Methodenartikel

Vergelijking van methoden voor het isoleren van entomopathogene schimmels uit bodemmonsters

DOI:

10.3791/63353

⸱

6 januari 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias, Instituto de Veterinária, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, 2Laboratório de Taxonomia Bioquímica e Bioprospecção de Fungos/Coleção de Cultura de Fungos Filamentosos, Instituto Oswaldo Cruz, Fundação Oswaldo Cruz (FIOCRUZ), 3Departamento de Parasitologia Animal, Instituto de Veterinária, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Entomopathogene schimmelkolonies worden geïsoleerd uit tropische bodemmonsters met tenebrio-aas , Galleria-aas en selectief kunstmatig medium, d.w.z. aardappeldextrose-agar verrijkt met gistextract aangevuld met chlooramfenicol, thiabendazool en cycloheximide (CTC-medium).

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het doel van deze studie is om de effectiviteit van het gebruik van insectenaas te vergelijken met kunstmatig selectief medium voor het isoleren van entomopathogene schimmels (EPF) uit bodemmonsters. De bodem is een rijke habitat voor micro-organismen, waaronder EPF, met name behorend tot de geslachten Metarhizium en Beauveria, die geleedpotige plagen kunnen reguleren. Biologische producten op basis van schimmels zijn voornamelijk beschikbaar op de markt voor de bestrijding van geleedpotigen in de landbouw. Ondanks de hoge endemische biodiversiteit worden wereldwijd slechts enkele stammen gebruikt in commerciële bioproducten. In de huidige studie werden 524 bodemmonsters gekweekt op aardappel dextrose agar verrijkt met gistextract aangevuld met chlooramfenicol, thiabendazool en cycloheximide (CTC-medium). De groei van schimmelkolonies werd gedurende 3 weken waargenomen. Alle Metarhizium en Beauveria EPF werden morfologisch geïdentificeerd op geslachtsniveau. Bovendien werden sommige isolaten moleculair geïdentificeerd op soortniveau. Vierentwintig van deze 524 bodemmonsters werden ook onderzocht op EPF-voorkomen met behulp van de insectenaasmethode (Galleria mellonella en Tenebrio molitor). In totaal werden 51 EPF-stammen geïsoleerd (41 Metarhizium spp. en 10 Beauveria spp.) uit de 524 bodemmonsters. Alle schimmelstammen werden geïsoleerd uit akkerland of graslanden. Van de 24 monsters die ter vergelijking werden geselecteerd, was 91,7% positief voor EPF met Galleria-aas , 62,5% met Tenebrio-aas en 41,7% met CTC. Onze resultaten suggereerden dat het gebruik van insectenaas om de EPF uit de grond te isoleren efficiënter is dan het gebruik van het CTC-medium. De vergelijking van isolatiemethoden naast de identificatie en conservering van EPF heeft een positieve invloed op de kennis over biodiversiteit. De verbetering van de EPF-collectie ondersteunt wetenschappelijke ontwikkeling en technologische innovatie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De bodem is de bron van verschillende micro-organismen, waaronder entomopathogene schimmels (EPF). Deze specifieke groep schimmels wordt herkend aan hun vermogen om geleedpotige gastheren, vooral insecten, te koloniseren en vaak te doden1. Na isolatie, karakterisering, selectie van virulente stammen en registratie worden EPF massaal geproduceerd voor geleedpotige plaagbestrijding, wat hun economische relevantie ondersteunt2. Dienovereenkomstig wordt de isolatie van EPF beschouwd als de eerste stap naar de ontwikkeling van een biopesticide. Beauveria spp. (Hypocreales: Cordycipitaceae) en Metarhizium spp. (Hypocreales: Clavicipitaceae) zijn de meest voorkomende schimmels die worden gebruikt voor geleedpotige plaagbestrijding3. EPF is met succes geïsoleerd uit de bodem, geleedpotigen met zichtbare mycose, gekoloniseerde planten en planten rhizosfeer 4,5.

