Methodenartikel

Een chirurgisch model van hartfalen met behouden ejectiefractie bij Tibetaanse minivarkens

2.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63526

⸱

18 februari 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Guangdong Laboratory Animals Monitoring Institute, 2Department of Cardiovascular Surgery, the First Affiliated Hospital, Jinan University, 3College of Veterinary Medicine, South China Agricultural University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft een stapsgewijze procedure om een minivarkensmodel van hartfalen op te stellen met behoud van de ejectiefractie met behulp van dalende aortavernauwing. De methoden voor het evalueren van cardiale morfologie, histologie en functie van dit ziektemodel worden ook gepresenteerd.

Samenvatting

Meer dan de helft van de gevallen van hartfalen (HF) wordt wereldwijd geclassificeerd als hartfalen met behouden ejectiefractie (HFpEF). Grote diermodellen zijn beperkt in het onderzoeken van de fundamentele mechanismen van HFpEF en het identificeren van potentiële therapeutische doelen. Dit werk geeft een gedetailleerde beschrijving van de chirurgische ingreep van dalende aortavernauwing (DAC) bij Tibetaanse minivarkens om een groot diermodel van HFpEF op te stellen. Dit model maakte gebruik van een nauwkeurig gecontroleerde vernauwing van de dalende aorta om chronische drukoverbelasting in de linker hartkamer te induceren. Echocardiografie werd gebruikt om de morfologische en functionele veranderingen in het hart te evalueren. Na 12 weken DAC-stress was het ventriculaire septum hypertrofisch, maar de dikte van de achterwand was aanzienlijk verminderd, vergezeld van verwijding van de linker ventrikel. De LV-ejectiefractie van de modelharten werd echter gedurende de periode van 12 weken op >50% gehouden. Bovendien vertoonde het DAC-model hartschade, waaronder fibrose, ontsteking en hypertrofie van cardiomyocyten. De markerniveaus voor hartfalen waren significant verhoogd in de DAC-groep. Deze DAC-geïnduceerde HFpEF bij minivarkens is een krachtig hulpmiddel voor het onderzoeken van moleculaire mechanismen van deze ziekte en voor preklinische tests.

Inleiding

Hartfalen met behouden ejectiefractie (HFpEF) is verantwoordelijk voor meer dan de helft van de gevallen van hartfalen en is een wereldwijd probleem voor de volksgezondheidgeworden1. Klinische observaties hebben verschillende kritieke kenmerken van HFpEF aangetoond: (1) ventriculaire diastolische disfunctie, vergezeld van verhoogde systolische stijfheid, (2) normale ejectiefractie in rust met verminderde inspanningsprestaties, en (3) cardiale remodellering2. De voorgestelde mechanismen omvatten hormonale ontregeling, systemische microvasculaire ontsteking, stofwisselingsstoornissen en afwijkingen in sarcomere en extracellulairematrixeiwitten3. Experimentele studies hebben echter aangetoond dat hartfalen met verminderde ejectiefractie (HFrEF) deze veranderingen veroorzaakt. Klinische studies hebben de therapeutische effecten onderzocht van angiotensinereceptorremmers en geneesmiddelen voor de behandeling van HFrEF in HFpEF 4,5. Er zijn echter unieke therapeutische benaderingen voor HFpEF nodig. Vergeleken met het begrijpen van de klinische symptomen, blijven de veranderingen in pathologie, biochemie en moleculaire biologie van HFpEF slecht gedefinieerd.

Diermodellen van HFpEF zijn ontwikkeld om de mechanismen, diagnostische markers en therapeutische benaderingen te onderzoeken. Proefdieren, waaronder varkens, honden, ratten en muizen, kunnen HFpEF ontwikkelen en diverse risicofactoren, waaronder hypertensie, diabetes mellitus en veroudering, werden geselecteerd als inductiefactoren 6,7. Deoxycorticosteronacetaat alleen of in combinatie met een vetrijk/suikerrijk dieet induceert bijvoorbeeld HFpEF bij varkens 8,9. Ventriculaire drukoverbelasting is een andere techniek die wordt gebruikt om HFpEF te ontwikkelen in grote en kleine diermodellen10. Bovendien zijn er de afgelopen jaren op alle continenten specifieke EF-grenswaarden aangenomen om HFpEF te definiëren, zoals te zien is in de richtlijnen van de European Society of Cardiology, de American College of Cardiology Foundation/American Heart Association11, de Japanese Circulation Society/de Japanese Heart Failure Society12. Veel eerder vastgestelde modellen kunnen dus geschikt worden voor HFpEF-studies als de klinische criteria worden aangenomen. Youselfi et al. beweerden bijvoorbeeld dat een genetisch gemodificeerde muizenstam, Col4a3-/-, een effectief HFpEF-model was. Deze stam ontwikkelde typische HFpEF-cardiale symptomen, zoals diastolische disfunctie, mitochondriale disfunctie en cardiale remodellering13. Een eerdere studie gebruikte een energierijk dieet om cardiale remodellering te induceren met een middenbereik van EF bij apen van14 jaar, gekenmerkt door een stofwisselingsstoornis, fibrose en verminderde actomyosine MgATPase in het myocardium. Transversale aortavernauwing (TAC) bij muizen is een van de meest gebruikte modellen om door hypertensie geïnduceerde ventriculaire cardiomyopathie na te bootsen. De linker hartkamer evolueert van concentrische hypertrofie met verhoogde EF naar gedilateerde remodellering met verlaagde EF15,16. De overgangsfenotypes tussen deze twee typische stadia suggereren dat de aortavernauwingstechniek kan worden gebruikt om HFpEF te bestuderen.

