Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Subconjunctivale toediening van Adeno-geassocieerde virusvectoren in modellen met kleine dieren

3.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63532

⸱

16 maart 2022

 ,  , 
1Department of Ophthalmology, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Gene Therapy Center, University of North Carolina at Chapel Hill, 3Lineberger Comprehensive Cancer Center, University of North Carolina at Chapel Hill

In dit artikel

Samenvatting

In dit manuscript wordt subconjunctivale injectie gedemonstreerd als een geldige vectorafgiftemethode voor oculaire weefsels bij muizen met behulp van een injectiesysteem bestaande uit een infusie/opzuigspuitpomp en een gasdichte verwijderbare spuit in combinatie met micro-injectienaalden. Dit injectiesysteem is ook aanpasbaar voor andere intraoculaire toedieningsroutes.

Samenvatting

Oogziekten omvatten een breed scala aan erfelijke genetische en verworven aandoeningen die aantrekkelijke doelwitten zijn voor lokale medicijnafgifte vanwege hun relatieve gemakkelijke toegankelijkheid via meerdere toedieningsroutes. Subconjunctivale (SCJ) injecties bieden voordelen ten opzichte van andere intraoculaire toedieningsroutes omdat ze eenvoudig, veilig en meestal worden uitgevoerd in een poliklinische setting. SCJ-injecties bij kleine dieren vereisen meestal de hulp van een operatiemicroscoop vanwege de grootte van het oog. Eerder werk heeft aangetoond dat SCJ-injectie van specifieke adeno-geassocieerde virus (AAV) serotypen een geldige genafgiftestrategie is voor gerichte transductie van het oculaire oppervlak, de oogspier, het hoornvlies en de oogzenuw, wat een potentiële aanpak biedt voor de behandeling van veel oogziekten.

Hierin wordt een gedetailleerd protocol gepresenteerd voor SCJ-injecties in een muismodel met behulp van een injectiesysteem dat bestaat uit een programmeerbare infusie- / opzuigspuitpomp (die een consistente en nauwkeurige injectiesnelheid en -druk mogelijk maakt) en een gasdichte verwijderbare spuit in combinatie met micro-injectienaalden. Het injectiesysteem is ook aanpasbaar voor andere intraoculaire toedieningsroutes zoals intrastromale, intracamerale, intravitreale en subretinale injecties bij kleine dieren. Hoewel de levering van adeno-geassocieerde virale vectoren voor oculaire gentherapiestudies wordt beschreven, kan het protocol hierin ook worden aangepast voor een verscheidenheid aan oogheelkundige oplossingen in modellen voor kleine dieren. De belangrijkste praktische stappen in de toedieningsroute, de installatie van het injectieplatform, de voorbereiding van de injectie en tips uit directe ervaring zullen in detail worden besproken. Daarnaast zullen ook algemene validatietechnieken voor AAV-leveringsbevestiging aan de gewenste weefsels kort worden besproken.

Inleiding

Oogziekten omvatten een breed scala aan zowel genetische als verworven aandoeningen. In 2015 waren wereldwijd naar schatting 36 miljoen mensen juridisch blind en meer dan 1 miljard mensen lijden aan ten minste een zekere mate van visuele beperking, wat de noodzaak benadrukt om de verlichtingsinspanningen op alle niveausop te schalen 1. De belangrijkste methoden voor het toedienen van oculaire medicijnen omvatten zowel topische als lokale toediening, zoals oogdruppels of subconjunctivale (SCJ), intracamerale, intravitreale en subretinale injecties. Hoewel niet-invasieve topische therapie de meest voorkomende toedieningsmethode is voor oogheelkundige geneesmiddelen en op grote schaal wordt gebruikt voor veel anterieure segmentaandoeningen, vormt de aanwezigheid van cornea-anatomische barrières een uitdaging voor de biologische beschikbaarheid, biodistributie en werkzaamheid van topisch toegediende stoffen, wat suggereert dat het misschien niet de beste kandidaat-behandelingsroute is voor veel ziekten van het binnenste oog. Lokale injectie in het specifieke oculaire compartiment dat door de ziekte is aangetast, is waarschijnlijk een effectievere en gerichtere aanpak voor medicijnafgifte2. Bijwerkingen als gevolg van herhaalde injecties kunnen toedieningsstrategieën echter bemoeilijken. Idealiter zou een therapie de therapeutische werkzaamheid op lange termijn moeten behouden na een enkele toediening. Gentherapie is dus een veelbelovende optie om het aantal vereiste injecties te minimaliseren en duurzame transgene expressie te bieden voor de behandeling van oogziekte 3,4.

