Methodenartikel

Evaluatie van auditieve hersenstamrespons bij kippenbroedjes

4.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63477

⸱

1 april 2022

 ,  ,  , 
1Roxelyn and Richard Pepper Department of Communication Sciences and Disorders, Northwestern University, 2Knowles Hearing Research Center, Northwestern University, 3Department of Neurobiology, Northwestern University

In dit artikel

Samenvatting

We hebben standaard auditieve hersenstamrespons (ABR) technieken gebruikt en toegepast op broedkippen, een vroegrijp vogelmodel voor auditieve functie. Het protocol schetst diervoorbereidings- en ABR-acquisitietechnieken in detail, met stappen die zich kunnen vertalen naar andere vogel- of knaagdiermodellen.

Samenvatting

De auditieve hersenstamrespons (ABR) is een onschatbare test in klinische audiologie, niet-menselijke dieren en menselijk onderzoek. Ondanks het wijdverbreide gebruik van ABRs bij het meten van auditieve neurale synchronie en het schatten van de gehoorgevoeligheid in andere gewervelde modelsystemen, zijn methoden voor het registreren van ABRs in de kip in bijna vier decennia niet gerapporteerd. Kippen bieden een robuust dieronderzoeksmodel omdat hun auditieve systeem bijna functioneel rijpt tijdens late embryonale en vroege broedstadia. We hebben methoden gedemonstreerd die worden gebruikt om een of tweekanaals ABR-opnames uit te lokken met behulp van subdermale naaldelektrode-arrays in kippenbroedjes. Ongeacht de elektrode-opnameconfiguratie (d.w.z. montage), omvatten ABR-opnames 3-4 positief lopende piekgolfvormen binnen de eerste 6 ms van een suprathreshold-klikprikkel. Piek-tot-dalgolfvormamplitudes varieerden van 2-11 μV bij hoge intensiteitsniveaus, waarbij positieve pieken verwachte latentie-intensiteitsfuncties vertoonden (d.w.z. toename van de latentie als functie van verminderde intensiteit). Gestandaardiseerde oortelefoonpositie was van cruciaal belang voor optimale opnames, omdat een losse huid de gehoorgang kan afsluiten en dierlijke beweging de stimulustransducer kan losmaken. Piekamplitudes waren kleiner en latenties waren langer naarmate de lichaamstemperatuur van dieren daalde, wat de noodzaak voor het handhaven van fysiologische lichaamstemperatuur ondersteunde. Voor jonge jongen (<3 uur na het uitkomen dag 1) werden de drempels verhoogd met ~ 5 dB, pieklatenties namen toe ~ 1-2 ms en piek tot dal amplitudes waren verlaagd ~ 1 μV in vergelijking met oudere jongen. Dit suggereert een mogelijk geleidend gerelateerd probleem (d.w.z. vloeistof in de middenoorholte) en moet worden overwogen voor jonge jongen. Over het algemeen maken de hier beschreven ABR-methoden een nauwkeurige en reproduceerbare registratie van de in-vivo auditieve functie bij kippenbroedjes mogelijk die kan worden toegepast op verschillende stadia van ontwikkeling. Dergelijke bevindingen zijn gemakkelijk te vergelijken met menselijke en zoogdiermodellen van gehoorverlies, veroudering of andere auditief gerelateerde manipulaties.

Inleiding

De studie van opgeroepen neurale reacties op geluidsprikkels dateert van meer dan een halve eeuw1. De auditieve hersenstamrespons (ABR) is een opgeroepen potentieel dat al tientallen jaren wordt gebruikt als een maat voor de auditieve functie bij zowel niet-menselijke dieren als mensen. De menselijke ABR presenteert met vijf tot zeven golfvormpieken conventioneel gelabeld met Romeinse cijfers (I-VII)2. Deze pieken worden geanalyseerd op basis van hun latentie (tijd van optreden in milliseconden) en amplitude (piek-tot-dalgrootte in microvolts) van de neurale responsen. De ABR speelt een belangrijke rol bij het evalueren van de functie en integriteit van de gehoorzenuw, evenals de gevoeligheid van de hersenstam en gehoordrempel. Tekorten in het auditieve systeem resulteren in afwezige, verminderde, langdurige of abnormale ABR-latenties en amplitudes. Opmerkelijk is dat deze parameters bijna identiek zijn bij mensen en andere dieren, waardoor het een consistente objectieve test is van de auditieve functie van gewervelde modellen3.

Een dergelijk modelsysteem is de kip, en het is vooral handig om verschillende redenen. Vogels kunnen worden geclassificeerd als altriciaal of precocial4. Altricial vogels komen uit met zintuigen die nog in ontwikkeling zijn; kerkuilen vertonen bijvoorbeeld pas vier dagen na luik5 een consistente ABR. Vroegrijpe dieren zoals de kip komen uit met bijna volwassen zintuigen. Het begin van het gehoor treedt op bij de embryonale ontwikkeling, zodat dagen voor het uitkomen (embryonale dag 21), het auditieve systeem in de buurt van functionele rijpingis 6,7,8. Altriciale vogels en de meeste zoogdiermodellen zijn gevoelig voor extrinsieke factoren die de ontwikkeling beïnvloeden en vereisen veehouderij totdat het gehoor volwassen is. Kippen-ABRs kunnen dezelfde dag als het luik worden uitgevoerd, waardoor de behoefte aan voeding of een verrijkte omgeving wordt opgegeven.

De embryonale kip is een goed bestudeerd model voor fysiologie en ontwikkeling, vooral in de auditieve hersenstam. Specifieke structuren omvatten de cochleaire kern van de kip, verdeeld in nucleus magnocellularis (NM) en nucleus angularis (NA), en de aviaire correlatie van de mediale superieure olijf bekend als nucleus laminaris (NL)6,7. De ABR is ideaal om te focussen op de centrale auditieve functie vóór het niveau van de voorhersenen en cortex. Vertaling tussen in-vivo ABR-metingen en in-vitro neuronale studies van ontwikkeling8, fysiologie9, tonotopie10 en genetica11,12 biedt ideale onderzoeksmogelijkheden die studies van de algehele auditieve functie ondersteunen.

Hoewel de ABR uitgebreid is bestudeerd in zoogdiermodellen, is er minder aandacht geweest voor vogels. Eerdere aviaire ABR-studies omvatten karakteriseringen van de grasparkiet13, specht14, meeuw15, duikvogels16, zebravink17, dagactieve roofvogels18, kanarie19, drie soorten uil 5,20,21,22 en kip23. Gezien de bijna vier decennia sinds de laatste grondige karakterisering van de kip ABR, zijn veel van de eerder gebruikte apparatuur en technieken veranderd. Inzichten uit studies in andere vogelmodellen kunnen helpen bij het ontwikkelen van de moderne ABR-methodologie voor kippen, terwijl ze ook dienen als een vergelijking met de kip-ABR. Dit artikel zal de experimentele opstelling en het ontwerp schetsen om ABR-registratie bij broedkippen mogelijk te maken die ook kan worden toegepast op embryonale ontwikkelingsstadia en andere kleine knaagdier- en vogelmodellen. Bovendien, gezien de vroegrijpe ontwikkeling van de kip, kunnen ontwikkelingsmanipulaties worden uitgevoerd zonder uitgebreide veehouderij. Manipulaties aan een zich ontwikkelend embryo kunnen slechts een paar uur nadat het dier uitkomt met bijna volwassen gehoorvermogen worden geëvalueerd.

