Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Zebrafish Corneal Wound Healing: van abrasie tot wond closure imaging analyse

2.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63605

⸱

1 maart 2022

 ,  , 
1Institute of Biotechnology, HiLIFE, University of Helsinki, 2Institute for Neurosciences of Montpellier, Univ Montpellier

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol richt zich op het beschadigen van het oculaire oppervlak van zebravissen door middel van slijtage om de daaropvolgende wondsluiting op cellulair niveau te beoordelen. Deze benadering maakt gebruik van een oculaire braam om het hoornvliesepitheel gedeeltelijk te verwijderen en maakt gebruik van scanning elektronenmicroscopie om veranderingen in de celmorfologie tijdens wondsluiting te volgen.

Samenvatting

Als het transparante oppervlak van het oog is het hoornvlies instrumenteel voor helder zicht. Vanwege de locatie is dit weefsel gevoelig voor omgevingsbeledigingen. Inderdaad, de oogletsels die het vaakst klinisch worden aangetroffen, zijn die aan het hoornvlies. Hoewel hoornvlieswondgenezing uitgebreid is bestudeerd bij kleine zoogdieren (d.w.z. muizen, ratten en konijnen), hebben hoornvliesfysiologiestudies andere soorten verwaarloosd, waaronder zebravissen, ondanks dat zebravissen een klassiek onderzoeksmodel zijn.

Dit rapport beschrijft een methode voor het uitvoeren van een hoornvliesslijtage op zebravissen. De wond wordt in vivo uitgevoerd op verdoofde vissen met behulp van een oculaire braam. Deze methode zorgt voor een reproduceerbare epitheliale wond, waardoor de rest van het oog intact blijft. Na slijtage wordt de wondsluiting in de loop van 3 uur gecontroleerd, waarna de wond opnieuw wordt gepipitheliseerd. Door gebruik te maken van scanning elektronenmicroscopie, gevolgd door beeldverwerking, kunnen de epitheelcelvorm en apicale uitsteeksels worden onderzocht om de verschillende stappen tijdens het sluiten van hoornvliesepitheelwonden te bestuderen.

De kenmerken van het zebravismodel maken het mogelijk om de epitheelweefselfysiologie en het collectieve gedrag van de epitheelcellen te bestuderen wanneer het weefsel wordt uitgedaagd. Bovendien kan het gebruik van een model dat verstoken is van de invloed van de traanfilm nieuwe antwoorden opleveren met betrekking tot de reactie van het hoornvlies op stress. Ten slotte maakt dit model ook de afbakening mogelijk van de cellulaire en moleculaire gebeurtenissen die betrokken zijn bij epitheelweefsel dat wordt blootgesteld aan een fysieke wond. Deze methode kan worden toegepast op de evaluatie van de effectiviteit van geneesmiddelen in preklinische tests.

Inleiding

Omdat de meeste epithelia in contact staan met de externe omgeving, zijn ze gevoelig voor lichamelijk letsel, waardoor ze zeer geschikt zijn voor de studie van wondgenezingsprocessen. Onder de goed bestudeerde weefsels is het hoornvlies een uiterst nuttig model bij het onderzoek naar de cellulaire en moleculaire aspecten van wondgenezing. Als transparant extern oppervlak biedt het fysieke bescherming aan het oog en is het het eerste element dat het licht op het netvlies richt. Hoewel de structuur en celsamenstelling van het netvlies verschillen tussen soort1, zijn deze elementen van het hoornvlies over het algemeen vergelijkbaar in alle camera-achtige ogen, ongeacht de soort.

Het hoornvlies bestaat uit drie hoofdlagen2. De eerste en buitenste laag is het epitheel, dat voortdurend wordt vernieuwd om de transparantie ervan te garanderen. De tweede laag is het stroma, dat verspreide cellen bevat, keratocyten genaamd, in een dikke laag strikt georganiseerde collageenvezels. De derde en binnenste laag is het endotheel, dat voedings- en vloeistofdiffusie van de voorste kamer naar de buitenste lagen mogelijk maakt. De epitheel- en stromale cellen interageren via groeifactoren en cytokines3. Deze interactie wordt benadrukt door de snelle apoptose en de daaropvolgende proliferatie van keratocyten na epitheliaal letsel 4,5. Bij een diepere wond, zoals een punctie, nemen keratocyten actief deel aan het genezingsproces6.

