materiaaltabel) bevat, in evenwicht met 95% O2 en 5% CO2 in het Langendorff-apparaat en op 37 °C.
  2. Voor de benadering van de constante stroom, handhaaf een continu debiet op ~ 2,5 ml ∙ min-1.
    OPMERKING: Dit debiet benadert de coronaire stroom van ~ 75-80 ml / g ∙ min, gezien het feit dat het gemiddelde gewicht van een 10 dagen oud (P10) muizenhart ~ 30 mg17,18 is.

2. Fabricage van aortacanule

  1. Fabriceer de pasgeboren muisaortaule uit een roestvrijstalen naald van 26 G (zie Materiaaltabel). Knip met een scherpe schaar de punt van de naald af om het uiteinde af te stompen. Zorg ervoor dat u niet krimpt of de diameter van het naaldlumen beperkt. Strijk de snijrand glad en verwijder eventuele burs door het stompe uiteinde voorzichtig op het laboratoriumbankje te schrapen met een heen-en-weer beweging.
    OPMERKING: Microscopische burs en scherpe randen moeten worden verwijderd omdat ze de pasgeboren muisaorta kunnen scheuren en de aortaklep kunnen beschadigen. U kunt ook fijnkorrelig schuurpapier gebruiken.
  2. Bevestig de gefabriceerde canule aan het Langendorff-apparaat en beoordeel de stroming en weerstand. Meet de stroomsnelheden door de canule door bufferhoeveelheid over een bekende periode te verzamelen en te meten. Zorg ervoor dat het werkelijke debiet gelijk is aan het ingestelde debiet van 2,5 ml min-1.
  3. Kwantificeer het drukverschil over de canule met KHB-stromend door de onderstaande stappen te volgen.
    1. Meet de druk in het systeem met en zonder de gefabriceerde canule bevestigd.
    2. Deel het drukverschil over de canule door het debiet om de weerstand van de canule te verkrijgen volgens de wet van Ohm15.
    3. Zorg ervoor dat de gefabriceerde canuleweerstand ~16,0 ± 1,9 mmHg∙min∙ml-1 van de totale weerstand6 omvat. Overmatige weerstand suggereert een potentieel gecompromitteerd canulelumen.
      OPMERKING: Voorbeeldberekening: Pmet canule - P zonder canule = ΔP. Als Pmet = 48 en Pzonder = 8 dan ΔP = 40. Bij een debiet (Q) van 2,5 ml min-1 en ΔP van 40 canuleweerstand is gelijk aan 16 mmHg∙min∙ml-1 met R = ΔP/Q = 40 / 2,5 = 16.
  4. Verwijder de canule van 26 G en bevestig de hogedrukbuis (zie materiaaltabel) aan de cannulatieplaats op het Langendorff-apparaat. Bevestig de aortacanule aan het distale uiteinde van de buis. Ontlucht de slang en de canule met zuurstofrijke buffer, zodat alle bellen worden verwijderd.
    OPMERKING: Het gebruik van hogedrukbuizen op deze manier maakt het mogelijk om de canule uit te breiden naar een meer afgelegen positie. Dit is nodig om aortacantnulatie mogelijk te maken met een ontleedmicroscoop naast de opstelling (figuur 1).

