Varkensmodellen van aneurysmatische aandoeningen voor training en onderzoek

Samenvatting

Beschrijving van twee verschillende aneurysmatische varkensmodellen voor neuroradiologietrainingen en onderzoeksstudies. Deze studie levert bewijs voor de haalbaarheid van deze creaties van aneurysma-varkensmodellen en de reproduceerbare methoden die dicht bij de klinische setting liggen.

Samenvatting

Grote diermodellen, met name varkens, worden veel gebruikt om hart- en vaatziekten en therapieën te onderzoeken, maar ook voor trainingsdoeleinden. Dit artikel beschrijft twee verschillende aneurysmatische varkensmodellen die onderzoekers kunnen helpen bij het bestuderen van nieuwe therapieën voor aneurysmatische aandoeningen. Deze aneurysmamodellen worden gemaakt door chirurgisch een zakje weefsel toe te voegen aan de halsslagaders bij varkens. Wanneer het model voor onderzoek wordt gebruikt, moet het zakje autoloog zijn; Voor trainingsdoeleinden volstaat een synthetisch zakje.

Eerst moeten de rechter uitwendige halsader (EJV) en de rechter gemeenschappelijke halsslagader (CCA) operatief worden blootgesteld. De EJV is afgebonden en uit een kort segment is een aderzakje gemaakt. Dit zakje wordt vervolgens gehecht aan een elliptische arteriotomie die wordt uitgevoerd in de CCA. Dieren moeten tijdens het maken van het model gehepariniseerd worden gehouden en lokale vaatverwijders kunnen worden gebruikt om vasospasmen te verminderen. Zodra de hechting is voltooid, moet de juiste bloedstroom worden geïnspecteerd, waarbij wordt gecontroleerd op bloedingen uit de hechtlijn en doorgankelijkheid van de bloedvaten. Ten slotte wordt de chirurgische incisie gesloten door lagen en wordt een angiografie uitgevoerd om het aneurysmamodel in beeld te brengen.

Een vereenvoudiging van dit aneurysmatische halsslagadermodel dat de invasiviteit en operatietijd vermindert, is het gebruik van een synthetisch in plaats van veneus zakje. Voor dit doel wordt vooraf een zakje op maat gemaakt met een segment van een polytetrafluorethyleen (PTFE) prothese, waarvan het ene uiteinde wordt dichtgehecht met behulp van polypropyleen vasculaire hechting en voorafgaand aan de operatie wordt gesteriliseerd. Deze "zak" wordt vervolgens bevestigd aan een arteriotomie die wordt uitgevoerd in de CCA zoals beschreven.

Hoewel deze modellen niet veel van de fysiopathologische gebeurtenissen reproduceren die verband houden met de vorming van aneurysma's, zijn ze hemodynamisch vergelijkbaar met de situatie in de klinische setting. Daarom kunnen ze worden gebruikt voor onderzoeks- of trainingsdoeleinden, waardoor artsen verschillende endovasculaire technieken kunnen leren en oefenen in diermodellen die dicht bij het menselijk systeem staan.

Inleiding

Intracraniaal aneurysma (IA) is een ernstige cerebrovasculaire aandoening die gepaard gaat met een sterftecijfer tot 50% bij ruptie. Het is een relatief veel voorkomende en potentieel dodelijke aandoening, met een gerapporteerde prevalentie tussen 3,6% en 6% in angiografische onderzoeken¹. De intracraniële vaten zijn abnormaal verwijd en lijden aan uitzetting als gevolg van multifactoriële risicofactoren, waaronder, maar niet beperkt tot, roken, hypertensie, overmatig alcoholgebruik of toenemende leeftijd. Indien onbehandeld, kan IA spontaan scheuren, wat resulteert in subarachnoïdale bloeding (SAB) die verantwoordelijk is voor aanzienlijke morbiditeit en overlijden ^2,3,4. Bovendien heeft een derde van de patiënten ziekenhuisopname of verpleegkundige zorg nodig, en slechts 30% van de patiënten met SAB kan terugkeren naar zelfstandig wonen, wat een ernstige ziektelast bij mensen vertegenwoordigt die de noodzaak van dierproeven eigenlijk rechtvaardigt⁵.

