Transesofageale atriale burst pacing voor atriale fibrillatie inductie bij ratten

Samenvatting

Het huidige werk beschrijft een experimenteel protocol van transesofageale atriale burst pacing voor efficiënte inductie van atriale fibrillatie (AF) bij ratten. Het protocol kan worden gebruikt bij ratten met gezonde of geremodelleerde harten, waardoor de studie van AF-pathofysiologie, identificatie van nieuwe therapeutische doelen en evaluatie van nieuwe therapeutische strategieën mogelijk is.

Samenvatting

Dierstudies hebben belangrijke inzichten gebracht in ons begrip met betrekking tot atriale fibrillatie (AF) pathofysiologie en therapeutisch management. Reentry, een van de belangrijkste mechanismen die betrokken zijn bij af pathogenese, vereist een bepaalde massa myocardiaal weefsel om op te treden. Vanwege de kleine omvang van de boezems worden knaagdieren al lang beschouwd als 'resistent' tegen AF. Hoewel is aangetoond dat spontane AF optreedt bij ratten, is langdurige follow-up (tot 50 weken) vereist om de aritmie in die modellen te laten optreden. Het huidige werk beschrijft een experimenteel protocol van transesofageale atriale burst pacing voor snelle en efficiënte inductie van AF bij ratten. Het protocol kan met succes worden gebruikt bij ratten met gezonde of geremodelleerde harten, in de aanwezigheid van een breed scala aan risicofactoren, waardoor de studie van AF-pathofysiologie, identificatie van nieuwe therapeutische doelen en evaluatie van nieuwe profylactische en / of therapeutische strategieën mogelijk is.

Inleiding

Atriumfibrilleren (AF) is de meest voorkomende aanhoudende hartritmestoornis die in de klinische praktijk wordt aangetroffen en de incidentie en prevalentie ervan blijven wereldwijd dramatisch toenemen¹. Deze aritmie treft volgens recente studies tot 4% van de wereldbevolking². Aangezien paroxysmale AF echter asymptomatisch kan zijn en daarom aan detectie kan ontsnappen, is de werkelijke prevalentie van AF waarschijnlijk veel hoger dan die in de literatuur wordt gepresenteerd.

De pathofysiologie van AF is intensief bestudeerd. Niettemin blijven de onderliggende mechanismen van deze complexe aritmie onvolledig opgehelderd en dit weerspiegelt zich in de beperkte therapeutische opties, met twijfelachtige werkzaamheid. Dierstudies hebben belangrijke inzichten gebracht in ons begrip met betrekking tot AF-pathofysiologie en therapeutisch management. Reentry, een van de belangrijkste mechanismen die betrokken zijn bij AF pathogenese³, vereist een bepaalde massa myocardiaal weefsel om op te treden. Grote dieren hebben dus over het algemeen de voorkeur gekregen in AF-studies, terwijl knaagdieren vanwege de kleine omvang van hun boezems al lang als 'resistent' tegen AF worden beschouwd. Het gebruik van grote dieren wordt echter vooral belemmerd door problemen bij het hanteren. Ondertussen, hoewel spontane AF is aangetoond bij ratten⁴, is langdurige follow-up (tot 50 weken) vereist om de aritmie in die modellen te laten optreden⁵. Er zijn ook modellen ontwikkeld die zorgen voor een snelle AF-aanwezigheid bij kleine knaagdieren. Meestal gebruiken die modellen acute elektrische stimulatie, vaak in aanwezigheid van andere gunstige omstandigheden, zoals gelijktijdige parasympathische stimulatie of verstikking, om kunstmatig AF ^6,7 te induceren. Hoewel efficiënt, laten dergelijke modellen de evaluatie van kritieke AF-gerelateerde kenmerken niet toe, zoals de progressieve elektrische, structurele, autonome of moleculaire remodellering van de boezems, noch de effecten van conventionele of niet-conventionele anti-aritmische geneesmiddelen op het atriumsubstraat of op het risico op ventriculaire pro-aritmie ^8,9.

Het huidige werk beschrijft een experimenteel protocol van lange termijn transesofageale atriale burst pacing voor snelle en efficiënte inductie van AF bij ratten. Het protocol is geschikt voor zowel acute als langetermijnstudies en kan met succes worden gebruikt bij ratten met gezonde of geremodelleerde harten, in de aanwezigheid van een breed scala aan risicofactoren, waardoor de studie van AF-pathofysiologie, identificatie van nieuwe therapeutische doelen en evaluatie van nieuwe profylactische en / of therapeutische strategieën mogelijk is.

Protocol

Procedures met betrekking tot dierlijke proefpersonen werden goedgekeurd door de ethische commissie van de Universiteit voor Geneeskunde, Farmacie, Wetenschap en Technologie "George Emil Palade" van Târgu Mureș, door de Roemeense Nationale Autoriteit voor Sanitaire Veterinaire en Voedselveiligheid en voldeden aan de richtlijnen van de Internationale Raad voor Laboratoriumwetenschappen (Richtlijn 2010/63/EU).

