Methodenartikel

Meervoudige fenotyperingsbenaderingen om suikerrietwortelsystemen te karakteriseren

DOI:

10.3791/63596

⸱

17 augustus 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Crop Production, Indian Council of Agricultural Research-Sugarcane Breeding Institute (ICAR-SBI), 2Division of Crop Improvement, ICAR-SBI, 3ICAR-SBI Research Centre, 4ICAR-SBI Regional Centre

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het karakteriseren van de eigenschappen van het wortelstelsel is een van de onderzoeksgebieden die nog in de kinderschoenen staat, met name in suikerriet. Het integreren van meerdere benaderingen om suikerrietwortels nauwkeurig te fenotyperen, leidt tot uitgebreide en holistische resultaten, waardoor het gebruik van geïdentificeerde eigenschappen en mechanismen voor conventionele en moleculaire veredeling mogelijk wordt.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wortels zijn de primaire geleiders van water en voedingsstoffen en spelen een cruciale rol bij het ondersteunen van groei en opbrengst in stressvolle omgevingen. De studie van plantenwortels levert methodologische problemen op bij de beoordeling en bemonstering in situ , wat met name geldt voor suikerriet (Saccharum spp.). Traditionele methoden in de jaren 1920 documenteerden de genotypische variatie in suikerrietwortelsystemen, waarna er tot voor kort weinig studies werden gerapporteerd over de worteleigenschappen van suikerriet op zich . Naast de morfologie bepalen de kenmerken van de rhizosfeer, waaronder allelopathische effecten en/of affiniteit voor microbiële symbiose, de vestiging en overleving van planten.

Uiteindelijk bepalen wortelstelsels de bovengrondse productiviteit van suikerriet. Met de impuls voor klimaatbestendige variëteiten wordt het steeds relevanter om de variabiliteit in wortelsysteemeigenschappen van suikerriet te onderzoeken en te benutten. Dit artikel beschrijft meervoudige benaderingen voor fenotypering van suikerrietwortels, waaronder velduitgraving door middel van sleufbemonstering, het gebruik van een wortelkernmonsternemer, verhoogde platforms voor wortelbemonstering en het kweken van planten onder hydrocultuur, in dienst van een team van wetenschappers van de Indian Council of Agricultural Research-Sugarcane Breeding Institute (ICAR-SBI).

Velduitgraving door middel van sleufbemonstering is absoluut noodzakelijk om de plantenwortels in hun natuurlijke groeiomgeving te beoordelen. Het gebruik van verhoogde platforms die veldomstandigheden simuleren en een wortelkernmonsternemer zijn alternatieve benaderingen, met een aanzienlijke tijdsverkorting, uniforme monstergrootte en minder verlies van wortelmateriaal. Hydroponische plantencultuur maakt de studie van morfologie, anatomische kenmerken en biologie van de rhizosfeer mogelijk, inclusief de exsudatie van organische verbindingen en microbiële interacties. Gegevens die zijn gegenereerd uit verschillende experimenten met behulp van verschillende bemonsteringsmethoden, dragen bij aan de schat aan informatie over de eigenschappen van het wortelstelsel van suikerriet.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Suikerriet (Saccharum spp.), een belangrijke voedsel- en bio-energiebron, is een belangrijk industrieel gewas dat geschikt is voor teelt in veel landen met tropische en subtropische klimatologische omstandigheden. Dankzij de C4 fotosynthetische route voor koolstofassimilatie is suikerriet zeer productief en maakt het efficiënt gebruik van landbouwinputs zoals water en meststoffen. De verwerking van suikerriet na de oogst levert economisch waardevolle producten op, zoals suiker en rietsuiker, naast de bijproducten melasse, ethanol en energie. Suikerriet wordt geproduceerd door bijna 100 landen op een oppervlakte van 25.97 Mha, wat ongeveer 1.5% van het totale bouwland is. India alleen al draagt bij aan 16% van de wereldproductie van suikerriet (ongeveer 306 Mt), met een gemiddelde productiviteit van 70 t·ha-1 1. De belangrijkste abiotische spanningen die de suikerrietproductie drastisch beïnvloeden, zijn onder meer watertekorten, wateroverlast, extreme temperaturen en bodemeigenschappen zoals tekort aan voedingsstoffen, zoutgehalte, natriumgehalte en alkaliteit. De grootste uitdaging voor het ontwikkelen van abiotische stresstolerante gewassen is het lokaliseren van specifieke eigenschappen die onder stressomstandigheden een aanzienlijk opbrengstvoordeel opleveren.