Talrijke virale en niet-virale vectoren zijn beschikbaar voor gentherapie; AAV-vectoren zijn echter van groot belang vanwege hun uitstekende veiligheidsprofiel. AAV is een klein, enkelstrengs, niet-omhuld DNA-virus dat aanvankelijk werd ontdekt als een verontreiniging van een adenoviruspreparaat in 1965 door Atchison et al.5,6 AAV werd vervolgens ontworpen als een efficiënte virale vector voor genafgifte in de jaren 1980 en is de gentherapievector bij uitstek geworden voor vele ziekten, waaronder oogaandoeningen, in de afgelopen decennia. De meest opvallende hiervan is het eerste commercieel beschikbare gentherapiegeneesmiddel, voretigene neparvovec, dat werd goedgekeurd door de Amerikaanse Food and Drug Administration voor de behandeling van Leber's Congenitale Amaurosis, een zeldzame posterieure oogziekte. Hoewel voretigene neparvovec met succes barrières voor klinische ontwikkeling heeft overwonnen, blijven er uitdagingen voor de commercialisering van aanvullende oculaire gentherapieën. Voretigene neparvovec wordt bijvoorbeeld toegediend aan patiënten die levensvatbare retinale cellen behouden via subretinale injectie. Patiënten met meer geavanceerde vormen van de ziekte die geen levensvatbare retinale cellen hebben, komen dus niet in aanmerking voor behandeling, omdat dit geen klinisch voordeel zou opleveren. Bovendien werden bekende complicaties geassocieerd met de subretinale injectieprocedure waargenomen, waaronder oogontsteking, cataract, retinale scheuren, maculopathie en pijn 7,8. Andere zorgen met betrekking tot deze procedure zijn de mogelijkheid van bloeding, netvliesloslating, endoftalmitis en intrekking van de oculaire immuunprivilegestatus door oogweefselvernietiging 9,10,11,12. Inspanningen om minder invasieve genafgifteroutes zoals SCJ-injectie te verkennen, zijn dus steeds belangrijker geworden 13,14,15,16,17.

Het bindvlies is een dun membraan dat 3-5 lagen cellen bevat en het voorste oog verbindt met het binnenste ooglid. SCJ-injecties worden klinisch gebruikt voor de toediening van oogheelkundige geneesmiddelen aan zowel de voorste als/of achterste segmenten van het oog voor de behandeling van oogziekten zoals leeftijdsgebonden maculaire degeneratie, glaucoom, retinitis en posterieure uveïtis18,19. Ze zijn relatief eenvoudig uit te voeren, routinematig gebruikt voor de toediening van oogheelkundige geneesmiddelen in een poliklinische setting20, enigszins pijnloos, brengen het oculaire immuunprivilege niet in gevaar en laten toegediende geneesmiddelen zich verspreiden door een groot periorbitaal gebied dat de oogzenuw omvat. Vandaar dat SCJ-injecties een aantrekkelijke toedieningsweg zijn voor AAV-gentherapietoepassingen. Natuurlijke AAV-serotypen toegediend via SCJ-injectie bij muizen zijn eerder gekarakteriseerd voor veiligheid, transductie-efficiëntie, serumimmunogeniciteit, biodistributie en weefselspecificiteit 13,16,21. Deze gegevens toonden aan dat genafgifte aan individuele oculaire weefsels via SCJ-toediening een formele mogelijkheid is.