Protocol

De hier beschreven experimenten werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) van Northwestern University en uitgevoerd in overeenstemming met de National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.

1. Kippenhouderij

  1. Verkrijg bevruchte kippeneieren met witte beenhoorn.
    OPMERKING: Er zijn verschillende kippenrassen die in wetenschappelijk onderzoek worden gebruikt, maar de hier getoonde resultaten zijn van witpoothoornkip (Gallus gallus domesticus). Hoewel ABR-variabiliteit tussen rassen onbekend is, zijn er enkele verschillen gevonden bij het vergelijken van volwassen eierleggende kippen met vleesproducerende vleeskuikens24,25.
  2. Broed eieren uit bij 38 °C, vochtigheid bij 50%, gedurende 21 dagen vóór de gewenste testdatum.
    OPMERKING: Als eieren niet onmiddellijk worden bebroed bij 38 °C, kunnen ze worden bewaard bij 14 °C, vochtigheid bij 40%. Hoe langer eieren echter bij 14 °C worden gehouden, hoe kleiner de kans dat ze zich ontwikkelen tot levensvatbare jongen. Na 7 dagen kan de levensvatbaarheid van eieren dalen tot 50%, afhankelijk van hoe lang eieren bij 14 °C worden bewaard. De levensvatbaarheid van eieren zal ook in de wintermaanden afnemen.
  3. Draai de eieren periodiek 2-3 keer per dag. De meeste incubators hebben een mechanisme om dit automatisch uit te voeren.
  4. Als u een piepschuimincubator of een broedmachine met meer dan 6 eieren gebruikt, breng de eieren dan de dag voor het uitkomen, embryonale dag 20 (E20), over naar een kleine incubator van 38 °C. Eieren moeten 21 dagen (E21) uitkomen nadat ze in de broedmachine zijn geplaatst.
    OPMERKING: Tijdens het uitkomen begint het dier uit het ei te "pikken", waardoor er een klein gaatje ontstaat dat uiteindelijk rond het hele ei gaat. Als de omstandigheden te droog zijn, kan het ei opdrogen en kan het dier niet uitkomen. De luchtvochtigheid moet rond de 50% worden gehouden, op basis van eerdere studies over de levensvatbaarheid van het uitkomen van eieren 26,27,28,29.
  5. Bepaal de leeftijd van het dier. Als het luik niet persoonlijk wordt gezien, is de enige indicatie van leeftijd de 2-3 uur die nodig is voordat het vruchtwater droog is.
    OPMERKING: De broedmachine moet dagelijks grondig worden gereinigd met 70% isopropylalcohol op basis van het aantal jongen dat wordt verwerkt. Kippenjongen laten vaak uitwerpselen, veren en vruchtwater achter in de incubator, wat de omstandigheden en luchtkwaliteit kan vervuilen.

2. Bereiding van geneesmiddelen

  1. Weeg het dier door het in een grote weegboot te plaatsen. Met een voldoende zachte plaatsing mag het dier niet bewegen.
    OPMERKING: Massa kan variëren van 30-45 g. Jongere dieren zijn vaak zwaarder door dooierreserves en het nog niet uitscheiden van afval. Oudere dieren die de leeftijd van 24 uur naderen en P2 wegen meestal minder.
  2. Bereid een verdovende cocktail van Ketamine (100 mg / ml) en Xylazine (20 mg / ml) zodanig dat de dosering 50 mg / kg Ketamine en 16,68 mg / kg Xylazine is op basis van dierlijk gewicht.
    OPMERKING: Deze medicijncocktail kan worden gemaakt met 1 ml ketamine (100 mg / ml), 1,5 ml Xylazine (20 mg / ml) en 2,5 ml H2O. Anesthetische cocktailinjecties variëren van 0,05-0,1 ml op basis van het bereik van 30-45 g in dierlijk gewicht.

3. Drugsinjectie en diervoorbereiding

  1. Houd het dier in één hand en zorg ervoor dat je de poten naar beneden houdt.
  2. Voel voor het borstbeen van het dier, de kiel. Aan weerszijden van de kiel bevindt zich een borstspier.
  3. Gebruik een naald en spuit van 29 G om 5 mm in de huid te dringen en injecteer de Ketamine / Xylazine-cocktail in de borstspier. Injecteer tussen 0,05-0,1 ml op basis van het gewicht van het dier.
  4. Plaats het dier na injectie terug in de couveuse. Houd de lichaamstemperatuur van het dier een paar minuten vast terwijl de verdoving effect heeft.
    1. Gebruik een tang om in de teen van het dier te knijpen en controleer of de nek slap is. Als er geen reflex en een slappe nek is, is het dier bewusteloos.
  5. Bepaal het geslacht van de kip met behulp van zijn vleugelveren. Als de veren allemaal even lang zijn, is het dier mannelijk. Als de veren in lengte variëren, is het dier vrouwelijk30.
    OPMERKING: Een andere methode om het dier te seksen is ventileren. De mannelijke genitaliën zijn te zien in de cloaca31. Deze methode is erg moeilijk en kan het dier schaden als het niet correct wordt gedaan. Het wordt aanbevolen om de vleugelveermethode te gebruiken.
  6. Breng ontharingscrème met een wattenstaafje aan op het hoofd- en nekgebied, vooral in de buurt van de ooropening voor de vogel.
  7. Gebruik 70% isopropylalcoholdoekjes om veren, eventuele resterende ontharingscrème en de huid op het hoofd en de nek af te vegen.
  8. Gebruik een 70% isopropylalcoholdoekje om de subdermale elektroden en rectale sonde te steriliseren.
  9. Plaats het dier in een geluidsisolatie en elektrisch afgeschermde kamer. Zorg ervoor dat de omgeving minimale elektrische en akoestische ruis heeft voor de beste opnames.
    OPMERKING: De experimenten hier werden gedaan in een aangepaste geluidsgeïsoleerde behuizing van 24 x 24 x 25 inch. Elke kamer of kamer die akoestisch geluid elimineert, evenals elektrisch geluid van afwisselende elektrische stroom (60 Hz in de Verenigde Staten), is voldoende.
  10. Gebruik een verwarmingskussen of temperatuurregelingssysteem om de lichaamstemperatuur van dieren te handhaven.
  11. Plaats de gesmeerde rectale sonde om ervoor te zorgen dat de temperatuur van het dier tussen 37-41 °C (98,6-105 °F)32,33 blijft.
    OPMERKING: Als de sonde een verkeerde maat heeft, kan het dier bovenop de temperatuursonde liggen.
  12. Bevestig het hoofd van het dier op zijn plaats of laat de snavel tegen een voorwerp rusten om ongewenste bewegingen te voorkomen. Dit kan met modelleerklei als de ademhaling niet wordt belemmerd.
  13. Dien een aanvullende injectie met een verdovingscocktail toe die de helft van de oorspronkelijke dosering is als het dier tijdens het testen weer bij bewustzijn komt.
    OPMERKING: Elke lichaamsbeweging of vocalisatie is een teken dat een supplement dosering moet worden toegediend. Minuscule snavelbewegingen geven de ademhaling aan en zijn acceptabel.