Verschillende aspecten van de fysiologie van suikerriet worden slecht begrepen, waaronder de wortel-scheutrelatie, die de productiviteit van suikerriet drastisch beïnvloedt. Suikerrietwortel is niet zo goed bestudeerd als scheuten, hoewel de verschillende soorten, zoals gezette wortels, scheutwortels en volwassen wortels, qua ontwikkeling verschillend kunnen zijn met verschillende functies. Er zijn genotypische verschillen waargenomen met betrekking tot het aantal en de lengte van de gezette wortels die tijdens het ontkiemen opkomen2. Vaste wortels zijn betrokken bij het ontkiemen van suikerrietknoppen, wat zorgt voor een vroege vestiging van het gewas, en worden later vervangen door scheutwortels, die robuust zijn en uit de basis van de zich ontwikkelende scheut komen3. Fijne takken die in de gezette wortels worden waargenomen, helpen bij het verankeren van de jonge planten en helpen bij de opname van water en voedingsstoffen totdat ze worden vervangen door scheutwortels. Net als bij gezette wortels, komen scheutwortels ook voort uit de wortelprimordia die aanwezig zijn in de onderste, niet-geëxpandeerde internodiën van het riet.

Omdat scheutwortels langer in de plant aanwezig blijven, zijn ze 4x-10x dikker dan gezette wortels. Scheutwortels vormen het enige wortelstelsel van suikerriet, met een belangrijke rol in de verdere groei en ontwikkeling. De groeikracht van de scheutwortels wordt positief geassocieerd met de algehele vegetatieve kracht van de plant. De voortdurende ontwikkeling van wortels als gevolg van de omvorming van gezette wortels en scheutwortels leidt tot het "volwassen wortelstelsel" van suikerriet, dat zich voortdurend aanpast aan de heersende omgevingsomstandigheden. Over het algemeen maakt een dieper, vruchtbaarder wortelstelsel meer water en voedingsstoffen beschikbaar voor het gewas dan een ondiepere verdeling van de wortels. Periodieke dissecties toonden aan dat, wanneer het bodemvochtgehalte hoog was, ondiepe wortelstelsels werden waargenomen, terwijl een veel dieper wortelstelsel zich ontwikkelde toen de grondwaterspiegel daalde2. Het wortelstelsel in suikerriet blijft actief, zelfs na het oogsten van het gewas, en draagt bij aan de groei van het ratoongewas totdat nieuwe scheutwortels uit ondergrondse knoppen komen4. De wortelhoek en het niveau van de wortelvertakking zijn twee belangrijke factoren die bepalend zijn voor de hoeveelheid grond die door de plantenwortels wordt verkend. De wortelhoek, een genotypische eigenschap, kan worden gewijzigd door conventionele veredeling of moleculaire benaderingen om de tolerantie voor biotische en abiotische stress te verbeteren. Integendeel, het niveau van wortelvertakking wordt meestal beïnvloed door de omgeving, waardoor periodieke monitoring van de wortelontwikkeling en de reactie op plaatselijke bodemgesteldheid nodig is.

Anatomische kenmerken van suikerrietwortels zijn onderzocht om verschillen met betrekking tot genotype en omgeving vast te stellen. De anatomie van gezette wortels in suikerriet lijkt op die van volwassen wortels in andere grassen zoals maïs, waarbij de cortex bestaat uit goed gedifferentieerde cellagen in een regelmatig patroon. De endodermis wordt onderzeeërd, gevolgd door een enkellaagse pericyclus. Metaxyleemelementen zijn de hoofdgeleiders van water- en voedingsionen, radiaal gerangschikt en afgewisseld met groepen floëemen, waarbij de laatste een zeefelement vormt met twee begeleidende cellen. De grote centrale massa van ongedifferentieerde cellen vormt het wortelmerg. Duidelijke anatomische kenmerken van suikerrietcultivars komen overeen met de hydraulische eigenschappen van de wortels, waardoor de waterbeweging wordt beïnvloed. Vroege studies naar de verschillen in de wortelanatomische eigenschappen van suikerriet toonden aan dat, onder omstandigheden met weinig vochtstress, een uitgesproken verdikking van de celwand werd waargenomen in de lagen direct in de endodermis, tussen het merg en het vasculaire gebied, en rond de vaten5. Dergelijke verdikte cellen kunnen een aanpassing zijn om de terugstroom van sap te voorkomen en voor mechanische sterkte tijdens stress.