Dit artikel beschrijft een eenvoudig en aanpasbaar protocol voor SCJ-injectie om AAV-vectoren in een muismodel af te leveren. Om de reproduceerbaarheid van deze aanpak te waarborgen, wordt een injectiesysteem beschreven dat bestaat uit een stereomicroscoop, een programmeerbare infusie-/opzuigspuitpomp (die een consistente en nauwkeurige injectiesnelheid en -druk mogelijk maakt) en een gasdichte verwijderbare spuit in combinatie met micro-injectienaalden. Dit systeem is aanpasbaar voor andere intraoculaire toedieningsroutes zoals intrastromale, intracamerale, intravitreale en subretinale injecties bij kleine dieren. Bovendien wordt een fluoresceïnekleurstof vaak gebruikt om visualisatie van de AAV-injectieplaats mogelijk te maken. De belangrijkste praktische stappen in de toedieningsroute, de installatie van het injectieplatform, de voorbereiding van de injectie en tips uit directe ervaring zullen in detail worden besproken. Ten slotte zullen gemeenschappelijke validatietechnieken voor bevestiging van AAV-levering aan de gewenste weefsels kort worden besproken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de voorschriften van de Institutional Animal Care and Use Committee aan de Universiteit van North Carolina in Chapel Hill. Het gebruik van AAV-vectoren is een biorisico van bioveiligheidsniveau 1. Draag de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen, waaronder een laboratoriumjas, handschoenen en een bril bij het hanteren van AAV. Voor het hierin beschreven experiment werd een recombinante AAV-vector gebruikt, verpakt met het serotype 8-kapsel en coderend voor een generieke alomtegenwoordige cytomegalovirus (CMV) -promotor die de expressie van groen fluorescentie-eiwit (GFP) regelt.

1. AAV vector handling en opslag

  1. Bewaar het virus in een vriezer van -80 °C in aliquots van 100 μL in gesiliconiseerde of microcentrifugebuizen met lage retentie.
  2. Ontdooi alle vector stock oplossingen op ijs voor gebruik.
    OPMERKING: Kleurstoffen zoals natriumfluoresceïneoplossing (bij een eindconcentratie van 0,1-2%) worden vaak gemengd met de AAV-vectoren om de geïnjecteerde oplossing te visualiseren. Bovendien helpt visualisatie van geïnjecteerde oplossingen bij het detecteren van luchtbellen en het bewaken van AAV-distributie en / of lekkage na injectie.