4. Plaatsing van de elektrode

  1. Gebruik drie roestvrijstalen, zilverchloride naaldelektroden met de volgende aanduidingen: de referentie-elektrode, de actieve elektrode en de gemeenschappelijke grondelektrode.
    OPMERKING: De referentie-elektrode wordt ook wel omkerend of "-" genoemd. De actieve elektrode wordt ook wel non-inverter of "+" genoemd.
  2. Plaats elke elektrode sub-thermisch 2-3 mm in het hoofd, maar niet diep genoeg om de schedel te penetreren. Gebruik elektroden met een lengte van 7 mm en een diameter van 0,4 mm.
  3. Prik de elektrode uit de huid en stel de punt bloot. Dit helpt om contact met de huid te minimaliseren en zorgt voor een consistente inbrengdiepte bij dieren34.
    OPMERKING: De elektrodedraad moet voldoende speling hebben, zodat er na het plaatsen van de elektrode geen spanning is die hem eruit trekt of de huid strak trekt.
  4. Voor eenkanaalsopname plaatst u de actieve elektrode boven de schedel op de middellijn, tot aan de gehoorgang.
    1. Plaats de referentie-elektrode achter het oor waar de stimulus zal worden toegediend en plaats de grondelektrode achter de contralaterale gehoorgang in de nek.
      OPMERKING: Als u een operatie uitvoert aan de schedel of gehoorgang van het dier, plaatst u de referentie-elektrode in de nek op de middellijn van het dier. Zowel dit als stap 4.4.1 worden beschouwd als horizontale elektrode-opnamemontages.
  5. Gebruik voor tweekanaalsopnamen twee negatieve elektroden en een gecombineerde positieve elektrode waarvoor een adapterkabel nodig is. Plaats de grondelektrode subdermaal in de nek en één referentie-elektrode achter elke gehoorgang.
  6. Controleer de elektrode-impedantie. Zorg ervoor dat de totale elektrode-impedantie niet hoger is dan 5,0 kΩ. Houd de interelectrode impedantie onder 3,0 kΩ.

5. ABR opname

  1. Afhankelijk van de hardware en software van de acquisitie, moet u kalibratie uitvoeren voor de juiste geluidsniveaus voor de gebruikte stimulusfrequenties.
    OPMERKING: Kalibratietechnieken variëren afhankelijk van de apparatuur (zie discussie). Voor sommige programma's kan geluidsdemping binnen de software worden bewerkt. Kalibratieprocedures die hier werden uitgevoerd, omvatten het gebruik van een 1/8-inch B & K 4138-condensatormicrofoon om frequentieprikkels op te nemen in een gesloten koppelingssysteem dat de gehoorgang van het kuiken benaderde (~ 5 mm). Een kalibratietafel voor kippenbroedjes wordt geleverd als aanvullende tabel.
  2. Verplaats het geluidstransducerapparaat naar het actieve oor van het dier. Plaats de geluidstransducer op een geringe diepte van 2 mm in de gehoorgang.
    OPMERKING: Afhankelijk van de geluidstransducer kan een plastic speculum worden bevestigd en in de gehoorgang worden ingebracht. De plaatsing van het speculum is van cruciaal belang. Als het geluid wordt geblokkeerd door de kanaalwand of de gehoorgang wordt dichtgeknepen, zullen ABRs afwezig zijn of lijken op een verschuiving van ~ 40 dB in de drempel.
  3. Controleer het dier tijdens het testen of de resultaten er abnormaal of afwezig uitzien. Als dat het geval is, verplaatst u de geluidstransducer in de gehoorgang.
    OPMERKING: Omdat de huid los is en beweging van het dier mogelijk is, kan de plaatsing van het speculum verschuiven tijdens de opname. Met de juiste verdovingsinjectie en het dier volledig bewusteloos, kan de opname echter 30-45 minuten ononderbroken verlopen.

6. Data-acquisitie

  1. Gebruik voldoende apparatuur/software om geluidsprikkels te genereren en ABR-opnames op te nemen/te verkrijgen.
    OPMERKING: Er zijn veel commercieel beschikbare of aangepaste systemen voor ABR-acquisitie. Voor deze experimenten werd het in de handel verkrijgbare Intelligent Hearing Systems (IHS) SmartEP USB-platform gebruikt. Het vermogen om opnameparameters te manipuleren is van cruciaal belang; deze omvatten, maar zijn niet beperkt tot stimulusintensiteit, stimuluslengte, stimulusfrequentie, stimuluspresentatiesnelheid, high pass en low pass filter, artefact rejection, aantal sweeps, sampling rate, envelope shape en stimulus polarisatie.
  2. Stel de boven- en ondergrenzen van artefact rejection (AR) in op ±25 μV, zodat beweging of geluid van dieren tijdens een sweep die sweep uitsluit van de analyse. Over de geteste populatie werd minder dan 1% van de totale sweeps afgewezen vanwege artefacten.
  3. Verzamel ten minste 1024 sweeps om een grote gemiddelde respons te verkrijgen. Dit kan in twee opnames van elk 512 sweeps. Dit zorgt er ook voor dat de respons prikkel-opgewekt en herhaalbaar is.
  4. Stel de versterking in op 100.000, het laagdoorlaatfilter op 100 Hz en het hoogdoorlaatfilter op 3000 Hz.
    OPMERKING: De lage en hoge doorlaatfilterinstellingen waren optimaal voor opnames met het IHS-systeem. Daarom zijn deze parameters aanbevelingen. ABR-opnames bij andere vogelsoorten met behulp van de BIOSIG-software filterden het signaal tussen 30 en 3000 Hz 5,13,14,16,22.
  5. Stel de stimuluspresentatiesnelheid in tussen 10 en 20 stimuli per seconde. Hoge presentatiesnelheden zullen de ABR-pieklatentie verschuiven, vooral voor latere pieken13. Lage presentatiesnelheden verhogen de tijd die nodig is om de ABR te verwerven.
  6. Stel de tijdsduur van de klikprikkel in op 100 μs.
    1. Als u een tone burst-stimulus gebruikt, bewerkt u de frequentie en duur van de stimulus op basis van het gewenste effect. Een bereik van 100-4000 Hz werd gebruikt voor toonuitbarstingsstimuli, hoewel het bereik van gedragsmatig gehoor bij volwassen kippen varieert van 2-9000 Hz35.
      OPMERKING: In het IHS-systeem kan de stijgings- en valtijd van een toonuitbarstingsprikkel alleen worden gewijzigd als de spectrale envelopvorm een trapezium is. De cosinus in het kwadraat en Blackman-enveloppen bieden echter een vooraf ingestelde stijgings- en valtijd die vaak wordt gebruikt in ABR-experimenten met dieren. Het IHS-systeem kan de spectrale omhulling van een toonuitbarsting weergeven om de juiste stijgings- en valtijden te garanderen. De stijgings- en daltijd van een klikprikkel kan niet worden bewerkt in IHS.
  7. Stel de bemonsteringsfrequentie in op de hoogst toegestane waarde (meestal 40 kHz) voor gegevens met de beste resolutie.
    OPMERKING: Sommige systemen, waaronder IHS, gebruiken een beperkt aantal bemonsteringspunten en wijzigen de lengte van het opnamevenster. Een bemonsteringsfrequentie van 40 kHz (periode 25 μs) kan slechts een opnamevenster van 12 ms toestaan, dus om een toonuitbarsting ABR vast te leggen, werd een bemonsteringsfrequentie van 20 kHz (periode van 50 μs) gebruikt om een opnamevenster van 24 ms mogelijk te maken. Als u klik- en toonuitbarsting-ABRs rechtstreeks vergelijkt, houdt u de bemonsteringsfrequentie constant om dezelfde resolutie te behouden.
  8. Stel de stimuluspolarisatie in op afwisselend. Dit wordt gedaan om de visualisatie van de cochleaire microfonic uit ABR-opnames te elimineren. Om de cochleaire microfonie te visualiseren, gebruikt u zeldzaamheid of condensatie voor stimuluspolariteit.
    OPMERKING: Veel instellingen kunnen worden gewijzigd bij het selecteren van stimuli. De beschikbare versterkings- en filterinstellingen zijn mogelijk niet optimaal voor andere apparatuuropstellingen. Fabrieksinstellingen op de meeste ABR-machines zijn niet ingesteld voor opname in broedkip.
  9. Als u 512 sweeps registreert, combineert u twee afzonderlijke tests om een 1024-sweepgemiddelde te creëren.
  10. Voor een klik- of toonuitbarstingsprikkel krijgt u een ABR met een suprathreshold-intensiteit.
  11. Blijf opnemen met lagere en lagere intensiteiten totdat de opgeroepen respons niet langer kan worden geïdentificeerd.
  12. Definieer de ABR-drempel als de laagste stimulusintensiteit die een detecteerbare opgeroepen respons oproept. Verlaag de stimulusintensiteit met stappen van 5 dBSPL om de laagste stimulusintensiteit te vinden die een detecteerbare piek veroorzaakt.