Isolatie van EPF kan ook nuttig zijn om de diversiteit, verspreiding en ecologie van deze specifieke groep te bestuderen. Recente literatuur meldde dat het gebruik van EPF wordt onderschat, onder verwijzing naar verschillende onconventionele toepassingen van EPF, zoals hun vermogen om de plantengroei te verbeteren4, om giftige verontreinigingen uit de bodem te verwijderen en om te worden gebruikt in de geneeskunde6. Deze studie heeft tot doel de efficiëntie van het isoleren van EPF uit de bodem met behulp van insectenaas te vergelijken met kunstmatig kweekmedium 7,8,9. Het gebruik van Galleria mellonella L. (Lepidoptera: Phyralidae) als insectenaas in de context van EPF-isolatie is goed geaccepteerd. Deze larven worden wereldwijd door de wetenschappelijke gemeenschap gebruikt als een experimenteel model om gastheer-pathogeen interactieste bestuderen 10,11. Tenebrio molitor L. (Coleoptera: Tenebrionidae) larve wordt beschouwd als een ander insectenmodel voor studies met virulentie en voor isolatie van EPF, omdat dit insect gemakkelijk te zeldzaam is in het laboratorium tegen lage kosten 7,12.

Cultuuronafhankelijke methoden zoals het gebruik van verschillende PCR-technieken kunnen worden toegepast om EPF op hun substraten, waaronder bodem13,14, te detecteren en te kwantificeren. Niettemin, om deze schimmelkolonies goed te isoleren, moet hun substraat worden gekweekt op een selectief kunstmatig medium9, of de schimmels die in de monsters aanwezig zijn, kunnen worden gelokt met behulp van gevoelige insecten15. Aan de ene kant is CTC een dodinevrij kunstmatig medium dat bestaat uit aardappel dextrose agar verrijkt met gistextract aangevuld met chlooramfenicol, thiabendazool en cycloheximide. Dit medium is ontwikkeld door Fernandes et al. 9 om het herstel van natuurlijk voorkomende Beauveria spp. en Metarhizium spp. uit de bodem te maximaliseren. Aan de andere kant kunnen G. mellonella en T. molitorlarven ook met succes worden gebruikt als aas om EPF-isolaten uit de bodem te verkrijgen. Niettemin, volgens Sharma et al.15, rapporteerden minder studies het gelijktijdige gebruik en de vergelijking van deze twee aasinsecten. Portugese wijngaarden bodems vertoonden aanzienlijke herstel van Metarhizium robertsii (Metscn.) Sorokin met behulp van T. molitorlarven in vergelijking met G. mellonella-larven; daarentegen Beauveria bassiana (Bals. -Criv.) Vuill isolatie werd in verband gebracht met het gebruik van G. mellonella aas15. Daarom moet de beslissing welke EPF-isolatiemethode moet worden gebruikt (d.w.z. G. mellonella-bait, T. molitor-bait of CTC-medium) worden overwogen op basis van het doel van de studie en de laboratoriuminfrastructuur. Het doel van deze studie is om de effectiviteit van het gebruik van insectenaas te vergelijken met kunstmatig selectief medium voor het isoleren van EPF uit bodemmonsters.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Omdat de huidige studie toegang had tot Braziliaans genetisch erfgoed, werd het onderzoek geregistreerd bij het National System for the Management of Genetic Heritage and Associated Traditional Knowledge (Sisgen) onder de code AA47CB6.

1. Bodembemonstering

  1. Verzamel 800 g grond (met of zonder invallende secundaire plantenwortels) tot een diepte van 10 cm met behulp van een kleine schop. Bewaar ze in polypropyleen zakken bij kamertemperatuur tot het begin van het experiment.
    OPMERKING: Kleine wortels kunnen ook worden verzameld omdat EPF naar verluidt rhizosfeercompetentie heeft. Hoe sneller de verwerking van de monsters, hoe beter omdat de schimmelsporen na verloop van tijd minder levensvatbaar kunnen zijn. In de huidige studie werden monsters niet meer dan 7 dagen na de verzameling geanalyseerd.
  2. Gebruik een GPS om de locatie van de verzamelde monsters in lengte- en breedtegraad te identificeren en het verzamelde gebied te classificeren op basis van het type grond (bijvoorbeeld graslanden, inheems regenwoud, meeroevers of akkerlanden).

