Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Real-time elektrocardiogrammonitoring tijdens loopbandtraining bij muizen

2.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63873

⸱

5 mei 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medicine I, University Hospital Munich, Ludwig-Maximilians University Munich (LMU), 2DZHK (German Centre for Cardiovascular Research), Partner Site Munich, Munich Heart Alliance (MHA), 3Institute of Cardiovascular Physiology and Pathophysiology, Biomedical Center, Ludwig-Maximilians-University, 4Institute of Surgical Research at the Walter-Brendel-Centre of Experimental Medicine, University Hospital Munich, Ludwig-Maximilians University Munich (LMU)

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Elektrocardiogram (ECG) is de belangrijkste variabele voor het begrijpen van cardiale elektrofysiologie. Lichaamsbeweging heeft gunstige effecten, maar kan ook schadelijk zijn in de context van hart- en vaatziekten. Dit manuscript biedt een methode voor het registreren van real-time ECG tijdens inspanning, die kan dienen om de effecten ervan op de cardiale elektrofysiologie bij muizen te onderzoeken.

Samenvatting

Regelmatige lichaamsbeweging levert een belangrijke bijdrage aan de cardiovasculaire gezondheid en beïnvloedt verschillende metabolische en elektrofysiologische processen. Bij bepaalde hartaandoeningen, zoals erfelijke aritmiesyndromen, bijvoorbeeld aritmogene cardiomyopathie (ACM) of myocarditis, kan lichaamsbeweging echter negatieve effecten hebben op het hart, wat leidt tot een pro-aritmogene substraatproductie. Momenteel zijn de onderliggende moleculaire mechanismen van inspanningsgerelateerde pro-aritmogene remodellering grotendeels onbekend, dus het blijft onduidelijk welke frequentie, duur en intensiteit van lichaamsbeweging als veilig kan worden beschouwd in de context van ziekte (en).

De voorgestelde methode maakt het mogelijk om pro-aritmische / anti-aritmische effecten van lichaamsbeweging te bestuderen door loopbandtraining te combineren met real-time monitoring van het ECG. Implanteerbare telemetrie-apparaten worden gebruikt om continu het ECG van vrij bewegende muizen te registreren gedurende een periode van maximaal 3 maanden, zowel in rust als tijdens loopbandtraining. Data-acquisitiesoftware met zijn analysemodules wordt gebruikt om basis-ECG-parameters te analyseren, zoals hartslag, P-golfduur, PR-interval, QRS-interval of QT-duur in rust, tijdens en na de training. Verder worden parameters voor hartslagvariabiliteit (HRV) en het optreden van aritmieën geëvalueerd. In het kort beschrijft dit manuscript een stapsgewijze aanpak om experimenteel door inspanning geïnduceerde effecten op cardiale elektrofysiologie te onderzoeken, inclusief potentiële pro-aritmogene remodellering in muismodellen.

Inleiding

Regelmatige lichaamsbeweging is belangrijk voor een gezond leven. Bepaalde cardiovasculaire aandoeningen leiden echter tot situaties waarin deze overeenkomst met gezond verstand op zijn minst twijfelachtig is. Bij patiënten met myocarditis tonen de huidige gegevens zelfs nadelige effecten van lichaamsbeweging en daarom wordt aanbevolen om alle oefeningen gedurende een bepaalde periode te pauzeren bij deze patiënten 1,2,3. Bij andere hart- en vaatziekten (CVD) zoals erfelijke aritmiesyndromen bestaat relatief minder bewijs over het juiste niveau van lichaamsbeweging 4,5,6,7, waardoor klinische counseling in deze gevallen, meestal voor jonge en fysiek actieve patiënten, zeer uitdagend is.

Nadelige remodellering die leidt tot verminderde contractiliteit en hartfalen en pro-aritmogene remodellering die leidt tot aritmieën en plotselinge hartdood zijn gesuggereerd als kenmerken van inspanningsgerelateerde schadelijke effecten op het hart8. Een groot aantal studies wijzen op gunstige effecten van matige lichaamsbeweging over een breed spectrum van verschillende ziekten 9,10. Uitgebreide training kan echter nadelige effecten hebben op het hart, wat leidt tot aritmieën, vooral bij verder gezonde atleten11. Hoewel structurele remodelleringsprocessen die leiden tot een kwetsbare pro-aritmische substraatproductie ten grondslag kunnen liggen aan deze paradoxale situatie, zoals aangetoond bij marathonlopers12, blijven de specifieke mechanismen van inspanningsgerelateerde nadelige remodellering, zowel bij gezonde mensen als bij patiënten met hart- en vaatziekten, grotendeels onbekend.