De pathologische kenmerken, cellulaire signalering en mRNA-profielen van een HFpEF-model bij varkens werden eerder gepubliceerd17. Hier wordt een stapsgewijs protocol gepresenteerd om dit model vast te stellen en de benaderingen om de fenotypes van dit model te evalueren. De procedure wordt geïllustreerd in figuur 1. In het kort werd het operatieplan gezamenlijk gemaakt door de hoofdonderzoeker, chirurgen, laboranten en dierenverzorgers. De minivarkens ondergingen gezondheidsonderzoeken, waaronder biochemische tests en echocardiografie. Na de operatie werden ontstekingsremmende en pijnstillende ingrepen uitgevoerd. Echocardiografie, histologisch onderzoek en biomarkers werden gebruikt om de fenotypes te evalueren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierstudies werden goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van het Guangdong Laboratory Animals Monitoring Institute (goedkeuringsnr. IACUC2017009). Alle dierproeven werden uitgevoerd volgens de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (8e druk, 2011, The National Academies, VS). De dieren werden gehuisvest in een AAALAC-geaccrediteerde faciliteit van het Guangdong Laboratory Animals Monitoring Institute (licentienr. SYXK (YUE) 2016-0122, China). Zes mannelijke Tibetaanse minivarkens (n = 3 elk voor de schijngroep en DAC-groep, 25-30 kg in gewicht) werden gebruikt om het HFpEF-model te ontwikkelen.

1. Voorbereiding van dieren en instrumenten

  1. Laat de dieren 14 dagen voor de operatie wennen aan de faciliteit.
  2. Voer vóór de operatie gezondheidsonderzoeken uit, waaronder biochemische tests en echocardiografie. Sluit de dieren uit met hartafwijkingen in structuur (ventriculaire dilatatie of hypertrofie) en functie (EF <50%) volgens de T/CALAS85-2020 Proefdieren - Richtlijnen voor de gezondheidsbeoordeling van belangrijke organen, zoals het hart, de lever, de nieren en de hersenen van grote proefdieren (Chinese Vereniging voor Proefdierwetenschappen, China).
  3. Vasten van de dieren gedurende meer dan 12 uur voor de anesthesie door niet te eten op de dag van de operatie.
  4. Bereid de operatiekamer en apparaten voor (Figuur 2). Controleer het beademingsstation voor anesthesie, veterinaire en patiëntmonitoren, veterinair echografiesysteem, aspirator en andere chirurgische apparaten. Autoclaaf de schaar, pincet, oprolmechanismen, scalpelhandvatten, aspiratorkop, chirurgische naalden, enz. (zie Materiaaltabel).

2. Sedatie, tracheale intubatie en veneuze canulatie

  1. Weeg de dieren en bereken de verdovingsmiddelen. Verdoven de minivarkens met 1 mg/kg zoletilinjectie (tiletamine en zolazepam voor injectie) en 0,5 mg/kg xylazinehydrochloride-injectie (zie materiaaltabel).
  2. Houd de minipigen vast en plaats ze in de juiste zijligging op de operatietafel. Schakel het verwarmingssysteem in om de lichaamstemperatuur van de dieren op peil te houden.
  3. Voer de echocardiografie uit (stap 5) en verzamel 2 ml bloedmonsters.
  4. Intubeer de minivarkens met een endotracheale tube die is aangesloten op een veterinair anesthesiebeademingsstation (Figuur 3A) (zie Materiaaltabel).
  5. Start de ventilatie bij een ademvolume van 8 ml/kg en 30 ademhalingen/min. Houd de dieren tijdens de chirurgische ingreep op 1,5%-2,5% isofluraan.
  6. Breng een intraveneuze canulatie tot stand met behulp van een perifere intraveneuze katheter (26 G) (zie materiaaltabel) uit een oorader (meestal de marginale oorader, figuur 3B).
  7. Sluit het dier aan op een veterinaire monitor.