2. Isolatiemethoden voor entomopathogene schimmels

  1. Isolatie met behulp van CTC selectief kunstmatig medium.
    1. Om het CTC-medium [aardappeldextrose-agar plus gistextract (PDAY) aangevuld met 0,5 g / L chlooramfenicol, 0,001 g / L thiabendazool en 0,25 g / L cycloheximide9] te bereiden, weegt u alle reagentia afzonderlijk, mengt u ze in gedestilleerd water en steriliseert u het medium in autoclaaf. In een bioveiligheidskast, plaat 23 ml van het medium in 60 mm x 15 mm petriplaten.
      LET OP: Gebruik tijdens het wegen van CTC-reagentia een laboratoriumjas, masker, handschoenen en een bril omdat cycloheximide en chlooramfenicol giftig zijn.
    2. Weeg 0,35 ± 0,05 g van elk bodemmonster (met of zonder wortels) en plaats het in een microbuisje van 1,5 ml.
    3. Voeg in een bioveiligheidskast 1 ml steriele 0,01% (vol / vol) polyoxyethyleensorbitaanmonooleaat waterige suspensie toe aan de microbuis met aarde en vortex gedurende 30 s.
    4. Verwijder 50 μL van het supernatant en pipetteer het op het midden van petriplaten met CTC-medium. Dispergeer de suspensies homogeen op het oppervlak van het medium met behulp van een steriele Drigalski-spatel (diameter van 6 mm).
      OPMERKING: Voor elk bodemmonster moeten ten minste drie replicaties worden voorbereid.
    5. Incubeer de platen in klimaatkamers (25 ± 1 °C, relatieve vochtigheid ≥80%) in het donker en observeer de groei van schimmelkolonies na 7, 14 en 21 dagen incubatie.
    6. Observeer de macromorfologie en micromorfologie van de schimmelkolonies die op zoek zijn naar EPF. Breng de EPF-culturen over naar aardappel dextrose agar medium plus 0,05% chlooramfenicol (PDAC) totdat zuivere culturen zijn verkregen.
      OPMERKING: Gebruik de beschrijvingssleutels hieronder in stap 3 voor de identificatie van EPF-kolonies.
  2. Isolatie met behulp van insectenaas
    1. Gebruik oppervlakte-gedesinfecteerde G. mellonella en T. molitor late-stage larven. Dompel de larven gedurende 1 minuut onder in 0,5% natriumhypochloriet voor sterilisatie. Was de larven twee keer met steriel water.
      OPMERKING: G. mellonella-larven uit de vierde fase werden in dit onderzoek gebruikt. T. molitor larvale stadia waren niet gestandaardiseerd.
    2. Gebruik plastic potten om het aas in elkaar te zetten. Voeg 250 g verzameld aarde toe aan elke plastic pot (98 mm breedte x 47 mm hoogte x 142 mm lengte). Scheid 15 larven van elke soort (T. molitor en G. mellonella) en zet vijf larven per plastic pot af. Bewaar de potten bij 25 ± 1 °C en relatieve vochtigheid ≥ 80% in het donker.
      OPMERKING: Boor 10 kleine gaatjes (2 mm in diameter) in de potdeksels om ventilatie mogelijk te maken. Een scherp verwarmd ijzeren apparaat kan worden gebruikt om de gaten te boren.
    3. Homogeniseer de grond om de andere dag om maximaal contact van larven met grond mogelijk te maken.
      OPMERKING: Vocht is belangrijk om de schimmelinfectie van larven te ondersteunen. Om vocht in de grond te houden, spuit steriel gedestilleerd water op het bodemoppervlak wanneer dat nodig is. Week het bodemmonster niet in water.
    4. Analyseer de potten dagelijks op zoek naar dode insecten.
      OPMERKING: Observeer de resterende larven in de kolonie dagelijks voor ongewervelde pathologische tekenen om ervoor te zorgen dat de insecten niet worden geïnfecteerd. Als alternatief kunnen controlepotten met steriele grond in het onderzoek worden opgenomen om de gezondheidsstatus van de insectenlarven te controleren.
    5. Verwijder dode insecten en steriliseer ze oppervlakkig met 0,5% natriumhypochloriet gedurende 1 minuut. Plaats de steriele insecten in een vochtige kamer (relatieve vochtigheid ≥ 80%) bij 25 ± 1 °C gedurende 7 dagen om de externalisatie van entomopathogene schimmels (mycose) te bevorderen.
    6. Oogst bij mycose de conidia van het insectenoppervlak. Gebruik een microbiologische lus om de conidia op PDAC-medium onder een stereoscopische microscoop te plaatsen. Plaats als alternatief de hele geïnfecteerde larven op het PDAC-medium. Incubeer de kweekplaten in een klimaatkamer bij 25 ± 1 °C en de relatieve vochtigheid ≥ 80%.
    7. Observeer de macromorfologie en micromorfologie van de schimmelkolonies op de platen om de identiteit van EPF te bevestigen. Herhaal het kweken op PDAC totdat zuivere schimmelkolonies zijn verkregen.
      OPMERKING: Gebruik de beschrijvingssleutels hieronder in stap 3 voor de identificatie van EPF-kolonies.