Bij dieren, vooral bij muizen, zijn verschillende geschikte modellen ontwikkeld om een breed scala aan hart- en vaatziekten na te bootsen13,14. Ook zijn er verschillende trainingsmodellen en trainingsprotocollen vastgesteld bij muizen 15,16,17, waaronder gemotoriseerde loopbandtraining, vrijwillig wielrennen (VWR) en zwemmen17,18. Evaluatie van cardiale elektrofysiologie door ECG-monitoring hangt klassiek af van een directe geleidende verbinding tussen het dier en een soort detectieapparaat. Dus, ofwel dieren moeten worden verdoofd, bijvoorbeeld om ECG-opnames te verkrijgen met behulp van scherpe elektroden19, of dieren moeten worden geïmmobiliseerd door een fixator 20, of de gegevenskwaliteit wordt verminderd als gevolg van bewegingsartefacten, bijvoorbeeld bij het gebruik van poot-elektroden21 of geleidende platforms 22 die alleen basisanalyse mogelijk maken. Geen van de bovengenoemde benaderingen is dus compatibel met trainingsprotocollen en voorkomt bijgevolg studies naar inspanningsgerelateerde mechanismen die leiden tot nadelige remodellering bij muizen. Implanteerbare telemetrie-apparaten kunnen deze hindernissen overwinnen en zijn tegenwoordig het krachtigste hulpmiddel en de gouden standaard om muizenelektrofysiologie in vivo bij bewuste en bewegende dieren te evalueren23,24. De huidige telemetriehardware-oplossingen zijn ontwikkeld om muizen in hun kooien25,26 te monitoren en vereisen vaak dat een ontvanger onder de kooi wordt geplaatst voor gegevensverzameling, waardoor realtime monitoring buiten deze omstandigheden een uitdaging wordt. Hier bieden we een benadering om de effecten van lichaamsbeweging op cardiale elektrofysiologie en aritmogenese te onderzoeken door real-time ECG-registratie tijdens loopbandtraining bij muizen met behulp van geïmplanteerde telemetrie-apparaten. Alle verkregen parameters werden geanalyseerd zoals eerder beschreven door Tomsits et al.23.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de Animal Care and Ethics committee van de Universiteit van München en alle procedures werden goedgekeurd door de regering van Beieren, München, Duitsland (ROB-55.2-2532.Vet_02-16-200). Vier mannelijke wildtype in-house gefokte C57BL / 6N muizen werden gebruikt in deze studie.

1. Voorbereiding en chirurgische implantatie van de zender

OPMERKING: Voor een gedetailleerd protocol van de voorbereiding en implantatie van de zender, zie McCauley et al.26.