1. Transesofageale atriale burst pacing protocol

1. Randomiseer volwassen mannelijke Wistar-ratten (200-400 g lichaamsgewicht) in twee groepen: STIM en SHAM.
2. Verdoof de dieren.
   1. Gebruik voor inductie 2,5% isofluraan, 4 l/min, 99,5% O₂.
   2. Gebruik voor onderhoud een mengsel van ketamine/medetomidine (75,0/0,5 mg/kg) dat intraperitoneaal wordt toegediend.
   3. Controleer de diepte van de anesthesie door de hoornvliesreflex (5% glucose-oplossing) en de nociceptieve ontwenningsreflex (teenknijper) te testen. Controleer de ademhalingsfrequentie (een val van 50% is acceptabel tijdens anesthesie; normale snelheid ligt tussen 70-120 ademhalingen / minuut) en de lichaamstemperatuur met behulp van een rectale thermometer (normale temperatuur ligt tussen 96,5 - 99,5 ° F of 35,9 - 37,5 ° C).
      OPMERKING: Ga pas door met de procedure nadat de effectiviteit van de anesthesie is bevestigd. Controleer de diepte van de anesthesie periodiek gedurende het protocol. Herhaal de intraperitoneale ketamine/medetomidine-injectie indien nodig.
   4. Breng een oogheelkundige zalf aan op beide ogen om schade aan het hoornvlies te voorkomen.
3. Leg het dier in rugligging en plaats het op een verwarmingskussen om de lichaamstemperatuur op ~ 37 °C te houden.
4. Bevestig de drie oppervlakte-ECG-elektroden aan de rattenpoten in een lood II-configuratie (figuur 1A).
   1. Plaats de negatieve elektrode op de rechter voorpoot.
   2. Plaats de positieve elektrode op de linker achterpoten.
   3. Plaats de aardingselektrode op de linker voorpoot.
   4. Zet de elektroden op hun plaats met behulp van dunne elastische koorden van armbandkoorden.
5. Schakel de ecg-opname van het oppervlak in en voer gedurende de hele procedure continue ECG-opname uit (figuur 1B) met behulp van een commercieel of een lokaal ontwikkeld acquisitieprogramma¹⁰.
6. Gebruik voor elektrische stimulatie een quadripolaire katheter van 5-6 F die is aangesloten op een op een microcontroller gebaseerde pacemaker¹⁰.
7. Zodra het dier is verdoofd, brengt u de katheter door de mondholte in de slokdarm. Meet de afstand tussen de bovenste snijtanden en het hart (beoordeeld door palpatie) om de diepte te benaderen waarop de katheter in de slokdarm moet worden ingebracht.
   LET OP: Zorg ervoor dat u de katheter niet forceert, want er is een risico op slokdarmperforatie.
8. Bevestig de juiste positie van de stimulatiekatheter ter hoogte van de boezems als volgt.
   1. Breng elektrische stimulatie aan met een frequentie van 400 stimuli / minuut (stimulusduur 6 ms).
   2. Controleer of de ECG-tracering een constante vangst van de boezems laat zien (d.w.z. elke elektrische stimulus wordt gevolgd door een smal QRS-complex) (figuur 2).
9. Bepaal de diastolische drempel, d.w.z. de laagste spanning die nodig is om atriale vangst te verkrijgen (over het algemeen tussen 10 V en 20 V).
   OPMERKING: Voer het volgende uit voor de dieren in de STIM-groep.
10. Zodra de juiste positie van de katheter is bepaald, stelt u de stimulator in op een frequentie van 4.000 stimuli/minuut (stimulusduur 6 ms), bij een spanning van 3 V boven de diastolische drempel (figuur 3).
11. Breng op elk dier 15 opeenvolgende cycli van stimulatie aan, elk 20 s, met een vrij interval van 5 minuten tussen cycli¹¹. Afhankelijk van de onderzoeksdoelstellingen, herhaalt u het protocol voor elke rat gedurende 10 dagen, met een snelheid van 5 dagen / week, op hetzelfde tijdstip op elke dag.
12. Controleer de effectiviteit van de stimulatie als volgt.
    1. Identificeer de sinusknoophersteltijd (SNRT), die aan het einde van het snelle tempo verschijnt als een tijdsinterval dat langer is dan de cycluslengte die is geregistreerd tijdens sinusritme (figuur 4A) en het tijdsinterval vertegenwoordigt dat nodig is voor hervatting van het sinusritme na het einde van de overdrive-onderdrukking.
       OPMERKING: Overdrive-onderdrukking vertegenwoordigt de remming van sinusknoopactiviteit door het hart elektrisch te stimuleren met een snelheid die hoger is dan het intrinsieke ritme.
    2. Identificeer het optreden van de AF-episode, die hier wordt gedefinieerd als de aanwezigheid van drie of meer opeenvolgende onregelmatige, supraventriculaire slagen (d.w.z. onregelmatige ventriculaire respons met smalle QRS-complexen), waarbij P-golven afwezig zijn of worden vervangen door kleine, vervormde "f" -golven (figuur 4B).
13. Als de AF-episode niet spontaan eindigt tegen de tijd dat de volgende stimulatiecyclus moet worden uitgevoerd (d.w.z. aan het einde van de vijf vrije minuten tussen de cycli), pas dan de volgende stimulatie niet toe.
    1. Wacht nog eens 5 minuten. Als de AF-episode na die 10 minuten nog steeds doorgaat, beëindigt u het protocol voor die dag.
       OPMERKING: Als evaluatie van de ernst van elektrisch geïnduceerde AF gewenst is, kan een langere ECG-monitoring worden uitgevoerd.
14. Als ernstige bradycardie of asystolie optreedt aan het einde van de stimulatie (d.w.z. als gevolg van elektrische stimulatie van de nervus vagus), beëindig dan het protocol. Als de elektrische activiteit niet snel weer normaal wordt, voer dan externe hartmassage uit en dien atropinesulfaat (0,05 mg / kg) intraperitoneaal toe.
15. Keer aan het einde van de procedure de anesthesie om met atipamezol (1 mg / kg) intraperitoneaal toegediend. Huisvest de ratten individueel in schone kooien met extra warmte en observeer periodiek totdat ze volledig zijn hersteld. Aan het einde van het protocol is geen andere specifieke dierverzorging vereist.
16. Analyseer de ecg-traceringen van het oppervlak en bepaal het volgende.
    1. De induceerbaarheid van AF die wordt uitgedrukt in percentage (d.w.z. [aantal stimulatiecycli gevolgd door AF-episodes / totaal aantal toegepaste stimulatiecycli] x 100).
    2. De duur van elke AF-aflevering.
    3. De aanwezigheid van 'persistente' (d.w.z. >10 min) AF-episodes.
       OPMERKING: Voer het volgende uit voor de dieren in de SHAM-groep.
17. Volg voor de ratten in de SHAM-groep stap 1.1 tot en met 1.7 zoals hierboven beschreven, zonder enige elektrische stimulatie toe te passen.
18. Houd de katheter gedurende 80 minuten op zijn plaats (d.w.z. de tijd die nodig is voor het voltooien van het protocol bij STIM-ratten) zonder elektrische stimulatie toe te passen, terwijl het ecg-oppervlak continu wordt geregistreerd.
19. Draai aan het einde van de procedure de anesthesie om met atipamezol (1 mg / kg). Aan het einde van het protocol is geen andere specifieke dierverzorging vereist.
20. Analyseer de ecg-traceringen van het oppervlak en bepaal de parameters die worden beschreven in stap 1.16.