Tegenwoordig worden patiënten met een hoog risico op IA-ruptuur en bloeding behandeld met occlusie, voornamelijk door endovasculaire coiling, microchirurgische clipping of flow-diverting stents ^6,7. De endovasculaire procedure is geëvalueerd door de International Subarachnoid Aneurysm Trial (ISAT), wat aantoont dat coiling veiliger en minder invasief is en daarom minder significante nadelige effecten heeft dan microchirurgische therapie³. Om deze redenen zijn de endovasculaire procedures de meest voorkomende technieken die worden gebruikt voor IA-behandeling³. Gespecialiseerde training is vereist voor artsen om deze minimaal invasieve procedures correct uit te voeren⁸.

Bovendien moet de ontwikkeling van nieuwe apparaten of therapieën voor IA-behandeling goed ingeburgerd zijn en getest worden in preklinische studies voordat ze worden vertaald naar de klinische setting ^6,9. Er zijn verschillende IA-experimentele diermodellen, afhankelijk van het hoofddoel van het onderzoek of de trainingsdoeleinden. Deze modellen zijn uitgevoerd in tal van soorten, met hun beperkingen en voordelen. Ze brengen echter allemaal kunstmatige inductie of chirurgische creatie met zich mee vanwege de afwezigheid van natuurlijke IA bij dieren 2,6,9,10,11,12.

Hoewel geen enkel diermodel de menselijke pathofysiologie perfect reproduceert, worden kleine dieren, zoals knaagdieren, het meest gebruikt in IA-onderzoeken⁶. Grote soorten worden meestal gebruikt voor de ontwikkeling van nieuwe endovasculaire apparaten of training in therapeutische interventies². Onder grote diermodellen is het gebruikelijk om varkens te gebruiken voor onderzoek naar IA-stoornissen en -therapieën, maar ook voor trainingen. Dit komt door hun vermogen om de chirurgische ingreep te verdragen en hun vergelijkbare vasculaire diameter en bloedstroom in vergelijking met menselijke hersenvaten ^2,13.

De voorkeursmethode voor het maken van IA-diermodellen varieert afhankelijk van het hoofddoel van elk individueel onderzoeksproject, zoals of angiografische of histologische eindpunten zullen worden geëvalueerd. In die zin worden modellen gemaakt door chirurgische ligatie of door het toevoegen van een autoloog zakje weefsel aan de CCA gebruikt voor IA-groeionderzoek. Chirurgische modellen moeten worden gecombineerd met hypertensie-inductie als het primaire eindpunt van het onderzoek IA-ruptuur is. Wanneer het model wordt gebruikt voor trainingsdoeleinden, kan de techniek worden vereenvoudigd door een synthetisch zakje te gebruiken dat op de CCA wordt gehecht zonder dat hypertensie nodig is⁶.

Dit artikel beschrijft twee verschillende aneurysmatische varkensmodellen die onderzoekers kunnen helpen bij het bestuderen van nieuwe therapieën of training in endovasculaire interventies voor IA-ziekten. Deze aneurysmamodellen worden gemaakt door chirurgisch een zakje weefsel toe te voegen aan de CCA bij varkens. Wanneer het model wordt gebruikt voor onderzoek, is het zakje autoloog, waardoor het mogelijk is om de genezing van het aneurysma na uitsluiting te bestuderen zonder tussenkomst van exogeen materiaal. Voor trainingsdoeleinden volstaat een synthetisch zakje dat de endovasculaire anatomie recapituleert om de procedure na te bootsen.

Protocol

Het experiment werd goedgekeurd door de ethische commissie van het Jesús Usón Centrum voor Minimaal Invasieve Chirurgie en alle procedures werden uitgevoerd volgens het Spaanse Koninklijk Besluit 53/2013 en de Europese verordening (2010/63/EG).