3. Chirurgische ingreep

  1. Scheer het linker thoracale gebied. Breng 0,7% jodium en 75% alcohol aan om de huid aseptisch voor te bereiden van het schouderblad tot het middenrif (figuur 3C).
  2. Plaats steriele gordijnen over het operatiegebied.
  3. Dien propofol (5 mg/kg) (zie materiaaltabel) toe via intraveneuze injectie om algemene anesthesie te behouden.
  4. Markeer de incisie (~15 cm lang) langs de 4e intercostale ruimte voorafgaand aan de incisie van de huid met elektrocauterisatie.
  5. Open de borstkas met behulp van een combinatie van cauterisatie en stompe dissectie van de spier en het bindweefsel. Gebruik een aspirator om bloed af te nemen tijdens de operatie.
  6. Gebruik een ribretractor om de ribben te spreiden (Figuur 3D).
  7. Lokaliseer het thoracale dalende aortasegment en bepaal de vernauwingsplaats (Figuur 3E). Gebruik twee 3-0 chirurgische hechtingen om twee keer rond het segment te lussen (Figuur 3F). Plaats drie lagen medisch gaas tussen de hechting en de aorta om weefselbeschadiging door hechtingen te voorkomen.
  8. Stel drukmeeteenheden in om de mate van vernauwing te bepalen (Figuur 3F-H).
    NOTITIE: Het apparaat bevat een katheter die de vaatwand doorboort, een aansluitbuis, een druktransducer en een patiëntmonitor.
  9. Draai de chirurgische hechting rond het dalende aortasegment geleidelijk aan om de gewenste vernauwingsgraad te bereiken. Laat de drukmetingen 20 minuten stabiliseren en draai de chirurgische knopen permanent vast.
  10. Gebruik een drainagebuis om de lucht en overtollig vocht in de borstholte af te voeren.
  11. Sluit de borstwand in lagen, herbenader de ribben en verdeelde spieren met resorbeerbare hechtingen.
  12. Controleer op eventuele bloedingen en zorg voor een goede hemostase.
  13. Breng na de operatie een fles benzylpenicilline (800.000 stuks) (zie materiaaltabel) aan op het operatiegebied.
  14. Houd de aanwezigheid van knipperende ogen en beweging van ledematen van het dier in de gaten. Koppel de ventilator los, maar laat de endotracheale tube zitten. Controleer de aanwezigheid van spontane ademhaling.
  15. Breng het dier terug naar zijn huisvestingskamer en laat het automatisch wakker worden.

4. Postoperatieve zorg

  1. Benzylpenicilline dagelijks aanbrengen gedurende 1 week (20.000 E/kg).
  2. Breng gedurende 1 week dagelijks 1 mg/kg flunixinemeglumine (zie materiaaltabel) aan.
    OPMERKING: Opioïde en NSAID-analgetica moeten intra- en postoperatief worden toegediend.