Enkele belangrijke eigenschappen die betrokken zijn bij de droogteresistentie van suikerriet zijn de relatieve dikte en het aantal exodermale lagen, de verhouding tussen cortex en stele, intercellulaire ruimtes in de cortex en verdikte wortelhaarpunten. De verhoudingen van het gebied dat wordt ingenomen door corticale cellen tot het gebied dat wordt ingenomen door de stellaire weefsels van scheutwortels zijn significant verschillend tussen suikerrietcultivars, met grote variabiliteit met betrekking tot het gebied van de stèle6. De hydraulische geleidbaarheid van suikerrietwortels is gerelateerd aan de grootte en het aantal metaxyleemelementen in de scheutwortels. Hydrofobe cellagen in de wortel definiëren waarschijnlijk zones van apoplastische waterbeweging. Suberized Casparian banden worden aangetroffen in de endodermis en in de hypodermis (exodermis genoemd), die dienen als hydrofobe barrières. Het uiteenvallen van corticale cellen leidt tot de vorming van lysigeenachtig aerenchym in oudere wortels en in planten die worden blootgesteld aan hypoxische omstandigheden, ongeacht de ontwikkelingsleeftijd. De vorming van aerenchym tijdens wateroverlaststress is gecorreleerd met het behoud van groei in resistente rassen7.

De morfologie en anatomie van de wortels van Erianthus arundinaceus [Retzius] Jeswiet (geslachten verwant aan Saccharum spp.) zijn betrokken bij de sterke tolerantie voor omgevingsstress8. De wortels van Erianthus arundinaceus vertonen knoopwortels die onder steile hoeken zijn verdeeld, met dichte wortelharen om de opname van water en voedingsionen uit diepere bodemzones te vergemakkelijken. Het diepe wortelstelsel bestaat uit vele knoopwortels die groeien met steile groeihoeken. De diameter van de knoopwortels correleert met de grootte en het aantal grote xyleemvaten, de eerste varieert sterk van 0,5 mm tot 5,0 mm. Deze knoopwortels vormen ook een wortelstokomhulsel, met een hypodermis met verhouft sclerenchym in de buitenste cortex (exodermis), lysigeenachtig aerenchym in het middelste gedeelte van de cortex en zetmeelkorrels in de stele. Naast architectuur en morfologische eigenschappen spelen wortelgeëxeculeerde organische verbindingen een belangrijke rol bij het bepalen van de kieming, vestiging en overleving van planten, met plausibele allelopathische effecten en/of affiniteit voor microbiële symbiose.

Wortelenzymatische activiteit en de fijnere details van de morfologie, inclusief pigmentatie van de wortelkap en verjongingspotentieel bij verwonding, werden gedocumenteerd in suikerrietvariëteiten die werden gekweekt onder hydrocultuur9. Wortelgroei vertoont een zeer plastische reactie op veranderingen in het bodemmilieu, zowel wat betreft de vorm als de grootte van het wortelstelsel. De meest efficiënte suikerrietvariëteit is er een met weinig of een optimaal aantal scheuten, met een navenant lager aantal wortels, waardoor een betere overleving tijdens stressvolle omstandigheden mogelijk is. De systematische studie van het wortelstelsel zou daarom een belangrijk onderdeel moeten vormen van elk gewasverbeteringsprogramma10. De meeste experimenten die zich richten op wortels zijn meestal gebaseerd op ontwikkelingsaspecten, terwijl een focus op functionele plasticiteit vaak ontbreekt11. Afgezien van de structurele verdeling, speelt functionele wortelplasticiteit een cruciale rol bij het overleven onder stress en zou daarom veredelaars ondersteunen bij hun inspanningen om wortelstelselkenmerken op te nemen in de selectiepijplijn voor abiotische stresstolerantie en de robuustheid van suikerriet te verbeteren.

Gezien het belang ervan voor het behoud van groei en opbrengst in stressvolle omgevingen, is het essentieel om de inherente variabiliteit in wortelsysteemeigenschappen van suikerriet te onderzoeken en te benutten. Een nadruk op de selectie van componenteigenschappen en mechanismen die superieure wortelsystemen verlenen, is de weg vooruit voor betere gewasprestaties onder veranderende klimatologische omstandigheden. Fenotypische evaluatie is een lang en kostbaar proces; De integratie van meervoudige benaderingen zou echter een enorme waarde toevoegen aan het nut ervan bij het verbeteren van gewassen. In dit manuscript worden vier verschillende benaderingen voor wortelfenotypering in suikerriet beschreven, elk met zijn eigen voor- en nadelen, wat impliceert dat een gezamenlijke inspanning nodig is om tot uitgebreide en holistische resultaten te komen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Uitgraving in het veld door middel van sleufbemonstering