7. Einde euthanasie en experiment

  1. Zodra ABRs zijn verkregen, bereidt u een overdosis (0,1 ml) euthanasie-oplossing (Pentobarbital Sodium 390 mg / ml Fenytoin Sodium 50 mg / ml).
  2. Na het gebruik van een teenknijp om te bevestigen dat er geen reflex is, injecteert u de euthanasie-oplossing in de borstspier met een naald van 29 G op een diepte van 5 mm. De injectietechniek is hetzelfde als de verdovingsinjectie.
    OPMERKING: Het dier verloopt na een paar minuten. Manipuleer of onthoofd het dier niet totdat er geen beweging wordt gedetecteerd. Een alternatieve euthanasietechniek is het uitvoeren van een intraveneuze injectie in de brachiale ader onder de vleugel.
  3. Zodra het dier niet reflexief is en de ademhaling en hartslag zijn gestopt, onthoofdt u snel met een scherpe schaar of schaar.
  4. Reinig het verwarmingskussen, de rectale sonde en de zilverchloride-elektroden met 70% isopropylalcoholdoekjes.
  5. Zorg ervoor dat alle verworven sporen zijn opgeslagen. Exporteer voor verdere analyse bestanden als .txt bestanden die kunnen worden bekeken in kladblok of geïmporteerd in een spreadsheet.

Resultaten

Representatieve ABR-opnames voor broedkuikens
De volgende representatieve en populatieresultaten zijn afkomstig van ABR-opnames gemaakt bij 43 dieren. Als reactie op een suprathreshold klikprikkel (75 dBSPL) werden consequent drie positief lopende pieken waargenomen over alle jongen. Deze pieken traden op binnen 6 ms na het begin van de stimulus. Zelden werd ook een vierde piek waargenomen bij ~ 6 ms. Terwijl de identificatie van ABR-pieken bij vogels varieerde tussen dieren (zie discussie), werden pieken gelabeld en geïdentificeerd als Romeinse cijfergolven I-IV. Een representatieve ABR-golfvorm met gelabelde pieken is weergegeven in figuur 1A (bovenste spoor). Figuur 1B toont de latentie-intensiteitsfunctie voor Waves I en III gelabeld in het representatieve spoor. Golf I pieklatentie steeg met ~ 0,3 ms voor elke 20 dB afname van de stimulusintensiteit. Gemiddeld traden golven I-III op bij respectievelijk 1,50 ms (±0,02 ms), 3,00 ms (±0,06 ms) en 4,13 ms (±0,09 ms) bij 75 dBSPL (figuur 1C). Golf I en Golf III presenteerden zich altijd als een enkelvoudige piek. Af en toe werden voor Wave II meerdere kleine pieken gezien tussen 2,5-3,2 ms. Elke piek had een overeenkomstig dal en de piek-tot-dal-amplitude van Golf I - de grootste van alle pieken - bedroeg gemiddeld 7 μV en benaderde een maximale amplitude van 11 μV bij 75 dB SPL.

Naast de grootste amplitude vertoonde Wave I van het kuiken ABR de minste variabiliteit in pieklatentie bij dieren. Daarom werd deze piek gebruikt om de gevoeligheid van de gehoordrempel in te schatten. ABR-drempels werden gedefinieerd als de laagste stimulusintensiteit die een identificeerbare en herhaalbare golfvormpiek veroorzaakte. Dit werd subjectief bepaald door de experimentator en gecontroleerd door een tweede experimentator voor drempelovereenkomst. Pieken waren beter gedefinieerd en gemakkelijker te identificeren bij het gebruik van klikprikkels, maar toonuitbarstingen genereerden ook gedefinieerde en identificeerbare pieken die varieerden afhankelijk van de stimulusfrequentie en de parameters ervan (figuur 1D, n = 4 kuikens). De click-evoked ABR-drempel was lager dan de door de toon burst opgeroepen drempel, met uitzondering van 1000 Hz. Drempels varieerden tussen 10-30 dBSPL voor klikstimuli. Klik-opgeroepen ABRs die geen identificeerbare pieken >30 dBSPL vertoonden, waren vaak het gevolg van het losraken van het speculum uit de gehoorgang als gevolg van beweging van dieren.

Verlaagde lichaamstemperatuur verhoogt ABR-latenties
Het is bekend dat de snelheid van neurale activiteit - zoals gemeten door het piekoptreden van een golfvormamplitude (d.w.z. latentie) - afneemt bij lagere lichaamstemperaturen36,37. Dit fenomeen werd waargenomen bij broedkippen-ABRs met behulp van een 75 dBSPL-klikprikkel. Een representatief spoor is weergegeven in figuur 2A. Naarmate de lichaamstemperatuur daalde van 39 °C, trad de latentie van ABR-pieken later in de tijd op, ondanks hetzelfde stimulusintensiteitsniveau. Figuur 2B toont de latentie van Waves I en III als functie van lagere lichaamstemperaturen voor het representatieve spoor. Er was een sterke correlatie (R2 = 0,89) tussen lagere lichaamstemperaturen en het optreden van Golf I pieklatentie (Figuur 2C, n = 5 kuikens). Deze resultaten tonen de noodzaak aan van het handhaven van een bijna normale lichaamstemperatuur tijdens ABR-opnames. Als de bijna normale lichaamstemperatuur niet wordt gehandhaafd, zijn latentie-intensiteitsfuncties en amplitudemetingen van de ABR zeer variabel en vaak onnauwkeurig.