2. Subconjunctivale (SCJ) injectie

  1. Monteer het injectiesysteem.
    1. Om het injectiesysteem samen te stellen, plaatst u een stereomicroscoop en een spuitpomp in een bioveiligheidskast.
      OPMERKING: Een infuuspomp is nodig om injecties met hoge precisie uit te voeren. Hierin wordt een standaard infuse / draw programmeerbare spuitpomp gebruikt (zie de tabel met materialen), die een strakke grip en een veilige spuitklem bevat voor spuiten variërend in volume van 0,5 μL tot 60 ml. Deze pomp biedt ook verbeterde debietprestaties met een hoge nauwkeurigheid en soepele stroomsnelheden van 1,28 pl/min tot 88,28 ml/min.
    2. Snijd de polyethyleenbuis tot een lengte van ongeveer 50 cm (zie de tabel met materialen).
    3. Steek het naafuiteinde van een naald van 36 G in een van de uiteinden van de buis.
      OPMERKING: Schuif het uiteinde van de naaldnaaf gedurende ~ 3 mm in de buis om ervoor te zorgen dat er geen lekkage optreedt. De naald van 36 G wordt gebruikt voor de volgende SCJ-injectie. Naalden variërend tussen 32 G en 36 G zijn de meest gebruikte maten voor SCJ-injecties. Het gebruik van een hemostaat om deze stap te ondersteunen wordt ten zeerste aanbevolen om het potentiële risico op scherp letsel te voorkomen.
    4. Vul een wegwerpspuit van 3 ml met steriel water; steek deze wegwerpspuit in de zijkant van de buis tegenover de naald en spoel het water door de slang/naald. Herhaal deze stap met 70% alcohol.
    5. Herhaal stap 2.1.4 nog drie keer, afwisselend met steriel water en 70% alcohol, om de slang te desinfecteren en ervoor te zorgen dat er geen lekken, verstoppingen of schade in de hele slang worden waargenomen.
    6. Gebruik de wegwerpspuit van 3 ml om de slang te vullen met steriel water en laat de slang aan de wegwerpspuit zitten.
    7. Plaats een stuk parafilm op het bankoppervlak en voeg er een plas steriel water aan toe (~ 1 ml). Dompel het deel van de buis dat op de naald is aangesloten onder in de plas steriel water. Trek de wegwerpspuit uit de buisopening aan het andere uiteinde om te voorkomen dat er lucht in het slang/naaldsysteem komt bij het verwijderen van de spuit. Laat het deel van de buis dat is aangesloten op de naald ondergedompeld in de plas water.
      OPMERKING: Voer procedures 2.1.4 tot 2.1.7 uit in een laminaire kap.
    8. Vul een Hamilton spuit/naald van 10 μL met steriel water en vermijd lucht in de spuit. Sluit de Hamilton spuit/naald aan op het resterende open uiteinde van de slang door de slang en de naaldpunt van de Hamilton-spuit onder te dompelen in de plas steriel water op de parafilm.
    9. Druk op de snelomkeerknop op het pompscherm om het drukblok naar de geschatte lengte van de spuit te verplaatsen. Schroef de klemknoppen van de beugel los om de bevestigingsbeugels op de duwer en de spuithouderblokken los te maken. Plaats de Hamilton-spuit op het houderblok van de spuit en bevestig de spuit volgens de instructies van de fabrikant.
      OPMERKING: Om de spuit vast te zetten, moet de cilinderklem van de spuit strak tegen het spuitvat zitten; echter niet te strak aanspannen, vooral niet bij het gebruik van glazen spuiten. De zuiger van de spuit moet worden vastgezet door de bevestigingsbeugel van het duwblok.
    10. Pas de parameters aan in het scherm met pompinstellingen.
      1. Druk op de forceerknop en stel het krachtniveau in op 30%. Accepteer de wijzigingen om terug te gaan naar het instellingenscherm .
      2. Druk op de snelstartknop en selecteer Methode | Infunderen/terugtrekken.