1. Preoperatieve voorbereiding en anesthesie

1. Huisvest grote witte varkens met een gewicht van 35-40 kg per dag, met gratis toegang tot water en voer eenmaal per dag. Acclimatiseer gedurende 2 weken vóór de datum van de ingreep om klinisch onderzoek uit te voeren en tijd te geven voor het opsporen van stille ziekten.
2. Dien de volgende orale geneesmiddelen toe om trombotische voorvallen tijdens het onderzoek te voorkomen: acetylsalicylzuur (1 g/dier/24 uur) en clopidogrel (75 mg/dier/24 uur) vanaf 7 dagen vóór modelinductie tot IA-therapie.
3. Injecteer ketamine (10 mg/kg) intramusculair na een vastenperiode van 24 uur. Tien minuten later induceer anesthesie met 1% propofol intraveneus (3 mg/kg).
4. Gebruik na endotracheale intubatie geïnhaleerd sevofluraan om de anesthesie te behouden (3%-4,5% inspiratoire fractie). Sluit de endotracheale tubes aan op een halfgesloten, cirkelvormig anesthesiecircuit dat is bevestigd aan een ventilator met een vers gasdebiet van 0,5-1 l/min.
5. Om normocapnie (35-45 mmHg CO₂ te verkrijgen), regelt u de ventilatie met een ademvolume van 8-10 ml/kg. Zorg voor een adequate intraoperatieve analgesie door een initiële intraveneuze dosis van ketorolac (1 mg/kg) en tramadol (1 mg/kg) combinatie en een continue remifentanil-infusie (15-18 μg/kg/uur).
6. Bevestig het juiste dierlijke vlak van anesthesie, rekening houdend met bewusteloosheid (hypnose), ongevoeligheid voor pijn, spierontspanning en de afwezigheid van reflexreacties¹⁴.
7. Om uitdroging onder narcose te voorkomen, gebruikt u tijdens de operatie een dierenartszalf op de ogen.
8. Zet de verdoofde dieren vast aan de operatietafel in rugligging. Scheer de nek van de dieren, schrob met povidon-jodium en drapeer ze onder steriele omstandigheden.
9. Voer alle procedures uit onder steriele omstandigheden, met behulp van steriele handschoenen en materiaal.