  1. Voorbereiding van de zender
    1. Gebruik nieuwe zenders direct omdat deze steriel zijn. Als zenders opnieuw worden gebruikt, reinigt u het apparaat door het in een zoutoplossing te plaatsen om bloedvlekken te verwijderen, verwijdert u eventuele fragmenten van weefsel die zich aan de zender en de loodelektroden hechten. Na de eerste reiniging, indien nodig, dompelt u de zender gedurende 4 uur onder in een reinigingsoplossing van 1% (zie materiaaltabel) om de zender verder te reinigen.
    2. Activeer de zender door de meegeleverde magneet dicht bij elkaar te plaatsen. Test na activering het signaal van de zender met een radioapparaat op de 530 Hz AM-frequentie. Een scherpe en duidelijke pieptoon geeft aan dat de zender is geactiveerd, terwijl een gedeactiveerde zender geen signaal geeft.
  2. Chirurgische voorbereiding en implantatie
    OPMERKING: Alle chirurgische ingrepen moeten worden uitgevoerd onder schone en steriele omstandigheden.
    1. Desinfecteer alle oppervlakken en herbruikbare apparatuur voor gebruik en gebruik steriele disposables, bijvoorbeeld gaas, handschoenen, enz.
    2. Bereid de snoeren van de zender voor door in te korten tot optimale lengtes, het negatieve (witte) lood tot ongeveer 3,5 cm en het positieve (rode) lood tot 2,5 cm. Verwijder de rode en witte isolatiemantel op de punt van de elektroden door een kleine snede te maken om 5-7 mm van de geleidende draad bloot te leggen.
      OPMERKING: Deze lengtes worden aanbevolen voor 9-12 weken oude BALB / c of C57BL / 6 muizen, met een gewicht van ~ 25 g. Pas aan of de dieren die in het onderzoek zijn gebruikt groter/zwaarder zijn.
    3. Let op het gewicht van de zender en het lichaamsgewicht van de muis. Noteer ook het serienummer en de kalibratiewaarden van de zender die door DSI wordt geleverd.
      OPMERKING: Het lichaamsgewicht van het dier wordt gebruikt om doses anesthetica en analgetica te berekenen. Het initiële lichaamsgewicht wordt ook gebruikt als referentie om het herstel van dieren na de operatie te evalueren.
    4. Verdoof de muis in een inductiekamer die is aangesloten op een isofluraan vaporizer gespoeld met 2%-3% isofluraan (vol/vol) aangedreven door 1 L/min 100% zuurstof. Wacht tot de volledige narcose begint en controleer de teenknijp en de ooglidreflex om de juiste diepte van narcose te garanderen voordat u doorgaat.
    5. Plaats vervolgens het verdoofde dier in rugligging en gebruik zalf (zie tabel met materialen) om droge ogen tijdens de procedure te voorkomen. Voer de chirurgische ingreep uit onder schone omstandigheden op een chirurgische suite om de lichaamstemperatuur van de muis op 37 °C te houden. Plaats een rectale sonde als temperatuursensor.
    6. Handhaaf de anesthesie door continue isofluraan (1,5% -2%) toepassing. Injecteer fentanyl (0,50 μg/g) intraperitoneaal voor analgesie. Sluit een adsorber aan op de ventilatie-opstelling om te voorkomen dat overtollig gas naar de operatiekamer ontsnapt (aanbevolen).
    7. Plaats naald-ECG-elektroden in beide armen en de aardingselektrode in het linkerbeen van de muis om een lead I ECG-configuratie te verkrijgen om het ECG tijdens de operatie te bewaken en om baseline ECG te verkrijgen.
    8. Scheer de buik en borst en desinfecteer het operatiegebied met chloorhexidine/alcohol (zie tabel met materialen). Gebruik een pincet om de huid strakker te maken en voer een 1,5-2 cm ventrale buiklijn abdominale incisie uit met behulp van een schaar (laparotomie).
    9. Maak een onderhuidse zak (ca 1 mm) in de rechterbovenborst en de linkeronderborst onder het hart voor het plaatsen van de elektrodekabels, zoals weergegeven in figuur 1.
    10. Plaats het zenderlichaam voorzichtig in het buikvlies boven de darm. Steek een naald van 14 G subcutaan uit beide zakken in de borstbovenhoek en de borstzak linksonder die eerder zijn gemaakt om een tunnel te creëren voor elektrodepositionering.
    11. Leid de rode en witte elektroden door de naald om ze in een lood II-configuratie te plaatsen. Positioneer en bevestig de elektrodepunten met 6.0 hechtingen, positieve elektrode (rood) in de linkeronderborst en de negatieve elektrode (wit) in de rechterbovenborst.
    12. Hecht alle incisies met 6.0 hechtingen en breng desinfectiemiddel (zie tabel met materialen) aan op de wonden. Verplaats het dier naar een herstelkooi (slechts één dier/kooi) en plaats het onder een warmtebron om de lichaamstemperatuur te handhaven tot volledig herstel van de narcose. Pas na volledig herstel en het vermogen om sternale lighouding te behouden, kan het dier indien nodig weer in gezelschap worden geplaatst.
    13. Geef het dier na de operatie een voldoende dosis pijnstillers en antibiotica. Gebruik carprofen (5 μg/g) als pijnstillend middel en enrofloxacine (5 μg/g) als antibioticum. Controleer de wond met regelmatige tussenpozen om er zeker van te zijn dat er geen ontsteking of wonddehiscentie optreedt.
    14. Na 7-10 dagen herstelperiode na de operatie is het dier klaar om een loopbandtraining te ondergaan. Zorg ervoor dat wonden goed genezen zijn en dat de muis gezond is voordat u met de training begint.
      OPMERKING: Na afronding van de experimentele periode vereist het gebruik van telemetriezenders geen specifieke euthanasiemethode. De keuze van de methode hangt af van de daaropvolgende analyse en de specifieke vereisten voor weefselconditie, evenals van lokale regels en voorschriften voor dierverzorging en goedkeuring van de respectieve lokale ethische commissie.