Omdat ze in contact zijn met de externe omgeving, komen lichamelijke verwondingen van het hoornvlies vaak voor. Veel van hen worden veroorzaakt door kleine vreemde voorwerpen7, zoals zand of stof. De reflex van oogwrijven kan leiden tot uitgebreide epitheliale schaafwonden en cornea-remodellering8. Afhankelijk van de wondgrootte en -diepte zijn deze fysieke verwondingen pijnlijk en duurt het enkele dagen om te genezen9. De optimale wondgenezingskenmerken van een model vergemakkelijken het begrip van de cellulaire en moleculaire aspecten van wondsluiting. Bovendien zijn dergelijke modellen ook nuttig gebleken voor het testen van nieuwe moleculen met het potentieel om de genezing van het hoornvlies te versnellen, zoals eerder is aangetoond10,11.

Het hier beschreven protocol heeft tot doel zebravissen te gebruiken als een relevant model om hoornvliesletsel te bestuderen. Dit model is zeer geschikt voor farmacologische screeningstudies omdat het moleculen mogelijk maakt om rechtstreeks aan het tankwater toe te voegen en daarom in contact te komen met een genezend hoornvlies. De details die hier worden verstrekt, zullen wetenschappers helpen hun studies over het zebravismodel uit te voeren. De in vivo verwonding wordt uitgevoerd met een afgestompte oculaire braam. De impact op epitheelcellen die eraan grenzen of op afstand ervan liggen, kan worden geanalyseerd door specifiek het centrale hoornvliesepitheel te verwijderen. In de afgelopen jaren richtten talrijke rapporten zich op een dergelijke methode op het hoornvlies van knaagdieren 12,13,14,15,16,17; tot op heden heeft echter slechts één rapport deze methode toegepast op zebravissen18.

Vanwege zijn eenvoud is de fysieke wond nuttig bij het afbakenen van de rol van epitheelcellen bij wondsluiting. Een ander bekend model van hoornvliesletsel is de chemische verbranding, met name de alkaliverbranding 19,20,21. Een dergelijke benadering beschadigt echter indirect het hele oogoppervlak, inclusief het perifere hoornvlies en het hoornvliesstroma19. Inderdaad, alkalibrandwonden induceren mogelijk hoornvlieszweren, perforaties, epitheliale opacificatie en snelle neovascularisatie22, en de oncontroleerbare uitkomst van alkalibrandwonden diskwalificeert die benadering voor algemene wondgenezingsstudies. Tal van andere methoden worden ook gebruikt om hoornvlieswondgenezing te onderzoeken volgens de specifieke focus van de studie in kwestie (bijv. Volledig epitheeldebridement23, de combinatie van chemisch en mechanisch letsel voor wond met gedeeltelijke dikte24, excimeerlaserablatie voor wonden die zich uitstrekken tot het stroma25). Het gebruik van een oculaire braam beperkt het brandpunt tot de epitheliale respons op de wond en zorgt voor een zeer reproduceerbare wond.

Zoals bij elke methode van wondtoebrengen, heeft het gebruik van een oculaire braam voor- en nadelen. Het grootste nadeel is dat de respons meestal epitheeliaal is, het weerspiegelt niet perfect de schaafwonden die in de klinische setting worden gezien. Deze methode heeft echter tal van voordelen, waaronder het gemak waarmee het kan worden opgezet en uitgevoerd, de precisie, de reproduceerbaarheid en het feit dat het niet-invasief is, waardoor het een methode is die goed wordt verdragen door dieren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten zijn goedgekeurd door de landelijke proefdiercommissie.