3. Orgaanoogst

  1. Antistollingsmuizen via intraperitoneale (IP) injectie van heparine (10 kU/kg) (zie Materiaaltabel) om de vorming van coronaire microtrombi te voorkomen met behulp van een naald van 26 G op een spuit van 1 ml. Laat enkele minuten voordat heparine circuleert voordat u doorgaat met de injectie van een verdovingsmiddel.
  2. Verdoof het dier met een IP-injectie met behulp van een naald van 26 G op een spuit van 1 ml.
    OPMERKING: Het is essentieel om het dier zorgvuldig te controleren na anesthesie-injectie om apneu en daaropvolgende hypoxie te voorkomen. Pentobarbital (70 mg/kg) is een betrouwbare keuze voor verdoving, omdat het een snel begin van sedatie mogelijk maakt zonder apneu te veroorzaken19,20. Andere anesthetica kunnen worden gebruikt, op voorwaarde dat de gebruikte doses geen apneu veroorzaken21. Onderzoekers moeten rekening houden met de effecten van alternatieve sedativa-hypnotica op de hartfunctie22,23. Cervicale dislocatie als primaire manier van euthanasie kan pre-cannulatie hypoxie en ischemie verlengen.
  3. Plaats de muis in rugligging en zet ledematen vast onmiddellijk na bewustzijnsverlies. Gebruik kleine hypodermische naalden om elke ledemaat vast te zetten. Begin met oogsten zodra het dier niet reageert op teenknijpen; het dier moet spontaan ademen tijdens de eerste dissectie.
  4. Maak een transversale subxiefoïde incisie over de breedte van het dier om de buikholte bloot te leggen met een rechte ontleedschaar (zie Materiaaltabel).
    OPMERKING: Steriele techniek is niet nodig, aangezien de procedure een niet-survivalische operatie vertegenwoordigt.
    1. Identificeer het diafragma superieur en snijd het voorste gedeelte volledig in. Snijd de ribbenkast bilateraal langs de middelste oksellijn in een cefaladrichting. Vraag een assistent om het xiphoid-proces met een tang vast te pakken en het borstbeen en de ribben craniaal te reflecteren om de thoracale organen bloot te leggen.
  5. Identificeer de infra-diafragmatische inferieure vena cava (IVC) boven de lever. Transect de IVC met een gebogen irisschaar met behoud van een lichte anterieure en cefaloadspanning op het proximale segment met iristang (zie Materiaaltabel).
    1. Knip posterieur langs het voorste oppervlak van de wervelkolom met een gebogen irisschaar terwijl u de IVC omhoog en uit de thoracale holte trekt. Terwijl het hart wordt gemobiliseerd, richt u de schaar naar voren en breekt u de grote bloedvaten superieur af om het hart en de longen volledig te verwijderen.
      OPMERKING: Deze methode maakt een snelle explantatie van het hart en de longen en bloc mogelijk.
  6. Dompel het monster onmiddellijk onder in ijskoude KHB of zoutoplossing. Het hart moet binnen enkele seconden stoppen met kloppen.

4. Cannulatie

  1. Snijd een stuk keukenpapier en plaats het op de bodem van een ondiep petrischaaltje om wrijving te bieden om het hart tijdens de cannulatie te stabiliseren. Bevochtig met ijskoude KHB om te voorkomen dat het hart zich eraan hecht.
    1. Plaats de voorbereide petrischaal onder de ontleedmicroscoop en pas de focus aan. Plaats de aortacanule die aan de hogedrukverlengingsbuis is bevestigd onder de ontleedmicroscoop, samen met een 5-0 zijden hechtdraad losjes rond de naaf gebonden (zie Materiaaltabel).
      OPMERKING: Er moet voor worden gezorgd dat de hoeveelheid vloeistof in de petrischaal wordt beperkt, omdat de met lucht gevulde longen kunnen zweven en de weggesneden organen kunnen laten bewegen.
  2. Plaats de weggesneden thoracale organen in de petrischaal. Identificeer onder de microscoop de thymus aan de hand van zijn witte glans en twee lobben en oriënteer het monster zodanig dat de thymus voorste en superieure is24. Dit zorgt voor een goede oriëntatie van het hart.
  3. Gebruik een tang om de lobben van de thymus botweg te scheiden om de grote bloedvaten bloot te leggen. Identificeer de aorta door onderscheidende vertakkende kenmerken van de aortaboog te lokaliseren.
    OPMERKING: Een donkerpaarse tint bakent vaak de rechter ventrikel en de longslagader af. De opgaande aorta bevindt zich tussen de hoofdlongslagader en het rechter atrium.
  4. Transect de aorta met fijne scherpe schaar (zie Tabel van Materialen) net proximaal aan de subclavia arterie start.
    OPMERKING: Als de aorta te dicht bij de aortaklep wordt doorsneden, is er niet genoeg aortaweefsel om de canule te kunnen vastzetten. Als alternatief, als de aorta te hoog wordt doorsneden, kan perfusaat lekken uit een of meer aortatakken (zoals de arterie van de subclavia).
  5. Pak de getranseceerde aorta voorzichtig vast met behulp van een fijne gebogen tang in juwelierstijl (zie Materiaaltabel). Kan de aorta voorzichtig met een stompe naald van 26 G, waarbij u ervoor zorgt dat de aortaklep niet wordt beschadigd. Houd op zijn plaats door de aorta vast te pakken met de fijne gebogen tang rond de canule. Zodra de controle over de aorta is vastgesteld, initieert u retrograde perfusie om de ischemische tijd te beperken.
    OPMERKING: Het hart moet beginnen te kloppen en zal bleek worden als bloed uit het myocard wordt afgevoerd en KHB de kransslagaders doordringt. Niet spontaan kloppen, aanwezigheid van ventriculaire stuwing of gebrek aan kleurverandering van het hart duidt op een verkeerd gepositioneerde canule.
  6. Vraag de assistent om de uiteinden van de losgebonden hechting vast te pakken en de aorta voorzichtig rond de canule te verstrikken. Maak de hechting boven of onder de gebogen fijne tang (waarbij de canule op zijn plaats wordt gehouden), afhankelijk van de hoeveelheid aortaweefsel en anatomische overwegingen. Span de hechting aan en bevestig de geschiktheid van de coronaire stroom.
  7. Koppel de hogedrukslang los van het Langendorff-apparaat. Pak de naaf van de canule vast en koppel de stompe naald los van de hogedrukverlengingsbuis. Bevestig snel de naaf van de canule aan het apparaat.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat het hart niet losraakt of lucht in de canule brengt.
  8. Zodra het hart in de gebruikelijke positie aan het Langendorff-apparaat is gehangen en adequate perfusie is bevestigd, snijdt u zorgvuldig de longen, thymus en overtollig weefsel af. Snijd het rechter atrium in om coronaire sinus effluent vrij te laten druppelen.