Latentie- en amplitudeverschillen bij vroege jongen
Onderzoek heeft aangetoond dat neurale activiteit gerelateerd aan het begin van het gehoor voor het kuiken bijna rijp is op de late embryonale leeftijd van8 jaar. Voor een subset van zeer vroege jongen (<3 h na het uitkomen) zagen we echter een pieklatentieverschuiving van ABR-golfvormen (n = 4) als reactie op een 75 dB SPL-klikprikkel of waren opgeroepen potentialen niet identificeerbaar (n = 2 kuikens). Bij 2 jonge jongen kon geen toonuitbarsting ABR worden opgewekt en werden de klikdrempels verhoogd met 50 dBSPL. Dit kan te wijten zijn aan een geleidend probleem waarbij er nog steeds vloeistof in de gehoorgang / middenoorholte van het dier zit, of een onderontwikkelde neurale component. Zoogdierstudies hebben drempelverschuivingen van 50 dB bij pasgeborenengemeld 38,39. Representatieve dieren die hier werden gebruikt, waren >3 uur oud, wat ook samenviel met de tijd die nodig was om de veren te drogen. Figuur 3A toont ABRs geregistreerd van jonge (P1, <3 h oud) en oudere jongen (P2). Voor analyse presenteerden slechts 3 jonge jongen zich met alle drie de ABR-pieken. Piekgolfvormlatenties werden significant verlengd en de amplitudes van de golfvorm waren licht verminderd in vergelijking met oudere jongen (respectievelijk figuur 3B-C).

Referentie-elektrodeplaatsing en tweekanaals ABR-opnames
In figuur 4 werd de plaatsing van de referentie-elektrode gewijzigd tussen 2 verschillende locaties, maar resulteerde nog steeds in vergelijkbare ABR-opnames. Een vergelijking tussen 75 dBSPL-kliksporen in hetzelfde dier met de twee referentie-elektrodeplaatsingen toonde minimale verschillen in piek-tot-dalgolfvormamplitudes en piekgolfvormlatenties (figuur 4A). De mastoïde plaatsing was methodologisch vergelijkbaar met ABR-experimenten bij zoogdieren die de referentie-elektrode op de mastoïde of pinna plaatsen. Het gebruik van een nekplaatsing voor de referentie-elektrode zou nuttig zijn als manipulatie of chirurgie aan beide oren werd uitgevoerd. Interessant is dat Wave II piekamplitude voor de mastoïde plaatsing (rood spoor) optrad 1 ms na de Wave II piek voor de nekplaatsing (zwart spoor). Dit tijdsverschil weerspiegelt waarschijnlijk de plaats (en) van ABR neurale generatie ten opzichte van de plaatsing van de elektrode.

Met behulp van een tweekanaals opstelling werden één actieve opname-elektrode (plaatsing boven het hoofd) en twee referentie-elektroden (mastoïde plaatsingen) gebruikt om ABRs te verkrijgen voor zowel de linker- als rechteroren (figuur 4B). De reacties tussen de twee oren waren vergelijkbaar, met kleine veranderingen in piekamplitudes waarschijnlijk als gevolg van de positionering van de oortelefoon. De latentie van zowel het linker- als het rechteroor die gelijkwaardig zijn, ondersteunde de even gezonde functie van beide oren- en hersenstamhelften in de broedkip. De tweekanaals opnamemontage zou ook kunnen worden gebruikt voor binaurale ABRs, maar er zouden aanvullende overwegingen nodig zijn voor die opnames.

figure-results-1
Figuur 1: Representatieve opnames van broedkuikens tot klik- en toon-opgeroepen stimuli. (A) Representatieve ABR-opnames van een broedkuiken (P2) als functie van verschillende stimulusintensiteitsniveaus. Drie tot vier positieve pieken in microvolts (μV) kunnen worden geïdentificeerd binnen 6 ms na het begin van de stimulus (tijd = 0 ms). Golven werden geïdentificeerd met behulp van Romeinse cijfers. Piek-tot-dal amplitudes nemen af bij lagere stimulusintensiteitsniveaus. (B) Latentie-intensiteitsfuncties van golven I en III voor het representatieve spoor weergegeven in (A). Alleen deze pieken werden geanalyseerd, omdat Wave II meestal niet werd waargenomen bij intensiteiten <45 dBSPL. (C) Latentie van klik-opgeroepen ABR-piekgolfvormen (n = 43 kuikens). Foutbalken geven de standaardfout van het gemiddelde (SEM) aan. (D) Gemiddelde getinte ABOR's (zwarte sporen) voor vier broedkuikens met drie verschillende frequenties. Rode sporen = standaardfout van de gemiddelde (SEM) Stimuli = 75 dBSPL. In deze en volgende cijfers duiden foutbalken SEM aan en het rechteroor was het stimulusoor. (uitzondering voor figuur 4B waarbij beide oren werden gestimuleerd). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Effect van lichaamstemperatuur op ABR-opnames. (A) Representatieve ABR-opnames van een broedkuiken (P2) als functie van de lichaamstemperatuur. Voor lagere lichaamstemperaturen namen de piekgolfvormlatenties toe, terwijl de piek-tot-dalamplitudes relatief onveranderd bleven. (B) Latentie-temperatuurfunctie van golven I en III voor de representatieve sporen weergegeven in (A). (C) Populatiegegevens die de relatie tussen latentie en temperatuurveranderingen voor 5 kuikens laten zien (p < 0,01, R2 = 0,89). Een vergelijkbare trend werd waargenomen voor Waves II en III (gegevens niet getoond). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Leeftijdsgerelateerde verschillen op ABR-opnames. (A) Representatieve ABR-opnames (overlap) van een representatief broedkuiken op P2 (zwart spoor) en P1 (<3 uur na het uitkomen, rood spoor). (B) Piekgolfvormlatenties voor golven I, II en III als functie van leeftijd. De latenties voor Waves I-III verschilden significant tussen leeftijden (P < 0,05, n = 6 kuikens). (C) Piek-tot-troggolfvormamplitudes van golven I, II en III als functie van leeftijd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Elektrodeplaatsing en tweekanaals ABR-opnames: (A) Representatieve ABR-opnames (overlapt) van hetzelfde broedkuiken (P2) met de referentie-elektrode in de nek (zwart spoor) of mastoïde (rood spoor). De actieve elektrode werd geplaatst in het midden van de schedel voor beide elektrode-opnamemontages. De latentie van golven I en III en de amplitude van golven I en III zijn in beide omstandigheden bijna identiek. De latentie van Wave II is eerder en de amplitude is groter voor de elektrode die in het nekweefsel wordt geplaatst. (B) Tweekanaals opname terwijl de rechter- en linkeroor sequentieel worden gestimuleerd. Representatieve ABR-opnames (overlap) van hetzelfde broedkuiken (P2) met de referentie-elektroden geplaatst in de mastoïde van het linkeroor (blauwe sporen) en het rechteroor (rode sporen) op drie verschillende intensiteitsniveaus. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Aanvullende tabel: Kalibratietabel voor kippenbroedjes. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Discussie