1. Voorbereidingen

  1. Bereid de tricaine stock-oplossing die wordt gebruikt voor anesthesie26 van tevoren (0,4% stockoplossing die in dit protocol wordt gebruikt). Gebruik handschoenen en bewaar de materialen waar mogelijk in een zuurkast.
    1. Weeg voor 50 ml van een 0,4% oplossing 200 mg tricaïnepoeder in een buis van 50 ml. Los het poeder op in ongeveer 45 ml dubbel gedestilleerd water.
    2. Stel de pH van de tricaïne-stamoplossing in op 7 met 1 M Tris (pH 8,8, ~ 1,25 ml). Voeg de Tris-oplossing toe aan de tricainebouillon in aliquots, meng de bouillon grondig na elke aliquot en controleer de pH na elke toevoeging van Tris.
  2. Bereid vóór het experiment een 0,02% werkende oplossing van tricaïne voor.
    1. Ontdooi 2 ml 0,4% stamoplossing en voeg toe aan 40 ml systeemwater (eindconcentratie 0,02%). Plaats de oplossing in een kleine container.
  3. Bereid vóór het experiment het herstelwater voor dat pijnstillend middel bevat. Gebruik handschoenen en bewaar de materialen waar mogelijk in de zuurkast.
    1. Weeg voor een liter herstelwater 2,5 mg lidocaïnehydrochloridepoeder en los het op in zoet systeemwater. Controleer de pH en stel deze indien nodig in op 7.
  4. Bereid vóór het experiment de fixatieoplossing (2,5% glutaaraldehyde in 0,1 M natriumfosfaat (Na-PO4) oplossing bij pH 7,4). Gebruik handschoenen en bewaar de materialen in een zuurkast.
    1. Pipetteer voor 10 ml van de bevestigingsoplossing 5 ml van 0,2 M Na-PO4 in een buis. Voeg 0,5 ml 50% glutaaraldehyde toe en voeg dubbel gedestilleerd water toe om het uiteindelijke volume van 10 ml te verkrijgen. Bescherm de oplossing tegen licht en bewaar deze voor gebruik op ijs of in de koelkast.
      OPMERKING: Als monsters enkele uren na het verwonden moeten worden verzameld, bereidt u de bevestigingsoplossing vlak voor gebruik voor.
  5. Bereid de apparatuur voor op verwonding (figuur 1).
    1. Vul de bergingstanks of kleinere containers met systeemwater.
    2. Houd de oogheelkundige braam klaar. Controleer of de braampunt schoon is. Verwijder indien nodig celresten met een vochtig wattenstaafje.
    3. Maak een incisie aan de zijkant van een zachte spons en bevochtig de spons met systeemwater. Plaats de spons op de basis/het podium van een ontleedmicroscoop. Zorg voor voldoende werkruimte voor het gebruik van de braam en voldoende verlichting vanaf de zijkanten en/of boven om het oogoppervlak goed te kunnen zien.

2. Anesthesie

  1. Breng een vis zo voorzichtig mogelijk over van de tank naar de 0,02% tricaïne-oplossing met een net.
  2. Controleer de anesthesie en controleer op een gebrek aan respons op lichte mechanische stimuli.
    OPMERKING: Voor consistente anesthesie wordt een blootstelling van 2 minuten aan tricaïne gebruikt voorafgaand aan slijtage met volwassen wild-type AB-vissen. Bij vissen met een andere genetische achtergrond kan een andere duur nodig zijn.

3. Slijtage

  1. Plaats de verdoofde vis voorzichtig met een lepel in de incisie op de spons, hoofd steekt uit het sponsoppervlak.
  2. Zet de braam aan en richt de microscoop op het oogoppervlak.
  3. Benader het oogoppervlak voorzichtig met de braampunt. Wanneer u het oogoppervlak aanraakt, begint u de braampunt met cirkelvormige beweging op het oogoppervlak te bewegen. Vermijd plotselinge beweging, omdat dit ertoe kan leiden dat het oog in de oogkas kantelt en de braampunt wegglijdt.
  4. Wanneer de schaafwond is voltooid, plaatst u de vis voorzichtig in systeemwater met het pijnstillend middel voor herstel.
  5. Reinig de braam direct na gebruik met een vochtig wattenstaafje.

4. Monsters verzamelen

  1. Pak de vis op het gewenste tijdstip op met een net en plaats deze in 0,02% tricaïne-oplossing. Houd het dier in de oplossing totdat de operculaire beweging volledig is gestopt en de vis niet reageert op aanraking.
  2. Leg de vis met een lepel op een petrischaaltje en houd hem met een pincet vast. Onthoofd de vis met een ontleedschaar. Vermijd krassen op het oogoppervlak bij het hanteren van het monster.
  3. Doe het weefsel in een monsterbuis met 0,1 M Na-PO4.
    1. Spoel het weefsel door de 0,1 M Na-PO4 te vervangen door een schone buffer zodat er geen bloed in de oplossing achterblijft.