      3. Selecteer voor de spuit Hamilton 1700, glas, 10 μL. Selecteer de infusie- en treksnelheid en het injectievolume.
        OPMERKING: Het krachtniveau wordt ingesteld afhankelijk van het type spuit/materiaal/capaciteit/fabrikanten; zie de instructies van de fabrieksfabrikant voor de voorgestelde kracht voor elke spuit. De injectiesnelheid die in dit experiment werd gebruikt, was 200 nL /s. SCJ-injecties zijn relatief veilig en er is minder bezorgdheid over de inductie van verhoogde intraoculaire druk (IOP) als gevolg van de injectie. Een lagere injectiesnelheid is vaak wenselijk voor bepaalde toepassingen om reflux in de naald te voorkomen en consistentie in injecties bij dieren te behouden.
    11. Werp het water uit de Hamilton spuit, maar laat de slang en injectienaald vol met water. Trek de Hamilton-spuit iets terug door op de omgekeerde knop te drukken om een kleine luchtbel in de slang / naald te brengen.
      OPMERKING: De luchtbel zal dienen als een barrière tussen het water in de buis en het therapeutische medicijn (in dit geval AAV), waardoor de nauwkeurigheid van de toegediende dosis wordt gewaarborgd.
    12. Trek het virus op door de injectienaald in een aliquot van de virusvoorraad te plaatsen. Zorg ervoor dat er een zichtbare luchtbel achterblijft tussen het virus en het water in de slang.
      OPMERKING: AAV-vectoren kunnen binden aan de plastic buis en metalen naald, wat leidt tot een verlies van virus- en / of onnauwkeurige doseringsregimes. Om strengheid, reproduceerbaarheid en een nauwkeurige dosis AAV te garanderen, wordt het dus aanbevolen om de oppervlakken die vervolgens in contact komen met de AAV vooraf te coaten. Om het slang/naaldsysteem met het virus te bedekken, trekt u de virale vectoroplossing in de slang/naald en incubeert u deze gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur om verzadiging van de virusbinding aan de wand van de naald en/of slang mogelijk te maken. Gooi het virus weg.
  2. Virusinjectie
    1. Verdoof de muis met geïnhaleerde anesthesie (isofluraan) of intraperitoneale injectie van ketamine/xylazine/acepromazine. Bevestig het chirurgische vlak van anesthesie door een gebrek aan reactie op stevige teenknijpen.
      OPMERKING: Gebruik vrouwelijke en/of mannelijke C57BL/6J- of BALB/c-muizen die minstens 6 weken oud zijn. Ketamine/xylazine/acepromazine doses zijn als volgt: ketamine bij 70 mg/kg, xylazine bij 7 mg/kg en acepromazine bij 1,5 mg/kg.
    2. Breng plaatselijke anesthesie aan op het oog dat de injectie zal ontvangen.
      OPMERKING: Gebruik 0,1% proparacaïnehydrochloride en/of tetracaïnehydrochloride oftalmische oplossing (0,5%) voor plaatselijke anesthesie.
    3. Breng actuele zalf aan op het andere oog dat geen injectie krijgt om droogheid en letsel te voorkomen.
    4. Plaats de muis op het microscopische podium en belicht het muisoog onder de stereomicroscoop.
    5. Plaats twee vingers op het ooglid en trek het iets weg van het oog van de muis om het bindvlies bloot te leggen, het binnenmembraan dat het ooglid met de sclera verbindt.
    6. Pak het bindvlies vast met een tang.
    7. Laat het ooglid los en houd de naald met de schuine kant naar boven gericht met behulp van de dominante hand.
    8. Steek de naald in het bindvlies. Steek de naald in totdat de schuine kant volledig bedekt is door het conjunctivale membraan. Leg de naald tegen de bol.
      OPMERKING: Omdat het bindvlies een helder membraan is, is de punt van de naald / schuine kant gemakkelijk zichtbaar.