  1. Kweek commerciële suikerriethybriden (hierna "variëteiten" genoemd) in het veld van tweeknopige planten die zijn geplant op een rijafstand van 120 cm, met 90 cm binnen rijen, volgens het aanbevolen praktijkpakket (POP) om een goede gewasvestiging en groei te garanderen.
  2. Aan het einde van de rijpingsfase van het gewas zet u een graafmachine in om een sleuf (1,5 m diep en 1,0 m breed) in het veld te graven. Zorg er door middel van continue waterstralen voor dat de grond uit de wortelzones wordt verwijderd zonder de wortels te beschadigen (Figuur 1).
  3. Wanneer de aanhangende grond loskomt, ontwortelt u het riet samen met het wortelstelsel en brengt u het naar het laboratorium voor handmatige meting van het aantal wortels, wortellengte, volume en gewicht.

figure-protocol-1
Figuur 1: Bemonsteringsmethode voor de bemonstering van wortels in het veld. (A) Zijwaartse sleuf gegraven langs het veld, (B) waterstralen en (C) binnenaanzicht dat de diepte van de sleuf aangeeft. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Root core sampler om bemonsteringsfouten te verminderen

  1. Gebruik een cilindrische wortelkernmonsternemer van 61 cm hoog en 16 cm diameter met een gewicht van 8 kg, vervaardigd van zacht staal (MS) materiaal voor het bemonsteren van suikerrietwortels in het veld. Zorg voor een scherpe rand aan de onderkant van de monsternemer om gemakkelijke penetratie te vergemakkelijken tijdens het inbrengen in de grond. Voorzie de bovenkant van kragen met een diameter van 3 cm om de monsternemer op te tillen (Figuur 2).
  2. Kweek suikerrietvariëteiten in het veld van twee-ontluikige plantjes die zijn geplant op een rijafstand van 120 cm, met 90 cm binnen rijen, volgens de aanbevolen POP om een goede gewasvestiging en groei te garanderen.
  3. Bevestig in de rijpingsfase van het gewas de bovenrand van de monsternemer aan de primaire scheut/riet en hamer continu om de gewenste bodemdiepte (45 cm) te bereiken. Til de hele grondmassa in de monsternemer en spoel voorzichtig onder stromend water om de aanhangende wortels te scheiden.
  4. Na grondig wassen van de wortels, registreert u het volume, de oppervlakte, de lengte en het gewicht door handmatige meting, en door de wortels op transparante trays te spreiden om de bijbehorende gedigitaliseerde afbeeldingen te scannen en te analyseren met behulp van de software waarnaar wordt verwezen (zie de materiaaltabel).

figure-protocol-2
Figuur 2: Sampler voor wortelkern. (A) Afmetingen, (B) bovenaanzicht en (C) plaats van bemonstering. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Wortelfenotyperingsstructuur om bemonstering in verschillende fenofasen te vergemakkelijken

  1. Construeer een wortelfenotyperingsstructuur bestaande uit drie aangrenzende compartimenten met afmetingen 4,5 m x 10,1 m voor het bemonsteren van de suikerrietwortels, met voorzieningen voor het handmatig ontmantelen van de zijwanden om het ondergrondse wortelstelsel te onthullen (tot een diepte van 80-100 cm) (Figuur 3). Construeer de zijwanden met geprefabriceerde platen met afmetingen 1,8 m lang, 30 cm breed en 4 cm dik.
  2. Vul en verdicht de structuur met veldgrond, laat een vrije ruimte van ~20 cm over, met voldoende drainagegaten om de beluchting van de grond te vergemakkelijken.
  3. Zaai de knopschilfers van kiemplasmaklonen bestaande uit Saccharum officinarum L., Saccharum spontaneum L., Saccharum barberi Jesw., Saccharum sinense Roxb., en Saccharum robustum Brandes en Jeswiet ex Grassl. (hierna "klonen van Saccharum spp." genoemd) en laat ze gedurende 30 dagen ontkiemen in uitsteeksels bestaande uit wortelmedia (rode grond: stalmest: zand = 2:2:1). Verplant uniforme en gezonde zettingen naar de structuur op een rijafstand van 90 cm, met 60 cm binnen rijen, volgens de aanbevolen POP om een goede gewasvestiging en groei te garanderen.
  4. Tijdens de formatieve (60-120 dagen na het planten [DAP]) en grote groeifasen (120-150 DAP) verwijdert u handmatig de zijwanden van de geprefabriceerde platen, gevolgd door continu sproeien van de waterstraal om de wortels bloot te leggen.
  5. Ontwortel het hele wortelstelsel en breng het naar het laboratorium voor handmatige meting van de lengte, het volume en het gewicht, en spreid de wortels uit op transparante trays om de bijbehorende gedigitaliseerde afbeeldingen te scannen en te analyseren in de software waarnaar wordt verwezen (zie de materiaaltabel).
  6. Leg droogtestress op door irrigatie in een van de compartimenten achter te houden en sluit de afvoergaten in het tweede compartiment af om de bodemverzadiging op peil te houden om wateroverlaststress te simuleren. Spoel het derde compartiment volgens de aanbevolen POP om de veldcapaciteit te behouden en als besturing te dienen.