5. Transthoracale echocardiografie

  1. Verdoven het dier met 1 mg/kg zoletil.
  2. Plaats het dier in een mobiele fixatie-eenheid met een canvas hoes.
    OPMERKING: De mobiele fixatie-eenheid (zie materiaaltabel) heeft vier openingen die zijn ontworpen om de voor- en achterpoten van het dier te verlengen.
  3. Scheer de linkerborst van het dier.
  4. Plaats de vingers links in het midden van de borstkas om de apicale pols te voelen. Breng de ultrasone gel aan op de omgeving.
  5. Plaats de phased array-transducer (3-8 Hz) van het ultrasone systeem in de derde intercostale ruimte. Beweeg de transducer in voorste of achterste richting en pas de inkepinghoek aan.
  6. Identificeer de boezems, ventrikels en aorta. Neem de B-modus en M-modus parasternale lange-asbeelden op.
    OPMERKING: Het beeld in de B-modus geeft de dwarsdoorsnede van het linkerventrikel op papillair spierniveau weer en het beeld in de M-modus toont de beweging van het linkerventrikel in de loop van de tijd.
  7. Draai de transducerkop 90° met de klok mee om het parasternale korte-asbeeld te verkrijgen. Identificeer de linkerventrikel, rechterventrikel en papillaire spier. Neem de beelden in de B-modus en M-modus op.
  8. Gebruik het werkstation dat door de fabrikant van het ultrasone systeem is geleverd om de hartstructuur en -functie te beoordelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Echocardiografie
De hartstructuur en -functie werden geëvalueerd in week 0, 2, 4, 6, 8, 10 en 12. De B-modus en M-modus opnames van de parasternale korte-asweergave worden weergegeven in figuur 4A. De echocardiografische meting omvatte de dikte van het ventriculaire septum (VST), de dikte van de posterieure wand (PWT) en de interne dimensie van het linkerventrikel (LVID). De VST bij einddiastole nam toe in de DAC-harten, terwijl de PWT bij einddiastole toenam en vervolgen...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie gebruikte DAC-technieken om een HFpEF-model voor Tibetaanse minivarkens te ontwikkelen. Hier wordt een stapsgewijs protocol voor de voorbereiding van dieren en instrumenten gepresenteerd, inclusief sedatie, tracheale intubatie, adercanulatie, chirurgische ingreep en postoperatieve zorg. De opnametechnieken voor echocardiografische B-modus en M-modus hartbeelden worden ook gepresenteerd. Na DAC onderging het hart linkerventrikelhypertrofie in week 4 en 6 en dilatatie na week 8. LVEF werd gedurende de periode v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat zij geen tegenstrijdige belangen hebben.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het Guangdong Science and Technology Program (2008A08003, 2016A020216019, 2019A030317014), het Guangzhou Science and Technology Program (201804010206), de National Natural Science Foundation of China (31672376, 81941002) en het Guangdong Provincial Key Laboratory of Laboratory Animals (2017B030314171).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Absorbable chirurgische hechtingPutong Jinhua Medical Co. Ltd, China4-0
Anesthesie ventilator stationShenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co., Ltd, ChinaWATO EX-35vet
AspiratorShanghai Baojia Medical Apparatus Co., Ltd, ChinaYX930D
BenzylpenicillinSichuan Pharmaceutical. INC, ChinaH5021738
Wegwerp endotracheale buis met manchetShenzhen Verybio Co., Ltd, China20 cm, ID 0.9
Wegwerp transducerGuangdong Baihe Medical Technology Co., Ltd, China
DissectiebladShanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd, China
ElektrocauterisatieShanghai Hutong Medical Instruments (Group) Co., Ltd, ChinaGD350-B
Enzyme-linked immunosorbent assay ELISA kitCusabio Biotech Co., Ltd, ChinaCSB-E08594r
EosineSigma-Aldrich Corp.E4009
Flunixin meglumineShanghai Tongren Pharmaceutical Co., Ltd., ChinaShouyaozi(2012)-090242103
PincetShanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China
HematoxylineSigma-Aldrich Corp.H3136
IsofluraanRWD Life Science Co., Ltd, ChinaVeteasy voor dieren
LaryngoscopeTaixing Simeite Medical Apparatus and Instruments Limited Co., Ltd, ChinaVoor volwassenen
LED chirurgische verlichtingMingtai Medical Group, ChinaZF700
MicroplaatlezerThermo Fisher Scientific, USAMultiskan FC
MicroscoopLeica, DuitslandDM2500
Mobiel beperkingsapparaatAangepastN/AEen mobiel beperkingsapparaat, gemaakt van een metalen frame en wielen, met een canvasovertrek
ZuurstofLokaal leveranciers, Guangzhou, China
ParaformaldehydeSigma-Aldrich Corp.V900894
PatiëntmonitorShenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, ChinaBeneview T5
Perifere intraveneuze (IV) katheterShenzhen Yima Pet Industry Development Co., Ltd., China26G X 16 mm
PropofolGuangdong Jiabo Phamaceutical Co., Ltd.H20051842
Rib retractorShanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China
LineaalDeli Manufacturing Company, China
Scalpel handvattenShanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China
Schaar (g)Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China
HechtingMedtronic-Coviden Corp.3-0, 4-0
Ultrasoon gelTianjin Xiyuansi Production Institute, ChinaTM-100
Veterinaire monitorShenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, ChinaePM12M Vet
Veterinaire echografie systeemEsatoe, ItaliëMyLab30Uitgerust met phased array transducer (3-8 Hz)
Xylazin hydrochloride injectieShenda Animal Phamarceutical Co., Ltd., ChinaShouyaozi(2016)-07003
Zoletil injectieVirbac, FrankrijkZoletil 50Tiletamine en zolazepam voor injectie