De auditieve hersenstam van vogels is goed bestudeerd en veel structuren zijn analoog aan de auditieve route van zoogdieren. De gehoorzenuw levert exciterende inputs op de twee eerste orde centrale kernen, de cochleaire nucleus magnocellularis (NM) en angularis (NA). NM stuurt bilateraal een exciterende projectie naar zijn auditieve doel, nucleus laminaris (NL)7. NL projecten naar de nucleus mesencephalicus lateralis, pars dorsalis (MLd)40,41. NL projecteert ook op de superieure olivaire nucleus (SON), die feedbackremming biedt aan NM, NA en NL42. Dit microcircuit van de onderste auditieve hersenstam is uitstekend bewaard gebleven voor de functie die het ondertekent, geluidslokalisatie en binauraal gehoor33. De bovenste auditieve hersenstamgebieden van de vogel hebben ook kernen analoog aan de laterale lemniscus van zoogdieren en inferieure colliculus in de middenhersenen. Gezien deze overeenkomsten is de samenstelling van de aviaire ABR tot aan de auditieve middenhersenen vergelijkbaar voor alle gewervelde dieren.

Hoewel meerdere vogelsoorten binnen 6 ms na het begin van de stimulus drie positieve pieken vertonen, heeft de correlatie van ABR-pieken met centrale auditieve structuren enige variabiliteit. Golf I kan redelijkerwijs worden verondersteld de eerste neurale respons te zijn van de perifere basilaire papilla en gehoorzenuw en vertoont weinig variabiliteit tussen individuen (figuur 1C). De identificatie van de volgende golf is minder zeker en kan per soort verschillen. Kuokkanen et al.17 hebben onlangs vastgesteld dat Wave III van de ABR van de kerkuil wordt gegenereerd door NL; het is dus redelijk om te stellen dat Golf II afkomstig is van NM en NA van de cochleaire kern20. De uil Wave III werd echter gedefinieerd als de positieve piek die 3 ms na het begin van de stimulus werd gegenereerd. Dit komt overeen met Wave II zoals gedefinieerd in de broedkip ABR. In de kerkuil ABR werden golven I en II gecombineerd.

Terwijl de broedkip meestal binnen 6 ms drie pieken vertoonde, werd af en toe een vierde piek waargenomen (zie bijvoorbeeld figuur 1A). Populatiegegevens, grotere steekproefomvang en aanvullende experimentele paradigma's zouden nodig zijn om een vierde golf en in sommige gevallen een vijf-golf kip ABR te ondersteunen. De meest consistente bevinding waren de drie piekrepresentaties die hier worden getoond.

Aangezien de ABR wordt gedefinieerd als een maat voor neurale synchronie, kunnen de belangrijkste kernen in de auditieve route elke positief lopende piek in de ABR vertegenwoordigen. Het signaal dat van de gehoorzenuw naar NM/NA en vervolgens naar NL gaat, kan respectievelijk golven I, II en III in de broedkip ABR definiëren. Bovendien zou de later optredende vierde piek van de kip-ABR een bovenste hersenstam of middenhersenenale auditieve structuur kunnen vertegenwoordigen. De karakterisering van vogel-ABRs moet ook rekening houden met het verschil tussen precociale en altriciale vogels. De rijping van auditieve reacties varieert van soort tot soort en wordt ook beïnvloed door andere kritieke eigenschappen zoals roofdiergedrag en / of vocaal leren4. Hoe dan ook, de beschreven methoden en technieken kunnen gemakkelijk worden toegepast op een verscheidenheid aan vogel- en gewervelde soorten.

Het belang van het handhaven van de lichaamstemperatuur van dieren wordt geïllustreerd in figuur 2. Naarmate de interne lichaamstemperatuur afnam, nam de latentie van ABR-responsen toe voor hetzelfde stimulusintensiteitsniveau. Dit is meer uitgesproken wanneer de lichaamstemperatuur onder de 32 °C 36,37 daalt. De ongeveer 1 ms latentietoename in de ABR is minder dan eerder gemeld bij de kip23. Katayama23 gebruikte echter een 12 dagen oud jong dat werd gekoeld en vervolgens gedurende een periode van 4 uur werd opgewarmd. De gegevens in figuur 2 werden geregistreerd tijdens het koelproces gedurende een periode van 20 minuten. Om de beste kwaliteit en meest consistente opnames te verkrijgen, moet de lichaamstemperatuur van het dier worden gehandhaafd en moeten alle opnames bij dezelfde fysiologische temperatuur tussen dieren worden gedaan.

Het effect van leeftijd op de ABR is gering maar belangrijk om te overwegen. Hoewel alleen de latentie van Waves I en II van de ABR significant verschilde, komt dit deels omdat er slechts drie jonge jongen werden gebruikt in figuur 3; de andere drie presenteerden zich niet met drie identificeerbare ABR-pieken. ABR-amplitude en drempelverschuivingen kunnen ook duidelijk zijn bij het gebruik van grote steekproefgroottes of het vergelijken van frequentiespecifieke ABRs. Dit leeftijdsgebonden effect kan worden veroorzaakt door vocht in het middenoor van de kip. Dergelijke geleidende veranderingen leiden tot een duidelijke toename van de ABR-drempels voor zowel menselijke als andere zoogdiermodellen38,39.

Met behulp van twee verschillende opnamemontages werden vergelijkbare reacties waargenomen (figuur 4A). Hoewel de meest voorkomende montage de referentie-elektrode achter het stimulus ontvangende oor plaatst, kan het nuttig zijn om de referentie-elektrode in het nekweefsel te hebben als er een chirurgische ingreep is die gepaard gaat met de ABR. Als echter tweekanaals ABR-opnamen worden gebruikt, moeten de referentie-elektroden afzonderlijk en symmetrisch worden geplaatst, wat moeilijk is als de referentie-elektrode in de nek wordt geplaatst. De mastoïde positie voor de referentie-elektrode wordt aanbevolen om zoveel mogelijk aspecten van de opname te standaardiseren. Tweekanaals ABR-opname is een effectief hulpmiddel dat weinig extra voorbereiding vereist en resulteert in vergelijkbare reacties tussen de oren. Kleine amplitudeverschillen waren waarschijnlijk te wijten aan de positionering van de oortelefoon. Tweekanaals opname maakt een eenvoudige vergelijking mogelijk tussen een experimenteel gemanipuleerd oor of hersenhelft versus een controle. Deze opstelling zou ook nodig zijn voor het testen van binaurale ABRs. Toekomstige experimenten met de kip ABR kunnen verwijzen naar eerdere literatuur over opnameconfiguraties en montages34.