5. Monsterverwerking voor elektronenmicroscopie

  1. Fixeer het weefsel in 2,5% glutaaraldehyde/0,1 M Na-PO4 (pH 7,4) gedurende ~24 uur bij +4 °C. Bewaar het monster op een roterende/schuddende monsterhouder om een goede fixatie te garanderen.
  2. Verwijder de bevestigingsoplossing en spoel het monster meerdere keren met 0,1 M Na-PO4.
  3. Ontleed het monster op dit punt.
    1. Plaats het monster op een druppel van 0,1 M Na-PO4 op een ontleedplaat. Als beide ogen van dezelfde vis moeten worden afgebeeld, knipt u het kopmonster in tweeën met een fijne ontleedschaar.
    2. U kunt de ogen ook alleen verzamelen door de uiteinden van een fijn pincet voorzichtig vanaf de zijkant van het oog in de oogkas te plaatsen, waarbij u extra voorzichtig bent om het oogoppervlak niet te krassen. Trek vervolgens het oog uit de kom.
    3. Breng het ontleedde monster over in een buis met 0,1 M Na-PO4. Zorg ervoor dat er geen extra weefsel in de monsterbuis zit, omdat deze zich tijdens de monsterverwerking aan de bovenkant van het oog kan hechten.
  4. Bewaar het monster in 0,1 M Na-PO4 (maximaal één week) bij +4 °C.
  5. Verwerk de monsters voor elektronenmicroscopie beeldvorming.
    1. Postfix de monsters in 2% osmiumtetroxide in 0,1 M Na-PO4 buffer gedurende 1 uur bij kamertemperatuur (RT).
    2. Was de monsters 3 keer gedurende 5 minuten elke wasbeurt in 0,1 M Na-PO4 bij RT.
    3. Droog de monsters achtereenvolgens uit in 30%, 50% en 70% ethanol gedurende 1 uur in elke oplossing bij RT.
    4. Dompel de monsters onder in 96% ethanol gedurende 2-3 uur bij RT.
    5. Incubeer vervolgens de monsters twee keer in 100% ethanol, eerst gedurende 1 uur en vervolgens in verse 100% ethanol gedurende een nacht bij +4 °C.
    6. Onderwerp de monsters aan 30 cycli in een geautomatiseerde kritische puntdroger.
  6. Sluit de monsters in en platina-coat ze.
    1. Plaats een zelfklevend lipje op een houder. Als het monster bovenop de houder moet worden gemarkeerd, laat u een stuk papier met tabdeksel op het tabblad liggen en schrijft u de monster-ID op het papier.
    2. Plaats de houder met het lipje op de basis van een ontleedmicroscoop.
    3. Plaats het weefselmonster voorzichtig op de houder met een fijn pincet, hoornvlies naar boven gericht.
    4. Bekleed het monster met platina met het juiste apparaat. Bewaar de monsters na het coaten bij kamertemperatuur totdat ze worden afgebeeld.

6. Beeldvorming (figuur 2)

  1. Bedien de apparaten zoals geadviseerd in de gebruikershandleiding en door imaging-experts.
  2. Verkrijg afbeeldingen van de gewenste vergroting en gebruik 2.000-2.500x afbeeldingen voor analyse.
  3. Pas de helderheid en het contrast aan zodat er geen overbelichte gebieden in het beeld zijn en celranden en microridges zo duidelijk mogelijk worden gezien.
    OPMERKING: De positie en hoek van het weefsel zijn van invloed op de helderheids- en contrastinstellingen. Ze moeten mogelijk worden aangepast van monster tot monster en tussen verschillende delen van het weefsel.