figure-protocol-3
Figuur 3: Wortel fenotyperingsstructuur. (A) Afmetingen, (B) overzicht van de drie compartimenten, en (C) weergave van één compartiment. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Hydrocultuurcultuur van planten om de biologie van de rhizosfeer te bestuderen

  1. Fabriceer een in-house hydrocultuursysteem in een milieugecontroleerde kas die bevorderlijk is voor het verbouwen van suikerriet om de fijnere details van de wortelbiologie te bestuderen. Voeg ~15 L gemodificeerde Hoagland's voedingsoplossing (Tabel 1) toe aan glazen tanks met afmetingen 20 cm x 20 cm x 50 cm, met beluchting door aquariumpompen (Figuur 4).
  2. Zaai de knopchips van suikerrietvariëteiten en Saccharum spp. klonen en laat ze 30 dagen ontkiemen in protrays bestaande uit gecomposteerd kokosmerg. Verplant uniforme en gezonde bezinkingen naar hydrocultuurtanks met een frequentie van drie bezinkingen per tank, waarbij u ervoor zorgt dat de hele wortel in de voedingsoplossing wordt geplaatst. Bedek de tanks met een zwarte doek om ervoor te zorgen dat de wortels niet worden blootgesteld aan licht. Gebruik een plastic gaas (20 cm x 20 cm) aan de rand van de glazen tanks om de planten rechtop te ondersteunen.
  3. Aan het einde van de ontkiemingsfase (60 dagen), verzamel de wortelexudaten door de wortels van intacte planten onder te dompelen in 50 ml valoplossing (steriel dubbel gedestilleerd water) gedurende 4 uur (0800 uur tot 1200 uur) gedurende de tijd van piek fotosynthetische activiteit. Filtreer de verzamelde oplossing door Whatman-filterpapier en leid het vervolgens door glazen kolommen gevuld met anionenuitwisseling, gevolgd door kationenuitwisselingsharsen12. Damp de geëlueerde fracties droog en bewaar ze bij -20 °C tot verdere verwerking.
  4. Analyseer de verwerkte wortelexsudaatmonsters met HPLC voor de bepaling van organische zuren12 en met spectrofotometrie voor de schatting van het totale aantal fenolen13, eiwitten14, suikers15 en aminozuren16 volgens het standaardprotocol.
  5. Controleer de wortelgroei met wekelijkse tussenpozen om de pigmentatie van de wortelpunt en de dichtheid van het wortelhaar vast te leggen. Beoordeel de activiteit van de enzymen, peroxidase17 en superoxide dismutase18, en het totale fenolgehalte19 in de 3e maand volgens het standaardprotocol.
  6. Beoordeel de reactie op wortelbeschadiging door een longitudinale snede in de primaire wortel tot aan de wortelpunt toe te brengen met behulp van een steriel chirurgisch mes, en controleer de veranderingen periodiek.
ChemischUiteindelijke concentratie
Kaliumnitraat0,608 gr· L-1
Calciumnitraat1.415 gr· L-1
Kaliumdiwaterstoffosfaat0,164 gr· L-1
Magnesiumsulfaat0,560 gr· L-1
EDTA-ijzerzuur mononatriumzout6.00 g·250L-1
Boorzuur1,43 gr·250L-1
Mangaanchloride tetrahydraat0,91 g·250L-1
Zinksulfaat0,11 g·250L-1
Koperrijk sufaat0,04 g·250L-1
Molybdinezuur0.01 g250L-1

Tabel 1: Samenstelling van de gemodificeerde voedingsoplossing voor de hydrocultuurcultuur van suikerriet.