Deze methodologie heeft verschillende beperkingen. Zoals vermeld in stap 5.1, kan een slechte speculumplaatsing leiden tot een verschuiving van 40 dBSPL in reactie. Dit kan leiden tot een onjuiste interpretatie van een gemanipuleerd of gemodificeerd dier. De volgende voorzorgsmaatregelen worden aanbevolen: verkrijg een grote steekproef van controlegegevens voordat u de ABRs van gemanipuleerde of mutante modellen verwerft. Verlaag de stimulusintensiteit niet met meer dan 20 dBSPL tussen de opnames. Als de amplitude of latentie meer verschuift dan verwacht, controleert u de positie van het dier en het speculum. Herhaal die ABR-stimulus om veranderingen waar te nemen. Als het speculum is verplaatst, moet u eerdere tests opnieuw verkrijgen. Een andere beperking is de kalibratie van ABRs. Zonder de juiste kalibratie om het geluidsdrukniveau vast te leggen, is de intensiteit die aan het dier wordt gepresenteerd onbekend. Gebruik bij het meten van de geluidsuitvoer hetzelfde speculum als bij experimentele opname en een kleine microfoon in een holte die de gehoorganglengte van het dier benadert (~ 5 mm). Meet dezelfde toonfrequenties die in experimenten worden gebruikt, omdat kalibraties frequentiespecifiek zijn. De handleiding voor zowel hardware- als softwaresystemen kan worden geleverd met aanwijzingen voor kalibratie. Er zijn ook extra filters zoals lineaire fase- en minimale fasefilters, die klik- en toonuitbarsting ABRs43 kunnen verbeteren. Deze filters werden in dit onderzoek niet gebruikt. Aanvullende overwegingen, zoals de stijgings- en valtijd van een toonuitbarsting spectraal omhulsel dat verandert als functie van frequentie of het veranderen van de stijgings- en valtijd van de klikprikkels, werden ook niet onderzocht. Dit zijn goede toekomstige onderzoeken zodra betrouwbare en consistente ABRs kunnen worden verkregen.

De vergelijking van de broedkip met andere vogelmodellen is veelbelovend. Grasparkieten en oostelijke krijsuilen vertonen ook drie positieve microvoltpieken binnen de eerste 6 ms van de ABR13,22. Bij verschillende spechtensoorten worden ook drie pieken gezien, maar hun latentie is later in de tijd. Bovendien ligt het bereik van de beste frequentiegevoeligheid bij spechten tussen 1500 en 4000 Hz, wat iets hoger is dan de beste drempel van de kip bij 1000 Hz. Bij de volwassen kip is de beste gevoeligheid bij 2000 Hz35, dus er kan een verbeterd gehoor van hoge frequenties zijn naarmate kippenbroedjes zich ontwikkelen tot volwassenen. Die ontwikkeling zal verschillen tussen vogelsoorten, rekening houdend met de altriciale of vroegrijpe ontwikkeling van het dier4.

De experimentele methoden die hier worden beschreven, kunnen helpen bepalen welke factoren leiden tot nadelen of veranderingen in auditieve reacties en drempels, evenals studies in verschillende stadia van embryonale ontwikkeling. Genetische manipulatie, veroudering en blootstelling aan lawaai zijn allemaal bekende manipulaties bij dieren en andere vogelmodellen 24,25,44,45. Deze methoden moeten worden uitgebreid naar het kippenmodel nu technieken zoals in-ovo-elektroporatie de expressie mogelijk maken van eiwitten die focal en temporeel worden gecontroleerd aan één kant van de auditieve hersenstam12,46. Dit maakt de directe vergelijking van ABRs van het genetisch gemanipuleerde oor met het contralaterale controleoor mogelijk met behulp van een tweekanaals opnameparadigma.

Over het algemeen is de ABR van broedkippen een nuttige onderzoeksmethode, bijna identiek aan metingen van de gehoorfunctie in menselijke en andere zoogdiermodellen. Het is ook een niet-invasieve, in-vivo methodologie. Afgezien van verdovingsinjectie en subdermale elektrodeplaatsing van enkele millimeters, is er geen andere fysieke manipulatie vereist. Een jong zou in theorie meerdere keren kunnen worden getest in een ontwikkelingstijd van dagen of weken als het in een geschikte omgeving wordt gehouden. Dit protocol beschrijft niet alleen de noodzakelijke stappen en registratieparameters voor de broedkip ABR, maar stelt ook kenmerken voor van een aviaire ABR die verdere tests naar de auditieve hersenstamfunctie kunnen informeren.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk wordt ondersteund door de NIH/NIDCD R01 DC017167

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1/8 inch B&K MicrophoneBrüel & Kjær4138Type 4138-A-015 werkt ook
Auditory Evoked Potential Universal Smart BoxIntelligent Hearing SystemsM011110
Custom Sound Isolation ChamberGK Soundbooth IncN/AOp maat gebouwd
DC Power SupplyCSI/SpecoPSV-5
ER3 Insert EarphoneIntelligent Hearing SystemsM015302Gebruikt als geluidstransducer
EuthasolVirbac710101Gereguleerde stof; euthanasieoplossing
Insulin Syringe (29 G)Comfort Point26028
KetamineCovetrus11695-0703-1Gereguleerde stof
Power SupplyPowervar93051-55R
Rectal ProbeYSI401 (10-09010)Elke 400-serie sonde werkt met de YSI temperatuurmonitor
Subdermal needlesRhythmlinkRLSND107-1.5
Temperature MonitorYSI73ATA 7651Werkt met elke rectale 400-serie sonde
XylazineAnased59399-110-20Gebruikt met ketamine en water voor anesthesie