2. Operatie

1. Chirurgische aanpak
   1. Maak een 10 cm lange longitudinale incisie in de huid 2-3 cm rechts van de middellijn van de nek.
2. Pouch maatwerk
   1. Autologe buidel
      1. Om de EJV bloot te leggen, ontleedt u het onderhuidse en vetweefsel en voert u hemostase uit.
      2. Scheid de rechter sternocephalicus-spier van het bindweefsel en trek deze in met een Weitlaner-retractor om EJV-blootstelling te vergemakkelijken.
      3. Leg de EJV bloot en identificeer deze, die lateraal en dieper is dan de CCA (Figuur 1A).
      4. Gebruik twee bulldog vasculaire klemmen om de bloedstroom in het bloedvat te stoppen tijdens de extractie van het veneuze segment.
      5. Isoleer een segment van 15-20 mm van het EJV om het autologe zakje te verkrijgen.
      6. Ligate de proximale en distale uiteinden van de EJV.
      7. Spoel het geëxtraheerde adersegment met gehepariniseerde zoutoplossing (5.000 IE/L).
      8. Controleer de binnenkant van de uitgesneden EJV en selecteer een 7-8 mm lang segment waar geen veneuze kleppen aanwezig zijn.
      9. Vorm van dit segment een zakje door het ene uiteinde te sluiten met een 7/0 polypropyleen lopende hechtdraad (Figuur 1B).
      10. Houd het zakje tot gebruik ondergedompeld in gehepariniseerde zoutoplossing.
      11. Controleer of er geen bloeding is uit de afgeligde EJV.
   2. Synthetisch zakje
      1. Snijd een segment van 1 cm lang uit een PTFE-prothese (6-8 mm in diameter, afhankelijk van de aneurysmagrootte die wordt gemaakt).
      2. Hecht het ene uiteinde dicht met behulp van een 6/0 polypropyleen vasculaire hechtdraad. Dicht dit gesloten deel van de prothese af met vaatlijm om bloedingen uit de hechtlijn te voorkomen.
      3. Steriliseer dit synthetische transplantaat voordat u een chirurgisch aneurysma maakt.
3. Chirurgie voor het maken van aneurysma's
   1. Om de CCA bloot te leggen, ontleedt u het onderhuidse en vetweefsel en voert u hemostase uit.
   2. Scheid de rechter sternocephalicus-spier van het omringende bindweefsel en trek deze in met een Weitlaner-retractor om CCA-blootstelling te vergemakkelijken.
   3. Identificeer de CCA. Plaats 2 lussen van siliconenvaten aan het craniale en distale uiteinde van de blootgestelde CCA (Figuur 2A). Ontleed 5 cm van dit vat en verwijder de adventitia met een dissector (Figuur 2B). Zorg er tijdens deze chirurgische toegang voor dat u de nervus vagus niet verwondt, wat kan leiden tot het syndroom van Horner.
   4. Dien vasodilatatoren lokaal toe (zoals 1-2 ml nimodipine 10 mg/50 ml) om vasospasmen te voorkomen.
   5. Dien heparine intraveneus (150 IE/kg) toe 5 minuten voor de CCA-kruisklemming.
   6. Plaats een bulldog vaatklem op het caudale ontlede deel van de CCA en een andere bulldog vaatklem 4-5 cm uit elkaar bij het craniale deel van het vat (Figuur 2C).
   7. Gebruik een microschaar om een elliptische arteriotomie van 8 mm uit te voeren in de CCA tussen de twee bulldog-vaatklemmen (Figuur 2D).
   8. Gebruik gehepariniseerde zoutoplossing (5.000 IE/L) om het segment van de CCA intraluminaal te spoelen.
   9. Hecht het autologe of synthetische zakje aan de elliptische arteriotomie met behulp van een 6/0 polypropyleen lopende hechtdraad (Figuur 3A,B). Spoel de distale en proximale klemmen schoon voordat u de hechting van het opvangzakje afmaakt.
   10. Bescherm het vat en de nabijgelegen structuren met een warme, gehepariniseerde zoutoplossing tijdens de microchirurgische ingreep.
   11. Zodra de prothese of het autologe zakje aan de CCA is gehecht, controleert u of er geen bloeding is (Figuur 3C,D). Verwijder eerst de craniale bulldog vaatklem en vervolgens de caudale.
   12. Voer hemostase uit door druk uit te oefenen met natte wattenstaafjes als er wat bloeding uit de hechtlijn komt. Breng indien nodig tractie aan op de vaatlussen, of vervang de bulldog-vasculaire klemmen en voer hemostatische hechtingen uit op de bloedingsplaats. Plaats indien nodig een stuk hemostatische gelatinespons rond de prothese.
   13. Inspecteer de CCA-pulsschedel van de aneurysmazak om er zeker van te zijn dat de juiste doorgankelijkheid van de halsslagader is hersteld.
   14. Sluit de chirurgische incisie in lagen met 2/0 resorbeerbare hechtingen en de huid met enkele hechtingen met 0 niet-resorbeerbare hechtingen.
   15. Dien buprenorfine (10 μg/kg/12 uur) intramusculair toe gedurende de eerste 24 uur en plaats een fentanylpleister met transdermische afgifte (25 μg/uur) na de chirurgische ingrepen om postoperatieve analgesie te bereiken.
   16. Verlaag het ingeademde sevofluraan en verhoog de stroomsnelheid van vers gas (20 l/min) om herstelcondities te verkrijgen. Verwijder de endotracheale tube wanneer de dieren spontaan ademen en fysiologische parameters zijn hersteld, zoals zuurstofverzadiging en hartslag.
       OPMERKING: Het verse gas is een mengsel van zuivere O₂ (100%) en medische lucht (21% Ø₂). Ten slotte is de fractie ingeademde zuurstof 50% tot 45% (FiO₂ = 0,5-0,45).
   17. Laat de dieren niet zonder toezicht achter totdat ze weer voldoende bewustzijn hebben herwonnen om de sternale lighouding te behouden.
   18. Houd de dieren die een operatie hebben ondergaan geïsoleerd van andere dieren totdat ze volledig hersteld zijn.

3. Angiografietest en postoperatieve fase

1. Wacht 24-48 uur om beschadiging van de hechtlijn te voorkomen.
2. Verdoof het dier opnieuw zoals hierboven beschreven en scheer de liesstreek. Bereid de zone voor met povidon-jodium en breng steriel draperen aan.
3. Krijg toegang tot een dijbeenslagader met behulp van de gemodificeerde Seldinger-techniek met een 6Fr-inbrenghuls.
4. Breng een 5Fr headhunter-katheter door de dijbeenschede over een hydrofiele voerdraad van 0,035 inch. Beweeg deze katheter onder fluoroscopische begeleiding naar de oorsprong van de CCA en verwijder de voerdraad.
5. Injecteer contrastmiddel (amidotrizoëzuur verdund tot 50% met een zoutoplossing) door de headhunterskatheter om het CCA met aneurysmamodel in beeld te brengen.
6. Zodra de angiografie de juiste creatie van het aneurysmamodel bevestigt, gebruikt u diermodellen voor onderzoek of voor het trainen van endovasculaire behandelingsprocedures.
7. Euthanaseer de dieren wanneer de studies of trainingen zijn afgerond met een dodelijke intraveneuze toediening van kaliumchloride (2 mmol/kg) onder diepe anesthesie.