figure-protocol-4
Figuur 4: Hydroponics opstelling. De opstelling (A) aangepast voor het verbouwen van suikerriet en (B) 5 maanden oud gewas (zwarte doek alleen verwijderd voor fotografiedoeleinden). Dit cijfer is aangepast ten opzichte van Hari et al.9. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Variatie in de wortelmorfologische eigenschappen van suikerrietvariëteiten
Representatieve beelden van het wortelstelsel in Co 62175, uitgegraven uit het veld door middel van sleuvenbemonstering en gekweekt in een hydrocultuuropstelling, worden weergegeven in figuur 5A,B. Lange wortels (~100 cm) werden waargenomen bij de rassen Co 62175 en Co 99006, terwijl Co 99006 het hoogste wortelgewicht registreerde (127 g·klomp...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wortelstelsels bepalen de bovengrondse productiviteit van suikerriet, waardoor al zijn facetten grondig moeten worden onderzocht en begrepen voor de ontwikkeling van klimaatbestendige variëteiten. Een team van wetenschappers bij ICAR-SBI, bestaande uit plantenfysiologen, een microbioloog, een landbouwkundig ingenieur, een biochemicus en plantenveredelaars, gebruikte meervoudige benaderingen voor fenotypering van suikerrietwortels, waaronder veldopgraving door middel van sleufbemonstering...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle auteurs verklaren dat er geen belangenconflicten zijn.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs erkennen de infrastructuur en ondersteuning die is geboden door de directeur, ICAR-Sugarcane Breeding Institute, Coimbatore, voor het opzetten van wortelfenotyperingsfaciliteiten voor suikerriet. Financiering verstrekt door de Science and Engineering Research Board, Department of Science and Technology, Government of India, in de vorm van Early Career Research Award aan KV (ECR/2017/000738), wordt naar behoren erkend. De auteurs erkennen Brindha, Karpagam, Rajesh, Sivaraj en Amburose voor hun hulp bij het op een nauwgezette manier genereren van gegevens.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Beluchtingspomp met leidingaccessoiresAangeschaft bij lokale leveranciersNAGebaten voor hydrocultuur van suikerriet
BoorzuurSisco Research Laboratories, India80266Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing
CalciumnitraatCentral Drug House, India27606Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing
Gecomposteerde kokospitAangeschaft bij lokale leveranciersNAGebaten voor het ontkiemen van suikerrietscheuten
Kopera(II)sulfaatSisco Research Laboratories, India38869Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing
DEAE-celluloseSisco Research Laboratories, India10529anionenuitwisselingshars voor verwerking van wortelexsudaat
EDTA-ferric mononatriumzoutSisco Research Laboratories, India59389Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing
StalmestAangeschaft bij lokale leveranciersNAGebaten voor het ontkiemen van suikerrietscheuten
Glazen tanksGemaakt in eigen beheerNAGebaten voor hydrocultuur van suikerriet
HPLCAgilent Technologies1200 InfinityKwantificering van organische zuren in wortelexsudaat
MagnesiumsulfaatSisco Research Laboratories, India29117Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing
ManganchlorideSisco Research Laboratories, India75113Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing
MolybdeenzuurSisco Research Laboratories, India49664Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing
KaliumdiwaterstoffosfaatCentral Drug House, India29608Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing
KaliumnitraatCentral Drug House, India29638Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing
ProtraysGemaakt in eigen beheerNAGebaten voor het ontkiemen van suikerrietscheuten
Rode grondAangeschaft bij lokale leveranciersNAGebaten voor het ontkiemen van suikerrietscheuten
WortelkorpsmonsternemerGemaakt in eigen beheerNAGebaten voor in situ wortelmonsterneming
ZandAangeschaft bij lokale leveranciersNAGebaten voor het ontkiemen van suikerrietscheuten
Seralite-120Sisco Research Laboratories, India14891kationenuitwisselingshars voor verwerking van wortelexsudaat
Ondersteunend frameAangeschaft bij lokale leveranciersNAGebaten voor hydrocultuur van suikerriet
WatermotorpompAangeschaft bij lokale leveranciersNAGebaten voor hydrocultuur van suikerriet
Whatman filterpapier graad 1Universal Scientific1001090Verwerking van wortelexsudaat
WinRhizo PRO (software)Regent Instruments Inc., CanadaSTD4800Tweedimensionale wortelscanner met software voor analyse van wortels
ZinksulfaatSisco Research Laboratories, India76455Bereiding van gemodificeerde Hoagland's oplossing