3. Identificatie van EPF (Metarhizium spp. en Beauveria spp.)

  1. Analyseer de macromorfologische kenmerken van de schimmelculturen op de platen (d.w.z. oppervlak en achterkant van kolonies, hun vorm, rand, groeisnelheid, kleur, textuur, diffuus pigment, exsudaten en luchtconidia) na 14 dagen bij 25 ± 1 ° C en relatieve vochtigheid ≥ 80%.
  2. Breng de luchtconidia over naar diaculturen (microcultuurtechniek)16 gedurende 3 dagen bij 25 ± 1 °C en relatieve vochtigheid ≥ 80% en kleur met lactofenolblauw om de microscopische kenmerken te observeren (d.w.z. rangschikking van conidia, conidioforen, vorm en grootte van conidia)17,18,19,20.
  3. Observeer de microscopische schimmelstructuren op 400x met behulp van een optische microscoop om de EPF-identificatie te bevestigen.
    OPMERKING: Morfologische sleutels voor EPF worden beschreven in de rapporten van Bischoff et al., Rehner et al., Seifert et al., en Humber 17,18,19,20. De macro- en micromorfologie van schimmelkolonies zijn de meest voorkomende criteria die worden gebruikt om filamenteuze schimmels op geslachtsniveau te identificeren. Afhankelijk van het geslacht van de EPF zullen deze morfologische kenmerken veranderen. Humber20 presenteert een identificatiesleutel voor belangrijke geslachten van schimmelentomopathogenen. Metarhizium spp. kolonies zijn bijvoorbeeld meestal cirkelvormig, poederachtig, vertonen verschillende tinten groen en kunnen exsudaat vertonen. Microscopisch gezien hebben deze kolonies conidiogene cellen die apicale zijn op breed vertakte, dicht met elkaar verweven conidioforen die een compact hymenium vormen, en cilindrisch tot ellipsoïde conidia in parallelle ketens die kolommen of plaatachtige massa's vormen. Beauveria spp. kolonies zijn meestal wit, poederachtig of katoenachtig. Ze vertonen conidiogene cellen met een verwijd basaal gedeelte dat zich aapisch in zigzagrichting uitstrekt. Beauveria conidioforen vormen dichte clusters van bolvormige conidia. Moleculaire analyses zijn nodig voor de identificatie van EPF op soortniveau.
  4. Uitvoeren van moleculaire analyses op de isolaten voor taxonomische identificatie op soortniveau. Voor de EPF-stammen die in deze studie zijn geïsoleerd, namelijk Metarhizium spp. en Beauveria spp., voeren moleculaire analyses uit op basis van de rapporten van Bischoff et al.17 en Rehner et al.18.
  5. Nadat u hebt bevestigd dat de isolaten EPF zijn, deponeert u de isolaten in een verzameling schimmelculturen. In de huidige studie werden de isolaten afgezet in de entomopathogene schimmelculturencollectie van het Laboratory of Microbial Control (LCM) aan de Federal Rural University of Rio de Janeiro.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een totaal van 524 bodemmonsters werden verzameld van grasland: veeweide (165 monsters), inheems tropisch bos (90 monsters), meer (42 monsters) en gecultiveerd / akkerland (227 monsters) tussen 2015 en 2018 in de staat Rio de Janeiro, Brazilië. Details over de geografische coördinaten van monsters die positief zijn voor EPF zijn gegeven in aanvullende tabel 1.