    9. Start de injectie door op de Startknop te drukken met de voetschakelaar.
      OPMERKING: De beweging van de lucht en de Hamilton-zuiger zijn gesynchroniseerd; elke vertraging duidt op overtollige lucht in het injectiesysteem of mogelijk een losse verbinding tussen de onderdelen van de slang, naald en/of spuit.
    10. Nadat de injectie is voltooid, houdt u de naald 10 s op zijn plaats voordat u de naald uit het bindvlies trekt om de kans op terugstroom te verkleinen.
      OPMERKING: Het is gebruikelijk dat een bleb verschijnt op de plaats van de SCJ-injectie. Dergelijke blebs verdwijnen normaal gesproken volledig binnen een paar uur na injectie.
    11. Plaats een druppel van de actuele glijmiddelgel op de ogen van de muis om oogdroogheid / letsel te voorkomen en plaats de muis vervolgens op een verwarmingskussen om te herstellen.
    12. Voer oculaire onderzoeken uit zoals scheurproductie, IOP en spleetlamponderzoek in combinatie met corneafluorosceïnekleuring om oculaire abnormiteiten na de injectie te beoordelen.
      OPMERKING: De traanproductie wordt gemeten door een Phenol Red Thread-test en een tonometer wordt vaak gebruikt om de IOP van het muizenoog te onderzoeken. Er wordt gemeld dat sommige intraoculaire injecties, zoals intravitreale injecties, kunnen leiden tot een significante toename van IOP; IOP-veranderingen na SCJ-injectie zijn echter niet duidelijk 13,22,23,24.
  3. AAV biodistributie en transductie efficiëntie onderzoek na subconjunctivale injectie
    1. Om het virale genoombiodistributie- en / of transductieprofiel van AAV-vectoren te onderzoeken die via SCJ worden geleverd, euthanaseert u de muizen met een door AVMA goedgekeurde methode.
      OPMERKING: In dit experiment werden de muizen 8 weken na de injectie geofferd.
    2. Voor biodistributie en transgene expressie in gerichte oculaire compartimenten, ontleed het relevante weefsel van belang, zoals de oogleden, hoornvlies, bindvlies, oogspier, netvlies en oogzenuw. Flash-freeze alle weefsels en bewaar bij -80 °C. Om de AAV-biodistributie van het hele lichaam te onderzoeken, verzamelt u organen zoals de submandibulaire lymfeklieren en lever en bevriest u ze en slaat u ze op bij -80 °C.
    3. Verzamel met behulp van een DNA / RNA-extractiekit gDNA en RNA uit hetzelfde monster om respectievelijk transgene expressie en AAV-biodistributie te onderzoeken. Als alleen vectorbiodistributie gewenst is, gebruik dan een DNA-extractiekit om gDNA te extraheren.
    4. Voer standaard qPCR en RT-qPCR uit om de AAV-vectorbiodistributie en cDNA-abundantie te bepalen met behulp van vectortransgene-specifieke primers / probes13,25.
    5. Voor histologische analyse fixeert u de ogen, integreert u ze in paraffine en snijdt u ze door op een dikte van 5 μm. Voer standaard immunofluorescentiekleuring uit om transgenexpressie te onthullen26.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Oplossing geïnjecteerd in de subconjunctivale ruimte presenteert zich als een bleb, afhankelijk van het injectievolume.
In dit experiment werd 7 μL AAV (7 × 109 virale genomen (vg)/oog) gemengd met fluoresceïne in een uiteindelijke concentratie van 0,1% geïnjecteerd met een naald van 36 G onder een stereomicroscoop, en de injectiesnelheid/druk werd constant gehouden met behulp van een programmeerbare spuitpomp op 1 μL/s. Een bleb kan verschijnen bij injectie (pijl). Een microscopisch beeld ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