Resultaten

In een proof-of-concept studie werden 22 volwassen mannelijke Wistar-ratten (200-400 g) willekeurig toegewezen in twee groepen: STIM (n = 15) en SHAM (n = 7). Alle dieren werden individueel gehuisvest in kooien van polycarbonaat, in een klimaatgestuurde ruimte (21-22 °C), met vrije toegang tot water en droog voedsel gedurende het hele onderzoek. Het hierboven beschreven transesofageale stimulatieprotocol werd gedurende 10 dagen, 5 dagen per week op alle dieren toegepast. Alle dieren ondergingen hetzelfde protocol, behalv...

Discussie

Het huidige artikel beschrijft een experimenteel protocol van lange termijn transesofageale atriale burst pacing voor snelle en efficiënte inductie van AF bij ratten, geschikt voor zowel acute als langdurige AF-studies. Het hierin beschreven 10-daagse stimulatieprotocol is met succes gebruikt om een 'secundair spontaan AF-model' te ontwikkelen (d.w.z. een model waarin, na een periode van AF-inductie door elektrische stimulatie, AF zich spontaan ontwikkelt)¹⁰. De duur van het protocol kan echter va...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Antisedan (Atipamezole Hydrochloride) 5mg / mL, oplossing voor injectie	Orion Corporation	06043/4004	voor gebruik bij ratten 1 mg / kg
Dormitor (Medetomidine Hydrochloride) 1 mg / mL, oplossing voor injectie	Orion Corporation	06043/4003	voor gebruik bij ratten 0,5 mg / kg
E-Z Anesthesia Single Animal System	E-Z Systems Inc	EZ-SA800	Laat de manipulatie van één dier per keer toe
Isofluraan 99,9%, 100 mL	Rompharm Company	N01AB06
Ketamine 10%, 25 mL			voor gebruik bij ratten 75 mg / kg
Microcontroller-gebaseerde hartpacemaker voor kleine dieren			Ontwikkeld in ons laboratorium (Zie referentienummer 10 in het manuscript)
Oppervlakte-ECG-opnamesysteem			Ontwikkeld in ons laboratorium (Zie referentienummer 10 in het manuscript)