Resultaten

De gepresenteerde techniek is voor verschillende doeleinden gebruikt, namelijk onderzoek naar genezing van aneurysma's na coiling en training in embolisatietechnieken. Veneuze zakjes zijn gebruikt voor het testen van differentiële genezing met behulp van zowel platina als bioactieve spoelen. De zakjes werden gehecht zoals hierboven beschreven en 24 uur na het maken van het model werd een angiogram gemaakt om de afmetingen en het uiterlijk van de aneurysma's te documenteren. Endovasculair...

Discussie

Er zijn verschillende technieken om aneurysma-diermodellen te maken op basis van het doel van het onderzoek. Sommige aneurysmamodelprotocollen omvatten chirurgische ingrepen in combinatie met hypertensie of hemodynamische stressinductie door toediening van angiotensine II, nefrectomieën of een zoutrijk dieet, onder andere, omdat het hoofddoel van deze onderzoeken onderzoek naar aneurysmaruptuur is. In de huidige studie worden deze aandoeningen echter niet geïnduceerd, aangezien deze dier...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Acetylsalicylzuur	Sanofi	700693	500 mg tabletten
Amidotrizoïnezuur	Bayer Hispania	914614.6	Contrastmiddel 76%
Anesthesieapparaat	Maquet Clinical Care AB	6677200	Maquet Flow-i C20
Bulldog vasculaire klem	Dimeda	12.092.07	7,5 cm
Buprenorfine	Richter Pharma Ag	578816	0,3 mg/mL
Clopidogrel	Sandoz	704005	75 mg tabletten
Contrastmiddel	Bayer Hispania	914614	Urografin 36%
Dissector	Dimeda	12.421.01	21 cm
Fentanyl Matrix	Kern Pharma	664823	Transdermische afgiftepleister 25 µg/h
Fluoroscopieapparatuur	Philips Medical Systems		Veradius Unity
Hemostatische gelatine spons	Takeda Farmaceutica España, SA	324459	Absorbeerbare hemostatische middel. Espongostan
Head hunter katheter	Boston Scientific	RF*YB15110M	5 Fr 100 cm
Heparine	Rovi	641639	Heparine 5%
Hydrofiele draadgeleider	Terumo	RF*GA35153M	0,035” 150 cm
Introducerschede	Terumo	RS*B60N10MQ	6 Fr 10 cm
Ketamine	Richter Pharma Ag	580395	100 mg/mL
Ketorolac	Laboratorios Normon, S.A.	603079	30 mg/mL
Micro-tang	S&T	JFA-5b (1:1)	Tang voor microchirurgie
Micro-naaldhouder	S&T	Gebogen C-14 (Art nr 00088)	Naaldhouder voor microchirurgie
Microschaar	S&T	Adventitia SAS-15 R-8 (Art nr 00102)	Rechte schaar voor microchirurgie
Naaldhouder	Dimeda	24.114.12	12 cm
Nimodipine	Bayer Hispania, S.L	641969	10 mg/50 mL
Povidon-jodium	CV Medica	193203	Povidonjodiumoplossing (10%)
Propofol	Orion Corporation	588475	10 mg/mL
PTFE prothese	Maquet	M00201501086B0	Synthetische prothese 6mm
Remifentanil	Laboratorios Normon, S.A.	692295	2 mg
Schaarhandvat	Dimeda	06.104.00	13,5 cm
Schaar (Mayo)	Dimeda	07.164.14	14,5 cm
Schaar (Metzenbaum)	Dimeda	07.287.15	15 cm
Chirurgische messen	Dimeda	06.122.00	22
Hechtdraad: absorbeerbare hechtdraad	Medtronic	GL-123	2/0
Hechtdraad: polypropyleen hechtdraad	Aragó	37803	6/0 en 7/0
Watten	Texpol	1063.01	20 x 20 cm
Weefseltang	Dimeda	10.102.11 /10.120.11	11,5 cm
Vasculair lijm	Histoacryl Braun	1050060	Weefselkleefmiddel
Vasvattingen	Braun	B1095218	1,5 mm diameter
Weitlaner	Dimeda	18.670.14	14 cm