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO). Crops and livestock products. FAOSTAT. , Available from: http://www.fao.org/faostat/en/#data/QC (2019).
  2. Venkatraman, T. S., Thomas, R. Studies of sugarcane roots at different stages of growth. Agricultural Journal of India. 23, 166-176 (1928).
  3. Smith, D. M., Inman-Bamber, N. G., Thorburn, P. J. Growth and function of the sugarcane root system. Field Crops Research. 92 (2-3), 169-183 (2005).
  4. Glover, J. The behaviour of the root-system of sugarcane at and after harvest. Proceedings of the South African Sugar Technologists Association. 42, 133-135 (1968).
  5. Venkatraman, T. S., Thomas, R. Sugarcane root systems: Studies in development and anatomy. Agricultural Journal of India. 17 (4), 416-418 (1922).
  6. Saliendra, N. Z., Meinzer, F. C. Genotypic, developmental and drought-induced differences in root hydraulic conductance of contrasting sugarcane cultivars. Journal of Experimental Botany. 43 (9), 1209-1217 (1992).
  7. Gilbert, R. A., Rainbolt, C. R., Morris, D. R., Bennet, A. C. Morphological responses of sugarcane to long-term flooding. Agronomy Journal. 99 (6), 1622-1628 (2007).
  8. Shiotsu, F., Abe, J., Doi, T., Gau, M., Morita, S. Root morphology and anatomy of field-grown Erianthus arundinaceus. American Journal of Plant Sciences. 6 (1), 103-112 (2015).
  9. Hari, K., Vasantha, S., Anna Durai, A., Brindha, C., Shruthi, P. Sugarcane root growth and development in hydroponics system. Journal of Sugarcane Research. 7 (2), 71-82 (2017).
  10. Matsuoka, S., Garcia, A. A. F. Sugarcane underground organs: Going deep for sustainable production. Tropical Plant Biology. 4, 22-30 (2011).
  11. Koevoets, I. T., Venema, J. H., Elzenga, J. T. M., Testerink, C. Roots withstanding their environment: Exploiting root system architecture responses to abiotic stress to improve crop tolerance. Frontiers in Plant Science. 7, 1335(2016).
  12. Vengavasi, K., Pandey, R. Root exudation index: Screening organic acid exudation and phosphorus acquisition efficiency in soybean genotypes. Crop and Pasture Science. 67 (10), 1096-1109 (2017).
  13. Bray, H. G., Thorpe, W. V. Analysis of phenolic compounds of interest in metabolism. Methods of Biochemical Analysis. 1, 27-52 (1954).
  14. Lowry, O. H., Rosebrough, N. J., Farr, A. L., Randall, R. J. Protein measurement with the folin phenol reagent. The Journal of Biological Chemistry. 193 (1), 265-275 (1951).
  15. Hedge, J. E., Hofreiter, B. T. Determination of total carbohydrate by anthrone method. Carbohydrate Chemistry: Volume 17. , Academic Press. New York. (1962).
  16. Moore, S., Stein, W. H. Polyphenol oxidase. Methods in Enzymology. Vol 468. , Academic Press. New York. (1948).
  17. Malik, C. P., Singh, M. B. Plant Enzymology and Histo-enzymology: A text manual. , Kalyani Publications. New Delhi. (1980).
  18. Beauchamp, C., Fridovich, I. Superoxide dismutase: Improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry. 44, 276-287 (1971).
  19. Singleton, V. L., Rossi, J. A. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic- phosphotungstic acid reagents. American Journal of Enology and Viticulture. 16, 144-158 (1965).
  20. Rege, R. D., Wagle, P. V. Problems of sugarcane physiology in the Deccan canal tract. III. The root-system. The Indian Journal of Agricultural Science. 2 (3), 356-373 (1940).
  21. Ryker, T. C., Edgerton, C. W. Studies on sugar cane roots. LSU Agricultural Experiment Station Reports. 223, (1931).
  22. Jensen, J. H. Some studies of root habits of sugar cane in Cuba. The Tropical Plant Research Foundation. , New York. (1931).
  23. Kücke, M., Schmid, H., Spiess, A. A comparison of four methods for measuring roots of field crops in three contrasting soils. Plant and Soil. 172 (1), 63-71 (1995).
  24. Noordwijk, M., et al. Trench Profile Techniques and Core Break Methods. Root Methods: A handbook. , Springer. Berlin, Heidelberg. (2001).
  25. De Azevedo, M. C. B., Chopart, J. L., Medina, C. C. Sugarcane root length density and distribution from root intersection counting on a trench-profile. Scientia Agricola. 68 (1), 94-101 (2011).