2. Data-acquisitie

  1. Voorarrangementen
    1. Om de gegevensverzameling te starten, plaatst u de dierenkooi op de signaalontvanger. Sluit de signaalontvanger aan op het data-acquisitiesysteem dat bestaat uit een data-uitwisselingsmatrix en een signaalinterface. Sluit het data-acquisitiesysteem aan op een computer met de acquisitiesoftware voor datavisualisatie (zie installatiedetails in figuur 2A).
    2. Start de software en bevestig de gebruikersnaam en licentie op het volgende scherm en klik vervolgens op Doorgaan. Klik op Hardware om de zender en het signaalontvangerapparaat in te stellen. Selecteer Physio Tel/HD (MX2)-configuratie bewerken om een configuratievenster te openen.
    3. Selecteer MX2-configuratie in de lijstweergave van het tabblad Configuratie om alle beschikbare zenders en hun serienummers in de beschikbare kolom te bekijken. Klik en sleep de geïmplanteerde zender van de beschikbare kolom naar de geselecteerde kolom.
      OPMERKING: Als een zender wordt vermeld in de geselecteerde kolom, wordt deze ook toegevoegd aan de MX2-configuratie op het tabblad Configuratie helemaal links.
    4. Gekleurde pictogrammen naast het serienummer van de zender geven de status aan. Controleer de status voor alle zenders: groen met vinkje = zender is gesynchroniseerd en gereed; rood met uitroepteken = zender momenteel niet beschikbaar, bijvoorbeeld, is momenteel geconfigureerd in een experiment op een ander systeem; geel = zender synchroniseert of heeft geen ontvangers aangesloten. Zorg ervoor dat er groen lampje is dat aangeeft dat de nominale gegevensoverdracht aangeeft.
    5. Om de zender te configureren, selecteert u het serienummer van de toegevoegde zender en klikt u op Nieuw implantaat maken. Selecteer ETA-F10 in het vervolgkeuzemenu van het implantaatmodel om de details van het implantaat te bekijken.
    6. Selecteer het model en serienummer van de ontvanger in een uiterst links menu van de ontvanger(s) die aan het implantaat zijn gekoppeld. Onder dit menu verschijnt een lijst met aangesloten en aangesloten ontvangers met een selectievakje.
    7. Klik op Zoeken naar ETA-implantaat om een signaalontvanger toe te wijzen aan de geïmplanteerde zender. Open het menu voor signaaltypen en selecteer ECG met een samplefrequentie van 1.000 Hz. Voer de kalibratiewaarden in op de achterkant van de verpakking van het implantaat. Selecteer Opslaan en afsluiten.
    8. Klik op Setup in de menubalk en selecteer Subject Setup. Er verschijnt een dialoogvenster met details over het onderwerp. Voer de gewenste bestandsnaam in, die wordt opgeslagen in de onderwerpinstellingen.
    9. Selecteer het geslacht van het dier en selecteer Muis in het vervolgkeuzemenu van de soort. Open het vervolgkeuzemenu analyse en selecteer ECG (module). Wijzig indien gewenst de standaardetikettering in ECG en eenheden in mV. Selecteer de trigger naast ECG.
    10. Klik op ECG onder de onderwerpnaam in het menu uiterst rechts om het menu met kanaaldetails te openen. Selecteer de gewenste ECG-parameters zoals Num (cyclusnummer), HR (hartslag) of intervallen zoals PR-I, QT-I, RR-I, QRS, enz. uit de parameterlijst.
    11. Om het scherm in te stellen, klikt u op Instellen in de menubalk en selecteert u Experiment instellen. Er wordt een dialoogvenster voor het instellen weergegeven. Selecteer de Graph Setup in het menu uiterst rechts om maximaal 16 grafische vensters te definiëren die zowel onbewerkte gegevens bieden, bijvoorbeeld ECG-signalen als afgeleide parameters, bijvoorbeeld XY-lus, HR-trend. Als u het ECG wilt weergeven, schakelt u het selectievakje Pagina inschakelen voor pagina 1 in.
  2. Loopbandtraining met gelijktijdige real-time ECG-opname
    1. Bereid een experimentele opstelling voor zoals weergegeven in figuur 2B voor een 2-baans loopband met real-time ECG-monitoring tijdens de training.