5. Functionele meting

  1. Maak een kleine knoop aan het einde van een 5-0 zijden hechtdraad (bevestigd aan een gebogen naald). Prik een klein stukje paraffinefilm (2-3 mm x 2-3 mm) door met de naald en schuif de paraffine naar het geknoopte uiteinde. Laat de naald voorzichtig door de top van de ventrikel gaan en trek de hechting door het hart totdat de paraffinefilm goed tegen de laterale wand van de ventrikel zit.
    OPMERKING: De paraffinefilm helpt voorkomen dat de knoop het hart scheurt en door de ventrikel trekt.
  2. Steek de naald door de opening van de met water gevulde warmtemantel van het Langendorff-apparaat. Het hart kan nu worden ingepakt en verwarmd.
  3. Bevestig de naald aan de krachtopnemer (zie Materiaaltabel) op een zodanige manier dat het infuus van de coronaire sinus wordt vermeden. Pas de hechting aan om 1-2 g basale spanning toe te passen, zoals aangegeven door de diastolische spanning of nadir in spanningstracering.
    OPMERKING: Vermijd het trekken van het hart van de canule of het draaien van de aorta, waardoor de coronaire perfusie in gevaar komt.
  4. Plaats oppervlakte-elektroden op de superieure en inferieure polen van het hart om het elektrocardiogram op te nemen.
    OPMERKING: Gebruik pediatrische tijdelijke epicardiale pacingdraad met de naald verwijderd voor flexibele oppervlakte-elektrode aangesloten op Bio Amp (zie Materiaaltabel).
  5. Bemonster het effluent van de coronaire sinus voor analyse met behulp van een 24 G IV-katheter (zie materiaaltabel).
  6. Trek de canuleresistentie af van de totale systeemweerstand om coronaire resistentie te verkrijgen volgens de wet van Kirchhoff25.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

P10-muizen werden gebruikt om een tijdspunt in de menselijke kindertijd temodelleren 26,27. Vijftien geïsoleerde C57Bl/6 pasgeboren muizenharten werden geoogst en met succes gecannuleerd. Harten werden doordrenkt met een continue stroom van 2,5 ml min-1 van verwarmde zuurstofrijke KHB. Metabole parameters, waaronder glucose-extractie, zuurstofverbruik, lactaatproductie en fysiologische parameters zoals hartslag, perfusiedruk en coronaire weerstand, wer...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige werk beschrijft succesvolle aorta-cannulatie en retrograde perfusie in het geïsoleerde pasgeboren muizenhart. Belangrijk is dat het onderzoekers in staat stelt om de barrières te overwinnen die jonge muizenleeftijd en kleine hartgrootte eerderpresenteerden 8. Hoewel niet complex in ontwerp, vereist de aanpak wel een aanzienlijke mate van technische vaardigheid. Belangrijke stappen die zelfs de meest technisch bekwame onderzoekers onvermijdelijk zullen uitdagen, zijn cannulatie van de a...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NIH/NINDS R01NS112706 (R.L.)