Referenties

  1. Dunlay, S. M., Roger, V. L., Redfield, M. M. Epidemiology of heart failure with preserved ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (10), 591-602 (2017).
  2. Redfield, M. M. Heart failure with preserved ejection fraction. New England Journal of Medicine. 375 (19), 1868-1877 (2016).
  3. Lam, C. S. P., Voors, A. A., de Boer, R. A., Solomon, S. D., van Veldhuisen, D. J. Heart failure with preserved ejection fraction: From mechanisms to therapies. European Heart Journal. 39 (30), 2780-2792 (2018).
  4. Solomon, S. D., et al. Angiotensin receptor neprilysin inhibition in heart failure with preserved ejection fraction: Rationale and design of the PARAGON-HF trial. JACC-Heart Failure. 5 (7), 471-482 (2017).
  5. Cunningham, J. W., et al. Effect of sacubitril/valsartan on biomarkers of extracellular matrix regulation in patients with HFpEF. Journal of the American College of Cardiology. 76 (5), 503-514 (2020).
  6. Conceição, G., Heinonen, I., Lourenço, A. P., Duncker, D. J., Falcão-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
  7. Noll, N. A., Lal, H., Merryman, W. D. Mouse models of heart failure with preserved or reduced ejection fraction. American Journal of Pathology. 190 (8), 1596-1608 (2020).
  8. Schwarzl, M., et al. A porcine model of hypertensive cardiomyopathy: Implications for heart failure with preserved ejection fraction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 309 (9), 1407-1418 (2015).
  9. Reiter, U., et al. Early-stage heart failure with preserved ejection fraction in the pig: A cardiovascular magnetic resonance study. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 18 (1), 63(2016).
  10. Silva, K. A. S., et al. Tissue-specific small heat shock protein 20 activation is not associated with traditional autophagy markers in Ossabaw swine with cardiometabolic heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1036-1043 (2020).
  11. Ponikowski, P., et al. 2016 ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure: The Task Force for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure of the European Society of Cardiology (ESC)Developed with the special contribution of the Heart Failure Association (HFA) of the ESC. European Heart Journal. 37 (27), 2129-2200 (2016).
  12. Tsutsui, H., et al. JCS 2017/JHFS 2017 guideline on diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure - Digest version. Circulation Journal. 83 (10), 2084-2184 (2019).
  13. Yousefi, K., Dunkley, J. C., Shehadeh, L. A. A preclinical model for phenogroup 3 HFpEF. Aging (Albany NY). 11 (13), 4305-4307 (2019).
  14. Zheng, S., et al. Aged monkeys fed a high-fat/high-sugar diet recapitulate metabolic disorders and cardiac contractile dysfunction. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (5), 799-815 (2021).
  15. Shirakabe, A., et al. Drp1-dependent mitochondrial autophagy plays a protective role against pressure overload-induced mitochondrial dysfunction and heart failure. Circulation. 133 (13), 1249-1263 (2016).
  16. Zhabyeyev, P., et al. Pressure-overload-induced heart failure induces a selective reduction in glucose oxidation at physiological afterload. Cardiovascular Research. 97 (4), 676-685 (2013).
  17. Tan, W., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction induced by chronic pressure overload characterized by cardiac fibrosis and remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 677727(2021).
  18. Beznak, M. Changes in heart weight and blood pressure following aortic constriction in rats. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 33 (6), 995-1002 (1955).
  19. Bikou, O., Miyashita, S., Ishikawa, K. Pig model of increased cardiac afterload induced by ascending aortic banding. Methods in Molecular Biology. 1816, 337-342 (2018).
  20. Hiemstra, J. A., et al. Chronic low-intensity exercise attenuates cardiomyocyte contractile dysfunction and impaired adrenergic responsiveness in aortic-banded mini-swine. Journal of Applied Physiology. 124 (4), 1034-1044 (2018).
  21. Massie, B. M., et al. Myocardial high-energy phosphate and substrate metabolism in swine with moderate left ventricular hypertrophy. Circulation. 91 (6), 1814-1823 (1995).
  22. Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
  23. Charles, C. J., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction: magnetic resonance imaging and metabolic energetics. ESC Heart Failure. 7 (1), 92-102 (2020).
  24. Olver, T. D., et al. Western, diet-fed, aortic-banded ossabaw swine: A Preclinical model of cardio-metabolic heart failure. JACC Basic to Translational Science. 4 (3), 404-421 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Aortacostrictiedrukoverbelastingechocardiografiecardiale fibroseventriculaire hypertrofiecardiaal troponine Ichirurgisch diermodel

Gerelateerde artikelen