AAV-gemedieerde gentherapie heeft een groot potentieel voor de behandeling van oogziekten. De huidige oculaire gentherapie is gebaseerd op twee belangrijke lokale toedieningsroutes, intravitreale en subretinale injecties. Helaas zijn beide routes invasief en kunnen ze ernstige complicaties veroorzaken, waaronder netvliesloslating, cataractvorming en endoftalmitis. Het onderzoek naar relatief minder invasieve routes, zoals SCJ-injectie, is dus van groot belang.

Hoewel deze techniek relatief een...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs bedanken de Vector Core aan de Universiteit van North Carolina voor het verstrekken van de scAAV8-GFP-vectoren die in deze studie worden gebruikt, de CGIBD Histology Core en het laboratorium van Dr. Brian C. Gilger voor hun hulp bij de klinische beoordelingsaspecten van deze studie. Deze studie werd ondersteund door de Pfizer-NC Biotech Distinguished Postdoctoral Fellowship en een Career Development Award van de American Society of Gene &Cell Therapy en de Cystic Fibrosis Foundation. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de American Society of Gene &Cell Therapy of de Cystic Fibrosis Foundation.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
36 G NanoFil-naaldenWorld Precision InstrumentsNF36BV-2
AAV-vector  Universiteit van North Carolina in Chapel Hill  /
AcepromazineHenry ScheinNDC 11695-0079-8
anti-GFP-antilichaamAVES labs Inc.
Digitale cameraCannonCannon EOS T5i
DNA/RNA-extractiekitQiagen80204
 PincetFine Science ToolsF6521
Hamilton-spuitHamilton7654-01
India-inktStatLabNC9903975
Ketamine hydrochloride injectieoplossingHenry ScheinNDC 0409-2051-05
Vochtwerende filmParafilm807-6
Polyethyleen buisBecton Dickinson and Company427401
Proparacaine 0,1%Bausch Health USNDC 24208-730-06
Rebound tonometerTonovet/
Natriumfluoresceine-oplossingSigma-Aldich46960
Standaard Infuse/Withdraw Pump 11 Pico Plus Elite Programmeerbare SpuitpompHarvard Bioscience70-4504
Stereo microscopieLeicaMz6
Tetracaine Hydrochloride Oogheelkundige Oplossing 0,5%Bausch and LombRx only
Topische zalfGenTealNDC 0078-0429-47
XylazinAkornNDC 59399-110-20
Zone-Quick Fenol Rood Draad Doos 100 DradenZONE-QUICKPO6448