  26. Nissen, T., Rodriguez, V., Wander, M. Sampling soybean roots: A comparison of excavation and coring methods. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 39 (11-12), 1875-1883 (2008).
  27. Burridge, J. D., et al. An analysis of soil coring strategies to estimate root depth in maize (Zea mays) and common bean (Phaseolus vulgaris). Plant Phenomics. 2020, 3252703(2020).
  28. Schroth, G., Kolbe, D. A method of processing soil core samples for root studies by subsampling. Biology and Fertility of Soils. 18, 60-62 (1994).
  29. Chandran, K., Nisha, M., Arun Kumar, R., Krishnapriya, V. Breeding varieties resistant to waterlogging. ICAR-SBI Annual Report 2016-17. , 128(2016).
  30. Wu, Q., Wu, J., Zheng, B., Guo, Y. Optimizing soil-coring strategies to quantify root-length-density distribution in field-grown maize: Virtual coring trials using 3-D root architecture models. Annals of Botany. 121 (5), 809-819 (2018).
  31. Joshi, D. C., et al. Development of a phenotyping platform for high throughput screening of nodal root angle in sorghum. Plant Methods. 13, 56(2017).
  32. Koyama, T., Murakami, S., Karasawa, T., Ejiri, M., Shiono, K. Complete root specimen of plants grown in soil-filled root box: Sampling, measuring, and staining method. Plant Methods. 17, 97(2021).
  33. Gomathi, R., Gururaja Rao, P. N., Chandran, K., Selvi, A. Adaptive responses of sugarcane to waterlogging stress: An overview. Sugar Tech. 17, 325-338 (2014).
  34. Misra, V., et al. Morphological assessment of water stressed sugarcane: a comparison of waterlogged and drought affected crop. Saudi Journal of Biological Sciences. 27 (5), 1228-1236 (2020).
  35. Robinson, N., et al. Sugarcane genotypes differ in internal nitrogen use efficiency. Functional Plant Biology. 34 (12), 1122-1129 (2007).
  36. Arruda, B., et al. Biological and morphological traits of sugarcane roots in relation to phosphorus uptake. Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 16 (4), 901-915 (2016).
  37. Sharma, S., Borah, P., Meena, M. K., Bindraban, P., Pandey, R. Evaluation of genotypic variation for growth of rice seedlings under optimized hydroponics medium. Indian Journal of Genetics and Plant Breeding. 78 (3), 292-301 (2018).
  38. Soumya, P. R., Singh, D., Sharma, S., Singh, A. M., Pandey, R. Evaluation of diverse wheat (Triticum aestivum) and triticale (× Triticosecale) genotypes for low phosphorus stress tolerance in soil and hydroponic conditions. Journal of Soil Science. 21, 1236-1251 (2021).
  39. Ganie, A. H., et al. Metabolite profiling and network analysis reveal coordinated changes in low-N tolerant and low-N sensitive maize genotypes under nitrogen deficiency and restoration conditions. Plants. 9 (11), 1459(2020).
  40. Venkatraman, T. S., Thomas, R. Simple contrivances for studying root development in agricultural crops. Agricultural Journal of India. 18, 509-514 (1923).
  41. Clark, R. T., et al. High-throughput two-dimensional root system phenotyping platform facilitates genetic analysis of root growth and development. Plant, Cell and Environment. 36 (2), 454-466 (2013).
  42. Chopart, J. L., Rodrigues, S. R., Azevedo, M. C. B., Medina, C. C. Estimating sugarcane root length density through root mapping and orientation modelling. Plant and Soil. 313, 101-112 (2008).
  43. Chopart, J. L., Azevedo, M. C. B., Le Mezo, L., Marion, D. Functional relationship between sugarcane root biomass and length for cropping system applications. Sugar Tech. 12 (3-4), 317-321 (2010).
  44. De Silva, A. L. C., De Costa, W. A. J. M., Bandara, D. M. U. S. Growth of root system and the patterns of soil moisture utilization in sugarcane under rain-fed and irrigated conditions in Sri Lanka. Sugar Tech. 13 (3), 198-205 (2011).
  45. Otto, R., Silva, A. P., Franco, H. C. J., Oliveira, E. C. A., Trivelin, P. C. O. High soil penetration resistance reduces sugarcane root system development. Soil and Tillage Research. 117, 201-210 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Fenotypering van suikerrietwortelswortelstelselkenmerkenslootbemonsteringwortelkernborenhydroponische kweekrhizosfeerbiologiewortelmorfologiewortelexudatenwortelplasticiteitanatomische studies

Gerelateerde artikelen