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Rodent Langendorff ApparatusRadnoti130102EZ
24 G katheterBD381511
26 G naald op 1 mL spuitcomboBD309597
26 G stalen naaldBD305111
5-0 Zijde NaaldEthiconS1173
Bio AmpADInstrumentsFE135
Bio KabelADInstrumentsMLA1515
CaCl2Sigma-AldrichC4901-100G
Circulerend verwarmd waterbadHaakeDC10
gebogen iris schaarMedlineMDS10033Z
dissectiemicroscoopNikonSMZ-2B
vind veerscharenKentINS600127
Force TransducerADInstrumentsMLT1030/D
glucoseSigma-AldrichG8270-100G
HeparineSagent400-01
HogedrukslangEdwards Lifesciences50P184
iris dresseertangKentINS650915-4
Fijne gebogen forceps in juwelier-stijlMiltex17-307-MLTX
KClSigma-AldrichP3911-25G
KH2PO4Sigma-AldrichP0662-25G
MgSO4Sigma-AldrichM7506-500G
NaClSigma-AldrichS9888-25G
NaHCO3Sigma-AldrichS6014-25G
RollerpompGilsonMinipuls 3
rechte dissectiescharenKentINS600393-G
Tijdelijk hartstimulatiedraadEthiconTPW30
Wide Range Force TransducerADInstrumentsMLT1030/A