Referenties

  1. Bourne, R. R. A., et al. Magnitude, temporal trends, and projections of the global prevalence of blindness and distance and near vision impairment: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 5 (9), 888-897 (2017).
  2. Swetledge, S., Jung, J. P., Carter, R., Sabliov, C. Distribution of polymeric nanoparticles in the eye: implications in ocular disease therapy. Journal of Nanobiotechnology. 19 (1), 10(2021).
  3. Petit, L., Khanna, H., Punzo, C. Advances in gene therapy for diseases of the eye. Humam Gene Therapy. 27 (8), 563-579 (2016).
  4. Russell, S., et al. Efficacy and safety of voretigene neparvovec (AAV2-hRPE65v2) in patients with RPE65-mediated inherited retinal dystrophy: a randomised, controlled, open-label, phase 3 trial. Lancet. 390 (10097), 849-860 (2017).
  5. Atchison, R. W., Casto, B. C., Hammon, W. M. Adenovirus-associated defective virus particles. Science. 149 (3685), 754-756 (1965).
  6. Atchison, R. W., Casto, B. C., Hammon, W. M. Electron microscopy of adenovirus-associated virus (AAV) in cell cultures. Virology. 29 (2), 353-357 (1966).
  7. Peng, Y., Tang, L., Zhou, Y. Subretinal injection: a review on the novel route of therapeutic delivery for vitreoretinal diseases. Ophthalmic Research. 58 (4), 217-226 (2017).
  8. Gaudana, R., Jwala, J., Boddu, S. H., Mitra, A. K. Recent perspectives in ocular drug delivery. Pharmacological Research. 26 (5), 1197-1216 (2009).
  9. Amado, D., et al. Safety and efficacy of subretinal readministration of a viral vector in large animals to treat congenital blindness. Science Translational Medicine. 2 (21), (2010).
  10. Li, Q., et al. Intraocular route of AAV2 vector administration defines humoral immune response and therapeutic potential. Molecular Vision. 14, 1760-1769 (2008).
  11. Ausayakhun, S., Yuvaves, P., Ngamtiphakom, S., Prasitsilp, J. Treatment of cytomegalovirus retinitis in AIDS patients with intravitreal ganciclovir. Journal of Medical Association of Thailand. 88, 15-20 (2005).
  12. Miyadera, K., et al. Intrastromal gene therapy prevents and reverses advanced corneal clouding in a canine model of mucopolysaccharidosis I. Molecular Therapy. 28 (6), 1455-1463 (2020).
  13. Song, L., et al. Serotype survey of AAV gene delivery via subconjunctival injection in mice. Gene Therapy. 25 (6), 402-414 (2018).
  14. Cheng, H. C., Yeh, S. I., Tsao, Y. P., Kuo, P. C. Subconjunctival injection of recombinant AAV-angiostatin ameliorates alkali burn induced corneal angiogenesis. Molecular Vision. 13, 2344-2352 (2007).
  15. Veneziale, R. W., et al. SCH 412499: biodistribution and safety of an adenovirus containing P21(WAF-1/CIP-1) following subconjunctival injection in Cynomolgus monkeys. Cutaneous and Ocular Toxicology. 26 (2), 83-105 (2007).
  16. Liu, G. S., et al. Gene delivery by subconjunctival injection of adenovirus in rats: a study of local distribution, transgene duration and safety. PLoS One. 10 (12), 0143956(2015).
  17. Igarashi, T., et al. Direct comparison of administration routes for AAV8-mediated ocular gene therapy. Current Eye Research. 38 (5), 569-577 (2013).
  18. Gaudana, R., Ananthula, H. K., Parenky, A., Mitra, A. K. Ocular drug delivery. AAPS Journal. 12 (3), 348-360 (2010).
  19. Short, B. G. Safety evaluation of ocular drug delivery formulations: techniques and practical considerations. Toxicologic Pathology. 36 (1), 49-62 (2008).
  20. Stevens, S. Administering a subconjunctival injection. Community Eye Health. 22 (69), 15(2009).
  21. Song, L., Bower, J. J., Hirsch, M. L. Preparation and administration of adeno-associated virus vectors for corneal gene delivery. Methods in Molecular Biology. 2145, 77-102 (2020).
  22. de Vries, V. A., Bassil, F. L., Ramdas, W. D. The effects of intravitreal injections on intraocular pressure and retinal nerve fiber layer: a systematic review and meta-analysis. Scientific Reports. 10 (1), 13248(2020).
  23. Hartman, R. R., Kompella, U. B. Intravitreal, subretinal, and suprachoroidal injections: evolution of microneedles for drug delivery. Journal of Ocular Pharmacology and Theraputics. 34 (1-2), 141-153 (2018).
  24. Nuzzi, R., Scalabrin, S., Becco, A. Reduction of intraocular pressure spikes due to intravitreal bevacizumab injections by scleral indentation with cotton swab or digital ocular massage: innovative techniques compared. Clinical Ophthalmology. 14, 2533-2541 (2020).
  25. Crabtree, E., et al. AAV-mediated expression of HLA-G1/5 reduces severity of experimental autoimmune uveitis. Scientific Reports. 9 (1), 19864(2019).
  26. Song, L., et al. Gene delivery to human limbal stem cells using viral vectors. Human Gene Therapy. 30 (11), 1336-1348 (2019).
  27. Reichel, M. B., et al. New model of conjunctival scarring in the mouse eye. British Journal of Ophthalmology. 82 (9), 1072-1077 (1998).
  28. Barnard, A. R., Rudenko, A. N., MacLaren, R. E. Vector shedding and immunogenicity sampling for retinal gene therapy. Methods in Molecular Biology. 1715, 359-371 (2018).
  29. Gilger, B. C., et al. A fixed-depth microneedle enhances reproducibility and safety for corneal gene therapy. Cornea. 39 (3), 362-369 (2020).
  30. Cheruvu, N. P., Kompella, U. B. Bovine and porcine transscleral solute transport: influence of lipophilicity and the Choroid-Bruch's layer. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 47 (10), 4513-4522 (2006).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Subconjunctivale injectieAAV-vectorenoculaire gentherapieinjectiesysteemspuitenpompmicro-injectienaaldenimmunofluorescentiekleuringkwantitatieve PCRoculaire geneesmiddelentoediening
Subconjunctivale toediening van Adeno-geassocieerde virusvectoren in modellen met kleine dieren
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.