Referenties

  1. Wever, E. G., Bray, C. W. Action currents in the auditory nerve in response to acoustical stimulation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 16 (5), 344-350 (1930).
  2. Jewett, D. L., Williston, J. S. Auditory-evoked far fields averaged from the scalp of humans. Brain. 94 (4), 681-696 (1971).
  3. Corwin, J. T., Bullock, T. H., Schweitzer, J. The auditory brain stem response in five vertebrate classes. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 54 (6), 629-641 (1982).
  4. Carey, C. Avian Growth and Development. Evolution within the Altricial Precocial Spectrum. , Oxford University Press. Oxford. (1998).
  5. Kraemer, A., Baxter, C., Hendrix, A., Carr, C. E. Development of auditory sensitivity in the barn owl. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 203 (10), 843-853 (2017).
  6. Rebillard, G., Rubel, E. W. Electrophysiological study of the maturation of auditory responses from the inner ear of the chick. Brain Research. 229 (1), 15-23 (1981).
  7. Parks, T. N., Rubel, E. W. Organization and development of brain stem auditory nuclei of the chicken: organization of projections from n. magnocellularis to n. laminaris. Journal of Comparative Neurology. 164 (4), 435-448 (1975).
  8. Hong, H., Rollman, L., Feinstein, B., Sanchez, J. T. Developmental profile of ion channel specializations in the avian nucleus magnocellularis. Frontiers in Cellular Neuroscience. 10, 80(2016).
  9. Leao, R. M. The ion channels and synapses responsible for the physiological diversity of mammalian lower brainstem auditory neurons. Hearing Research. 376, 33-46 (2019).
  10. Oline, S. N., Ashida, G., Burger, R. M. Tonotopic optimization for temporal processing in the cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 36 (32), 8500-8515 (2016).
  11. Kopp-Scheinpflug, C. Your genes decide what you are listening to. Channels. 11 (5), 355-356 (2017).
  12. Sid, H., Schusser, B. Applications of gene editing in chickens: A new era is on the horizon. Frontiers in Genetics. 9, 456(2018).
  13. Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J., Gleich, O. Auditory brainstem responses in adult budgerigars (Melopsittacus undulatus). The Journal of the Acoustical Society of America. 112 (3), Pt 1 999-1008 (2002).
  14. Lohr, B., Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J. Auditory brainstem responses and auditory thresholds in woodpeckers. The Journal of the Acoustical Society of America. 133 (1), 337-342 (2013).
  15. Counter, S. A. Brain-stem evoked potentials and noise effects in seagulls. Comparative Biochemistry and Physiology. A, Comparative Physiology. 81 (4), 837-845 (1985).
  16. Crowell, S. E., et al. A comparison of auditory brainstem responses across diving bird species. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 201 (8), 803-815 (2015).
  17. Noirot, I. C., Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J. Masked auditory thresholds in three species of birds, as measured by the auditory brainstem response (L). Journal of the Acoustical Society of America. 129 (6), 3445-3448 (2011).
  18. McGee, J., et al. Auditory performance in bald eagles and red-tailed hawks: a comparative study of hearing in diurnal raptors. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 205 (6), 793-811 (2019).
  19. Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J., Ryals, B., Gleich, O. Electrophysiological and morphological development of the inner ear in Belgian Waterslager canaries. Hearing Research. 269 (1-2), 56-69 (2010).
  20. Kuokkanen, P. T., Kraemer, A., Kempter, R., Koppl, C., Carr, C. E. Auditory brainstem response wave iii is correlated with extracellular field potentials from nucleus laminaris of the barn owl. Acta Acustica United with Acustica. The Journal of the European Acoustics Association (EEIG). 104 (5), 874-877 (2018).
  21. Beatini, J. R., Proudfoot, G. A., Gall, M. D. Frequency sensitivity in Northern saw-whet owls (Aegolius acadicus). Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology Sensory Neural and Behavioral Physiology. 204 (2), 145-154 (2018).
  22. Brittan-Powell, E. F., Lohr, B., Hahn, D. C., Dooling, R. J. Auditory brainstem responses in the Eastern Screech Owl: an estimate of auditory thresholds. The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (1), 314-321 (2005).
  23. Katayama, A. Postnatal development of auditory function in the chicken revealed by auditory brainstem responses (ABRs). Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 62 (5), 388-398 (1985).
  24. Durham, D., Park, D. L., Girod, D. A. Breed differences in cochlear integrity in adult, commercially raised chickens. Hearing Research. 166 (1-2), 82-95 (2002).
  25. Kaiser, C. L., Girod, D. A., Durham, D. Breed-dependent susceptibility to acute sound exposure in young chickens. Hearing Research. 203 (1-2), 101-111 (2005).
  26. Hamdy, A. M., Vander Hel, W., Henken, A. M., Galal, A. G., Abd-Elmoty, A. K. Effects of air humidity during incubation and age after hatch on heat tolerance of neonatal male and female chicks. Poultry Science. 70 (7), 1499-1506 (1991).
  27. Bruzual, J. J., Peak, S. D., Brake, J., Peebles, E. D. Effects of relative humidity during the last five days of incubation and brooding temperature on performance of broiler chicks from young broiler breeders. Poultry Science. 79 (10), 1385-1391 (2000).
  28. vander Pol, C. W., van Roovert-Reijrink, I. A. M., Maatjens, C. M., vanden Brand, H., Molenaar, R. Effect of relative humidity during incubation at a set eggshell temperature and brooding temperature posthatch on embryonic mortality and chick quality. Poultry Science. 92 (8), 2145-2155 (2013).
  29. Buhr, R. J. Incubation relative humidity effects on allantoic fluid volume and hatchability. Poultry Science. 74 (5), 874-884 (1995).
  30. Galli, R., et al. Sexing of chicken eggs by fluorescence and Raman spectroscopy through the shell membrane. PLoS One. 13 (2), 0192554(2018).
  31. Otsuka, M., Miyashita, O., Shibata, M., Sato, F., Naito, M. A novel method for sexing day-old chicks using endoscope system. Poultry Science. 95 (11), 2685-2689 (2016).
  32. Kaiser, A. The ontogeny of homeothermic regulation in post-hatching chicks: its influence on the development of hearing. Comparative Biochemistry and Physiology. A, Comparative Physiology. 103 (1), 105-111 (1992).
  33. Kuba, H., Yamada, R., Ohmori, H. Evaluation of the limiting acuity of coincidence detection in nucleus laminaris of the chicken. The Journal of Physiology. 552, Pt 2 611-620 (2003).
  34. Shaheen, L. A., Valero, M. D., Liberman, M. C. Towards a diagnosis of cochlear neuropathy with envelope following responses. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 16 (6), 727-745 (2015).
  35. Hill, E. M., Koay, G., Heffner, R. S., Heffner, H. E. Audiogram of the chicken (Gallus gallus domesticus) from 2 Hz to 9 kHz. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology Sensory Neural and Behavioral Physiology. 200 (10), 863-870 (2014).
  36. Rossi, G. T., Britt, R. H. Effects of hypothermia on the cat brainstem auditory evoked response. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 57 (2), 143-155 (1984).
  37. Doyle, W. J., Fria, T. J. The effects of hypothermia on the latencies of the auditory brainstem response (ABR) in the rhesus monkey. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 60 (3), 258-266 (1985).
  38. Guan, X., Gan, R. Z. Effect of middle ear fluid on sound transmission and auditory brainstem response in guinea pigs. Hearing Research. 277 (1-2), 96-106 (2011).
  39. Ravicz, M. E., Rosowski, J. J., Merchant, S. N. Mechanisms of hearing loss resulting from middle-ear fluid. Hearing Research. 195 (1-2), 103-130 (2004).
  40. Wang, Y., Zorio, D. A. R., Karten, H. J. Heterogeneous organization and connectivity of the chicken auditory thalamus (Gallus gallus). Journal of Comparative Neurology. 525 (14), 3044-3071 (2017).
  41. Wang, Y., Karten, H. J. Three subdivisions of the auditory midbrain in chicks (Gallus gallus) identified by their afferent and commissural projections. Journal of Comparative Neurology. 518 (8), 1199-1219 (2010).
  42. Fukui, I., Burger, R. M., Ohmori, H., Rubel, E. W. GABAergic inhibition sharpens the frequency tuning and enhances phase locking in chicken nucleus magnocellularis neurons. Journal of Neuroscience. 30 (36), 12075-12083 (2010).
  43. Beutelmann, R., Laumen, G., Tollin, D., Klump, G. M. Amplitude and phase equalization of stimuli for click evoked auditory brainstem responses. The Journal of the Acoustical Society of America. 137 (1), 71-77 (2015).
  44. Liberman, M. C. Noise-induced and age-related hearing loss: new perspectives and potential therapies. F1000Research. 6, 927(2017).
  45. Efrati, A., Gutfreund, Y. Early life exposure to noise alters the representation of auditory localization cues in the auditory space map of the barn owl. Journal of Neurophysiology. 105 (5), 2522-2535 (2011).
  46. Lu, T., Cohen, A. L., Sanchez, J. T. In ovo electroporation in the chicken auditory brainstem. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (124), e55628(2017).

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

ABR registratiesubdermale elektrodegehoorsensitiviteitgeluidstransducerelektrode impedantieclick stimulustone burst ABRlichaamstemperatuur dier
Evaluatie van auditieve hersenstamrespons bij kippenbroedjes
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.