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bell, R., Mocanu, M., Yellon, D. Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).
  2. Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szeląg, A., Schulz, R. Isolated heart perfusion according to Langendorff-still viable in the new millennium. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 55 (2), 113-126 (2007).
  3. Olejnickova, V., Novakova, M., Provaznik, I. Isolated heart models: Cardiovascular system studies and technological advances. Medical and Biological Engineering and Computing. 53 (7), 669-678 (2015).
  4. Döring, H. The isolated perfused heart according to Langendorff technique--function--application. Physiologia Bohemoslovaca. 39 (6), 481-504 (1990).
  5. Liao, R., Podesser, B., Lim, C. The continuing evolution of the Langendorff and ejecting murine heart: New advances in cardiac phenotyping. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (2), 156-167 (2012).
  6. Barajas, M., Yim, P., Gallos, G., Levy, R. An isolated retrograde-perfused newborn mouse heart preparation. MethodsX. 7, 101058(2020).
  7. De Leiris, J., Harding, D., Pestre, S. The isolated perfused rat heart: A model for studying myocardial hypoxia or ischaemia. Basic Research in Cardiology. 79 (3), 313-321 (1984).
  8. Liaw, N., et al. Postnatal shifts in ischemic tolerance and cell survival signaling in murine myocardium. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 305 (10), 1171-1181 (2013).
  9. Chaudhary, K., et al. Differential effects of soluble epoxide hydrolase inhibition and CYP2J2 overexpression on postischemic cardiac function in aged mice. Prostaglandins and Other Lipid Mediators. 104, 8-17 (2013).
  10. Dutta, S., Sengupta, P. Men and mice: Relating their ages. Life Sciences. 152, 244-248 (2016).
  11. Onay-Besikci, A. Regulation of cardiac energy metabolism in newborn. Molecular and Cellular Biochemistry. 287 (1), 1-11 (2006).
  12. Milani-Nejad, N., Janssen, P. M. L. Small and large animal models in cardiac contraction research: Advantages and disadvantages. Pharmacology and Therapeutics. 141 (3), 235-249 (2014).
  13. Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: A matter of size. Frontiers in Physiology. 3 (345), 00345(2012).
  14. Tan, C., Lewandowski, A. The transitional heart: From early embryonic and fetal development to neonatal life. Fetal Diagnosis and Therapy. 47 (5), 373-386 (2020).
  15. Zhang, P., Lv, J., Li, Y., Zhang, L., Xiao, D. Neonatal lipopolysaccharide exposure gender-dependently increases heart susceptibility to ischemia/reperfusion injury in male rats. International Journal of Medical Sciences. 14 (11), 1163(2017).
  16. Ziyatdinova, N., et al. Effect of If Current Blockade on Newborn Rat Heart Isolated According to Langendorff. Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 167 (4), 424-427 (2019).
  17. Teng, B., Tilley, S., Ledent, C., Mustafa, S. In vivo assessment of coronary flow and cardiac function after bolus adenosine injection in adenosine receptor knockout mice. Physiological reports. 4 (11), 12818(2016).
  18. Xu, W., et al. Lethal cardiomyopathy in mice lacking transferrin receptor in the heart. Cell Reports. 13 (3), 533-545 (2015).
  19. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research. 53 (1), 55-69 (2012).
  20. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
  21. Erhardt, W., Hebestedt, A., Aschenbrenner, G., Pichotka, B., Blümel, G. A comparative study with various anesthetics in mice (pentobarbitone, ketamine-xylazine, carfentanyl-etomidate). Research in Experimental Medicine. 184 (3), 159-169 (1984).
  22. Janssen, B., et al. Effects of anesthetics on systemic hemodynamics in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 287 (4), 1618-1624 (2004).
  23. Zuurbier, C., Koeman, A., Houten, S., Hollmann, M., Florijn, W. Optimizing anesthetic regimen for surgery in mice through minimization of hemodynamic, metabolic, and inflammatory perturbations. Experimental Biology and Medicine. 239 (6), 737-746 (2014).
  24. Hard, G. Thymectomy in the neonatal rat. Laboratory Animals. 9 (2), 105-110 (1975).
  25. Sun, Z., Ambrosi, E., Bricalli, A., Ielmini, D. Logic computing with stateful neural networks of resistive switches. Advanced Materials. 30 (38), 1802554(2018).
  26. Clancy, B., Finlay, B., Darlington, R., Anand, K. Extrapolating brain development from experimental species to humans. Neurotoxicology. 28 (5), 931-937 (2007).
  27. Hornig, M., Chian, D., Lipkin, W. Neurotoxic effects of postnatal thimerosal are mouse strain dependent. Molecular Psychiatry. 9 (9), 833-845 (2004).
  28. Langendorff, O. Untersuchungen am überlebenden Säugethierherzen. Archiv für die gesamte Physiologie des Menschen und der Tiere. 61 (6), 291-332 (1895).
  29. Edlund, A., Wennmalm, Å Oxygen consumption in rabbit Langendorff hearts perfused with a saline medium. Acta Physiologica Scandinavica. 113 (1), 117-122 (1981).
  30. Kuzmiak-Glancy, S., Jaimes, R., Wengrowski, A., Kay, M. Oxygen demand of perfused heart preparations: How electromechanical function and inadequate oxygenation affect physiology and optical measurements. Experimental Physiology. 100 (6), 603-616 (2015).
  31. Wiesmann, F., et al. Developmental changes of cardiac function and mass assessed with MRI in neonatal, juvenile, and adult mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 278 (2), 652-657 (2000).
  32. Le, V., Kovacs, A., Wagenseil, J. Measuring left ventricular pressure in late embryonic and neonatal mice. Journal of visualized experiments. (60), e3756(2012).
  33. Bednarczyk, J., et al. Incorporating dynamic assessment of fluid responsiveness into goal-directed therapy: A systematic review and meta-analysis. Critical Care Medicine. 45 (9), 1538(2017).
  34. Louch, W., Sheehan, K., Wolska, B. Methods in cardiomyocyte isolation, culture, and gene transfer. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 51 (3), 288-298 (2011).
  35. Ackers-Johnson, M., Foo, R. Langendorff-free isolation and propagation of adult mouse cardiomyocytes. Methods in Molecular Biology. 1940, 193-204 (2019).
  36. Peng, Y., Buller, C., Charpie, J. Impact of N-acetylcysteine on neonatal cardiomyocyte ischemia-reperfusion injury. Pediatric Research. 70 (1), 61-66 (2011).
  37. Jarmakani, J., Nakazawa, M., Nagatomo, T., Langer, G. Effect of hypoxia on mechanical function in the neonatal mammalian heart. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 235 (5), 469-474 (1978).
  38. Podesser, B., Hausleithner, V., Wollenek, G., Seitelberger, R., Wolner, E. Langendorff and ischemia in immature and neonatal myocardia: Two essential key-words in Today's cardiothoracic research. Acta Chirurgica Austriaca. 25 (6), 434-437 (1993).
  39. Popescu, M., et al. Getting an early start in understanding perinatal asphyxia impact on the cardiovascular system. Frontiers in Pediatrics. 8, 68(2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Neonataal muizenhartretrograde perfusieaortacannulatieischemie reperfusiehartontwikkelingkrachttransducerisolatie van cardiomyocytendissectiemicroscoopperfusiedruk

Gerelateerde artikelen