7. Het meten van celvorm, grootte en microridgepatroon

  1. Open de TIFF-afbeelding in Fiji ImageJ 1.5327. Stel de schaal in met de schaalbalk van de afbeelding: maak een lijn die qua grootte gelijk is aan de schaalbalk met het gereedschap Lijn . Selecteer | analyseren Stel de schaal in en typ de bekende afstand. Open de ROI-manager vanuit het | Analyseren Menu Extra .
  2. Voor celgrootte en ronding selecteert u | analyseren Stel metingen | in Vormbeschrijvingen. Gebruik het gereedschap Vergrootglas om de cellen onder vergroting te zien. Selecteer cellen met het gereedschap Veelhoek en voeg elke selectie toe aan de ROI-manager. Meet ten slotte de geselecteerde cellen en sla de meting op.
  3. Microridge-analyse (figuur 3 en figuur 4)
    1. Zorg ervoor dat de afbeelding de 8-bits indeling heeft van de | Typ menu.
    2. Selecteer een cel met het gereedschap Veelhoek en wis de achtergrond uit Bewerken | Helder buiten.
    3. Maak de afbeelding één tot drie keer vloeiend door Proces | Vloeiend en pas de helderheid en het contrast aan vanuit Afbeelding | | aanpassen Helderheid/Contrast zodat de microridges zo duidelijk mogelijk opvallen.
    4. Voeg het beeld samen vanuit Process | Filters | Convolve, verander in binair van Proces | Binaire | Maak binair en skelet de zwart-witafbeelding door Proces | Binaire | Skeletoniseren.
    5. Gebruik de functie Skelet analyseren in de | Skeletmenu om de microridgeparameters te meten en de waarden op te slaan.
      OPMERKING: In SEM kunnen afzonderlijke afbeeldingen verschillen in helderheid en contrast. De stappen in de analyse moeten dus mogelijk worden aangepast van afbeelding tot afbeelding.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Deze studie beschrijft een methode met behulp van een oogheelkundige braam in zebravis corneale wondgenezingsexperimenten. De methode is aangepast van eerdere studies bij muizen, waarbij werd aangetoond dat de braam de epitheelcellagen efficiënt verwijdert13. De uitdagingen bij het verwonden van het hoornvlies van zebravissen omvatten de relatief kleine omvang van het oog en in het geval van tijdrovende experimenten de noodzaak om een constante waterstroom door de kieuwen te behouden (zoals beschr...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Cornea lichamelijk letsel is de meest voorkomende oorzaak van oogheelkundige patiëntbezoeken aan het ziekenhuis. Daarom is het belangrijk om relevante modellen vast te stellen voor de studie van verschillende aspecten van cornea-pathofysiologie. Tot nu toe is de muis het meest gebruikte model voor de studie van hoornvlieswondgenezing. Het toevoegen van oogdruppels op muriene gewonde ogen om de impact van specifieke geneesmiddelen op de genezing van hoornvlieswonden te valideren, kan echter moeilijk zijn. In dit opzicht i...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs bedanken Pertti Panula voor de toegang tot de Zebraviseenheid en Henri Koivula voor de begeleiding en hulp bij de zebravisexperimenten. Dit onderzoek werd ondersteund door de Academie van Finland, de Jane and Aatos Erkko Foundation, de Finnish Cultural Foundation en het ATIP-Avenir Program. Beeldvorming werd uitgevoerd op de elektronenmicroscopie-eenheid en de lichtmicroscopie-eenheid, Instituut voor Biotechnologie, ondersteund door HiLIFE en Biocenter Finland.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.1M Na-PO4 (natriumfosfaatbuffer), pH 7.4in-houseOplossing is bereid uit 1M natriumfosfaatbuffer (1M Na2 HPO4 aangepast naar pH 7.4 met 1M NaH2 PO4 ).
0.2M Na-PO4 (natriumfosfaatbuffer), pH 7.4in-houseOplossing is bereid uit 1M natriumfosfaatbuffer (1M Na2 HPO4 aangepast naar pH 7.4 met 1M NaH2 PO4 ).
0.5mm borentipsAlger Equipment CompanyBU-5S
1M Tris, pH 8.8in-house
Zelfklevende labelsAgar ScientificG3347N
Algerbrushboor, compleet instrumentAlger Equipment CompanyBR2-5
WattenstaafjesHeinz Herenz Hamburg1030128
Dissectieplaatin-house
Dissectie-instrumentenFine Science Tools
dubbel gedestilleerd waterin-house
Eppendorfbuisjes, 2mlelke leverancier
Ethyl 3-aminobenzoaat methaansulfonaat zoutSigmaA5040Voorzichtig: veroorzaakt irritatie.
Glutaraldehyde, 50% waterige oplossing, graad ISigmaG7651Voorzichtig: giftig.
Lidocaine hydrochlorideSigmaL5647Voorzichtig: giftig.
MontagesAgar ScientificG301P
PetrischaalThermo Scientific101VR20
pH-indicatorstrokenMacherey-Nagel92110
Kunststof lepelselke leverancier
Kunststof buisjes, 15 mlGreiner Bio-One188271
Kunststof buisjes, 50 mlGreiner Bio-One227261
RasterelektronenmicroscoopFEIQuanta 250 FEG
Zachte sponselke leverancier
SputtermoederQuorum TechnologiesGQ150TS
StereomicroscoopLeica