Van de 524 bodemmonsters werden 500 monsters alleen geanalyseerd met behulp van CTC-medium en 24 monsters werden gelij...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Natuurlijke en agrarische bodemhabitats zijn typische omgevingen voor EPF22 en een uitstekend natuurlijk reservoir. In de huidige studie werden twee methoden van EPF-isolatie met behulp van insectenaas versus selectief medium behandeld. De eerste stap voor isolatie is het verzamelen van de bodemmonsters. Een goede opslag en identificatie van bodemmonsters zijn cruciaal. Informatie over de breedtegraad, lengtegraad, bodemtype en bioom is essentieel voor studies met epidemiologische, modellerings- e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen belangenverstrengeling.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd gedeeltelijk gefinancierd door de Coordenacão de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) uit Brazilië, financieringscode 001, Fundação Carlos Chagas Filho de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ) (projectnummer E-26/010.001993/2015), en Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) uit Brazilië.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AutoclaafPhoenix Luferco9451
BioveiligheidskabinetAirstream ESCOAC2-4E3
ChloramfenicolSigma-AldrichC0378
KlimaatkamersEletrolabEL212/3
DekglasRBR3871
CycloheximideSigma-AldrichC7698
Drigalski-spatelMarienfeld1800024
GPS appGeolocatie app2.1.2005
Lactofenolblauw oplossingSigma-Aldrich61335
MicroscoopZeiss Axio star plus1169 149
MicroscoopcameraZeiss Axiocam 105 color426555-0000-000
MicroscoopsoftwareZen lite Zeiss 3.0
MicroscoopglasOlenk5-7105-1
MicrobuisjeBRANDZ336769-1PAK
PetrischalenKasviK30-6015
PipettipVattenVT-230-200C/VT-230-1000C
PipetHTL - LabmateproLMP 200 / LMP 1000
Kunststof pottenPrafesta descartáveis8314
Polypropyleen zakkenExtrusa38034273/5561
Aardappeldextrose-agarKasviK25-1022
Prism-software 9.1.2Graph Pad
SchopTramontina77907009
Tenebrio mollitorSafariQP98DLZ36
ThiabendazolSigma-AldrichT8904
Tween 80Vetec60REAVET003662
VortexBiomixerQL-901
GistextractKasviK25-1702