Referenties

  1. Baden, T., Euler, T., Berens, P. Understanding the retinal basis of vision across species. Nature Reviews.Neuroscience. 21 (1), 5-20 (2020).
  2. Nishida, T., Saika, S., Morishige, N. Cornea and sclera: Anatomy and physiology. Cornea: Fundamentals, diagnosis and management, 4th ed. Manis, M. J., Holland, E. J. , Elsevier. 1-22 (2017).
  3. Wilson, S. E., Liu, J. J., Mohan, R. R. Stromal-epithelial interactions in the cornea. Progress in Retinal and Eye Research. 18 (3), 293-309 (1999).
  4. Wilson, S. E., et al. Epithelial injury induces keratocyte apoptosis: hypothesized role for the interleukin-1 system in the modulation of corneal tissue organization and wound healing. Experimental Eye Research. 62 (4), 325-327 (1996).
  5. Zieske, J. D., Guimaraes, S. R., Hutcheon, A. E. Kinetics of keratocyte proliferation in response to epithelial debridement. Experimental Eye Research. 72 (1), 33-39 (2001).
  6. West-Mays, J. A., Dwivedi, D. J. The keratocyte: corneal stromal cell with variable repair phenotypes. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 38 (10), 1625-1631 (2006).
  7. Ahmed, F., House, R. J., Feldman, B. H. Corneal abrasions and corneal foreign bodies. Primary Care. 42 (3), 363-375 (2015).
  8. Ben-Eli, H., Erdinest, N., Solomon, A. Pathogenesis and complications of chronic eye rubbing in ocular allergy. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 19 (5), 526-534 (2019).
  9. Wilson, S. A., Last, A. Management of corneal abrasions. American Family Physician. 70 (1), 123-128 (2004).
  10. Nagata, M., et al. JBP485 promotes corneal epithelial wound healing. Scientific Reports. 5, 14776(2015).
  11. Wang, X., et al. MANF promotes diabetic corneal epithelial wound healing and nerve regeneration by attenuating hyperglycemia-induced endoplasmic reticulum stress. Diabetes. 69 (6), 1264-1278 (2020).
  12. Li, F. J., et al. Evaluation of the AlgerBrush II rotating burr as a tool for inducing ocular surface failure in the New Zealand White rabbit. Experimental Eye Research. 147, 1-11 (2016).
  13. Kalha, S., Kuony, A., Michon, F. Corneal epithelial abrasion with ocular burr as a model for cornea wound healing. Journal of Visualized Experiments:JoVE. (137), e58071(2018).
  14. Kalha, S., et al. Bmi1+ progenitor cell dynamics in murine cornea during homeostasis and wound healing. Stem Cells. 36 (4), 562-573 (2018).
  15. Park, M., et al. Visualizing the contribution of keratin-14(+) limbal epithelial precursors in corneal wound healing. Stem Cell Reports. 12 (1), 14-28 (2019).
  16. Kuony, A., et al. Ectodysplasin-A signaling is a key integrator in the lacrimal gland-cornea feedback loop. Development. 146 (14), (2019).
  17. Farrelly, O., et al. Two-photon live imaging of single corneal stem cells reveals compartmentalized organization of the limbal niche. Cell Stem Cell. 28 (7), 1233-1247 (2021).
  18. Ikkala, K., Michon, F., Stratoulias, V. Unilateral Zebrafish corneal injury induces bilateral cell plasticity supporting wound closure. Scientific Reports. , (2021).
  19. Ormerod, L. D., Abelson, M. B., Kenyon, K. R. Standard models of corneal injury using alkali-immersed filter discs. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 30 (10), 2148-2153 (1989).
  20. Anderson, C., Zhou, Q., Wang, S. An alkali-burn injury model of corneal neovascularization in the mouse. Journal of visualized experiments: JoVE. (86), e51159(2014).