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roberts, D. W., St. Leger, R. J. Metarhizium spp., cosmopolitan insect-pathogenic fungi: Mycological aspects. Advances in Applied Microbiology. 54, 1-70 (2004).
  2. do Nascimento Silva, J., et al. New cost-effective bioconversion process of palm kernel cake into bioinsecticides based on Beauveria bassiana and Isaria javanica. Applied Microbiology and Biotechnology. 102 (6), 2595-2606 (2018).
  3. Faria, M. R., Wraight, S. P. Mycoinsecticides and Mycoacaricides: A comprehensive list with worldwide coverage and international classification of formulation types. Biological Control. 43 (3), 237-256 (2007).
  4. Vega, F. V. The use of fungal entomopathogens as endophytes in biological control: a review. Applied Mycology. 110 (1), 4-30 (2018).
  5. Sharma, L., et al. Advances in entomopathogen isolation: A case of bacteria and fungi. Microorganisms. 9 (1), 1-28 (2021).
  6. Litwin, A., Nowak, M., Różalska, S. Entomopathogenic fungi: unconventional applications. Reviews in Environmental Science and Bio/Technology. 19, 23-42 (2020).
  7. Kim, J. C., et al. Tenebrio molitor-mediated entomopathogenic fungal library construction for pest management. Journal of Asia-Pacific Entomology. 21 (1), 196-204 (2018).
  8. Meyling, N., Eilenberg, J. Ocurrence and distribution of soil borne entomopathogenic fungi within a single organic agroecosystem. Agriculture, Ecosystems and Environment. 113 (1), 336-341 (2006).
  9. Fernandes, E. K. K., Keyser, C. A., Rangel, D. E. N., Foster, R. N., Roberts, D. W. CTC medium: A novel dodine-free selective medium for isolating entomopathogenic fungi, especially Metarhizium acridum, from soil. Biological Control. 54 (3), 197-205 (2010).
  10. Ortiz-Urquiza, A., Keyhani, N. O. Molecular genetics of Beuveria bassiana infection of insects. Advantages in Genetics. 94, 165-249 (2016).
  11. Pereira, M. F., Rossi, C. C., Silva, G. C., Rosa, J. N., Bazzolli, M. S. Galleria mellonella as infection model: an in depth look at why it works and practical considerations for successful application. Pathogens and Disease. 78 (8), (2020).
  12. Souza, P. C., et al. Tenebrio molitor (Coleoptera: Tenebrionidae) as an alternative host to study fungal infections. Journal of Microbiological Methods. 118, 182-186 (2015).
  13. Canfora, L., et al. Development of a method for detection and quantification of B. brongniartii and B. bassiana in soil. Scientific Reports. 6, 22933(2016).
  14. Garrido-Jurado, I., et al. Transient endophytic colonization of melon plants by entomopathogenic fungi after foliar application for the control of Bemisia tabaci Gennadius (Hemiptera: Aleyrodidae). Journal of Pest Science. 90, 319-330 (2016).
  15. Sharma, L., Oliveira, I., Torres, L., Marques, G. Entomopathogenic fungi in Portuguese vineyards soils: suggesting a 'Galleria-Tenebrio-bait method' as bait-insects Galleria and Tenebrio significantly underestimate the respective recoveries of Metarhizium (robertsii) and Beauveria (bassiana). MycoKeys. 38, 1-23 (2018).
  16. Riddell, R. W. Permanent stained mycological preparations obtained by slide culture. Mycologia. 42 (2), 265-270 (1950).
  17. Bischoff, J., Rehner, S. A., Humber, R. A. A multilocus phylogeny of the Metarhizium anisopliae lineage. Mycologia. 101 (4), 512-530 (2009).
  18. Rehner, S. A., et al. Phylogeny and systematics of the anamorphic, entomopathogenic genus Beauveria. Mycologia. 103 (5), 1055-1073 (2011).
  19. Seifert, K. A., Gams, W. Anamorphs of Clavicipitaceae, Cordycipitaceae and Ophiocordycipitaceae. The Genera of Hyphomycetes. CBS Biodiversity Series. CBS-KNAW Fungal Biodiversity Centre. Seifert, K. A., Morgan-Jones, G., Gams, W., Kendrick, B. 9, 903-906 (2011).
  20. Humber, R. A. Identification of entomopathogenic fungi. Manual of Techniques in Invertebrate Pathology., 2nd ed. Lacey, L. A. , Academic Press. Washington. 151-187 (2012).
  21. Mesquita, E., et al. Efficacy of a native isolate of the entomopathogenic fungus Metarhizium anisopliae against larval tick outbreaks under semifield conditions. BioControl. 65 (3), 353-362 (2020).
  22. St Leger, R. J. Studies on adaptations of Metarhizium anisopliae to life in the soil. Journal of Invertebrate Pathology. 98 (3), 271-276 (2008).
  23. Mar, T. T., Suwannarach, N., Lumyong, S. Isolation of entomopathogenic fungi from Nortern Thailand and their production in cereal grains. World Journal of Microbiology and Biotechnology. 28 (12), 3281-3291 (2012).
  24. Rocha, L. F. N., Inglis, P. W., Humber, R. A., Kipnis, A., Luz, C. Occurrence of Metarhizium spp. in central Brazilian soils. Journal of Basic Microbiology. 53 (3), 251-259 (2013).
  25. Quesada-Moraga, E., Navas-Cortés, J. A., Maranhao, E. A. A., Ortiz-Urquiza, A., Santiago-Álvarez, C. Factors affecting the occurrence and distribution of entomopathogenic fungi in natural and cultivated soils. Mycological Research. 111 (8), 947-966 (2007).
  26. Mora, M. A. E., Rouws, J. R. C., Fraga, M. E. Occurrence of entomopathogenic fungi in atlantic forest soils. Microbiology Discovery. 4 (1), 1-7 (2016).
  27. Goble, T. A., Dames, J. F., Hill, M. P., Moore, S. D.The effects of farming system, habitat type and bait type on the isolation of entomopathogenic fungi from citrus soils in the Eastern Cape Province, South Africa. BioControl. 55 (3), 399-412 (2010).
  28. Medo, J., Cagáň, L. Factors affecting the occurrence of entomopathogenic fungi in soils of Slovakia as revealed using two methods. Biological Control. 59 (2), 200-208 (2011).
  29. Chase, A. R., Osborne, L. S., Ferguson, V. M. Selective isolation of the entomopathogenic fungi Beauveria bassiana and Metarhizium anisopliae from an artificial potting medium. Florida Entomologist. 69, 285-292 (1986).
  30. Liu, Z. Y., Milner, R. J., McRae, C. F., Lutton, G. G. The use of dodine in selective media for the isolation of Metarhizium spp. from soil. Journal of Invertebrate Pathology. 62, 248-251 (1993).
  31. Rangel, D. E. N., Dettenmaier, S. J., Fernandes, E. K. K., Roberts, D. W. Susceptibility of Metarhizium spp. and other entomopathogenic fungi to dodine-based selective media. Biocontrol Science and Technology. 20 (4), 375-389 (2010).
  32. Keller, S., Kessler, P., Schweizer, C. Distribution of insect pathogenic soil fungi in Switzerland with special reference to Beauveria brongniartii and Metharhizium anisopliae. BioControl. 48 (3), 307-319 (2003).
  33. Enkerli, J., Widmer, F., Keller, S. Long-term field persistence of Beauveria brongniartii strains applied as biocontrol agents against European cockchafer larvae in Switzerland. Biological Control. 29 (1), 115-123 (2004).
  34. Imoulan, A., Alaoui, A., El Meziane, A. Natural occurrence of soil-borne entomopathogenic fungi in the Moroccan endemic forest of Argania spinosa and their pathogenicity to Ceratitis capitata. World Journal of Microbiology and Biotechnology. 27 (11), 2619-2628 (2011).
  35. Keyser, C. A., De Fine Licht, H. H., Steinwender, B. M., Meyling, N. V. Diversity within the entomopathogenic fungal species Metarhizium flavoviride associated with agricultural crops in Denmark. BMC Microbiology. 15 (1), 1-11 (2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Lokmethode voor insectenartificieel selectief mediumMetarhizium soortenBeauveria soortenCTC mediumisolatie van schimmelsmorfologische identificatiebiologische bestrijdingsmiddelen

Gerelateerde artikelen