  21. Choi, H., et al. Comprehensive modeling of corneal alkali injury in the rat eye. Current Eye Research. 42 (10), 1348-1357 (2017).
  22. Singh, P., Tyagi, M., Kumar, Y., Gupta, K. K., Sharma, P. D. Ocular chemical injuries and their management. Oman Journal of Ophthalmology. 6 (2), 83-86 (2013).
  23. Pal-Ghosh, S. BALB/c and C57BL6 mouse strains vary in their ability to heal corneal epithelial debridement wounds. Experimental Eye Research. 87 (5), 478-486 (2008).
  24. Chen, J. J., Tseng, S. C. Abnormal corneal epithelial wound healing in partial-thickness removal of limbal epithelium. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 32 (8), 2219-2233 (1991).
  25. Xeroudaki, M., Peebo, B., Germundsson, J., Fagerholm, P., Lagali, N. RGTA in corneal wound healing after transepithelial laser ablation in a rabbit model: a randomized, blinded, placebo-controlled study. Acta Ophthalmologica. 94 (7), 685-691 (2016).
  26. Westerfield, M. The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio. , Available from: https://zfinorg/zf_info/zfbook/zfbk.html (2000).
  27. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  28. Xu, C., Volkery, S., Siekmann, A. F. Intubation-based anesthesia for long-term time-lapse imaging of adult zebrafish. Nature Protocols. 10 (12), 2064-2073 (2015).
  29. Crosson, C. E., Klyce, S. D., Beuerman, R. W. Epithelial wound closure in the rabbit cornea. A biphasic process. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 27 (4), 464-473 (1986).
  30. Parlanti, P., et al. Axonal debris accumulates in corneal epithelial cells after intraepithelial corneal nerves are damaged: A focused Ion Beam Scanning Electron Microscopy (FIB-SEM) study. Experimental Eye Research. 194, 107998(2020).
  31. Zhao, X. C., et al. The zebrafish cornea: structure and development. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (10), 4341-4348 (2006).
  32. Richardson, R., et al. Re-epithelialization of cutaneous wounds in adult zebrafish combines mechanisms of wound closure in embryonic and adult mammals. Development. 143 (12), 2077-2088 (2016).
  33. van Loon, A. P., Erofeev, I. S., Maryshev, I. V., Goryachev, A. B., Sagasti, A. Cortical contraction drives the 3D patterning of epithelial cell surfaces. The Journal of Cell Biology. 219 (3), (2020).
  34. Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina. Journal of Neurobiology. 44 (3), 289-307 (2000).
  35. Poss, K. D., Wilson, L. G., Keating, M. T. Heart regeneration in zebrafish. Science. 298 (5601), 2188-2190 (2002).
  36. Becker, T., Wullimann, M. F., Becker, C. G., Bernhardt, R. R., Schachner, M. Axonal regrowth after spinal cord transection in adult zebrafish. The Journal of Comparative Neurology. 377 (4), 577-595 (1997).
  37. Hu, X., et al. Sirt6 deficiency impairs corneal epithelial wound healing. Aging. 10 (8), 1932-1946 (2018).
  38. Ksander, B. R., et al. ABCB5 is a limbal stem cell gene required for corneal development and repair. Nature. 511 (7509), 353-357 (2014).
  39. Pan, Y. A., et al. Zebrabow: multispectral cell labeling for cell tracing and lineage analysis in zebrafish. Development. 140 (13), 2835-2846 (2013).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Hoornvlies van zebravishoornvliesabrasiescanning elektronenmicroscopievorm van epitheelcellenmicroridgeanalyseImageJ-analysefysiologie van epitheelweefselfarmacologische studies
Zebrafish Corneal Wound Healing: van abrasie tot wond closure imaging analyse
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.