      OPMERKING: Een 5-baans loopband voor knaagdieren (zie materiaaltabel) voor training wordt aanbevolen. De opstelling bestaat uit een transportband verdeeld in vijf loopcompartimenten en een besturingseenheid met touchscreen. Elk loopcompartiment wordt gevormd door een transparante plexiglas doos met een deksel, gemonteerd op de transportband. Elk compartiment heeft een elektrisch schokrooster waar korte elektrische pulsen fungeren als stimulans om het dier te laten rennen. Elk compartiment is individueel verbonden met de besturingseenheid om compartimentspecifieke aanpassing van de schokintensiteit mogelijk te maken. De besturingseenheid kan de afstandsloop, het aantal schokken en de totale duur van schokken weergeven. Omdat alle compartimenten dezelfde transportband delen, kunnen de snelheid en helling alleen voor alle compartimenten tegelijkertijd worden aangepast.
    2. Om een goede signaaltransductie tijdens de training mogelijk te maken, plaatst u de signaalontvanger bovenop de doos die de loopstrook met het dier vormt, zoals weergegeven in figuur 2B. De exacte positie van de signaalontvanger op de loopstrook verschilt per dier door verschillende signaal/ruisverhoudingen.
      1. Beweeg de signaalontvanger totdat de optimale positie op de loopstrook is gevonden. Doe dit door een testexperiment uit te voeren met een dier in training en noteer de positie met de beste signaal/ruisverhouding. Gebruik deze optimale positie voor het eigenlijke experiment.
        OPMERKING: Vanwege de grootte van de signaalontvanger en de plaatsing van de ontvanger normaal voor de as van de loopbanen (zoals weergegeven in figuur 2B), kunnen slechts twee dieren tegelijkertijd trainen met ECG-monitoring in deze configuratie.
    3. Verdeel de loopbandtraining in de volgende twee fasen.
      1. Acclimatisatiefase: tijd waarin het dier is aangepast aan de trainingsomstandigheden. Voer een acclimatisatieprotocol van 1 week uit zoals weergegeven in tabel 1 met de snelheid van hardlopen en de trainingstijd voor elke dag zoals beschreven.
      2. Trainingsfase: Na acclimatisatie traint u het dier met een vaste snelheid gedurende een vaste tijd per dag gedurende in totaal X dagen. Voer voor dit protocol een 5-daags trainingsregime uit gedurende 3 weken met een constante snelheid van 25 cm / s en een duur van 60 min / dag (tabel 2). Zorg na 5 dagen training voor een pauze van 2 dagen voor de volgende trainingsweek.
        OPMERKING: X definieert het totale aantal trainingsdagen en wordt gedefinieerd op basis van het experimentele doel.
    4. Zet de loopband aan. Stel de helling, snelheid en schokintensiteit van de loopband in volgens het trainingsprotocol. Gebruik een opwaartse helling van 5°, wat leidt tot een matig stressniveau (aanbevolen). Gebruik dezelfde helling voor de acclimatisatiefase en trainingsfase.
      OPMERKING: De helling van de loopband bepaalt de trainingsintensiteit; Kies de gewenste helling. Het trainingsprotocol kan variëren op basis van het experimentele doel.
    5. Druk op Instellingen in de besturingseenheid en selecteer Rastertest. Hiermee wordt een selectiescherm voor de rastergrootte geopend. Selecteer Muizen. Er verschijnt een Grid-testscherm met twee subtests: schoktest en reinigingstest. Druk op Start om de schoktest te starten. Er verschijnt een bericht dat de gebruiker waarschuwt voor testschokken. Om de test te starten, bevestigt u de waarschuwing door het scherm aan te raken.
    6. Plaats het geleidende deel van het sponsaccessoire dat bij de loopband is geleverd op het rooster van de loopband. Plaats het totdat het woord Pass op het scherm verschijnt. Test alle rasters op deze manier. De test eindigt automatisch nadat alle rijstroken deze met succes hebben doorstaan, maar kan op elk moment door de gebruiker worden gestopt door op de knop Stoppen te drukken.
    7. Als u wilt doorgaan met de reinigingstest, drukt u op de knop >> en start en wacht u tot de test is uitgevoerd. Deze test stopt ook automatisch zodra alle rijstroken er voorbij zijn. Als de test mislukt, verschijnt er een waarschuwingsbericht op het scherm. Tik op het bericht om het resultaat te zien.
      OPMERKING: Deze tests worden uitgevoerd om de netheid en functie van het raster te controleren. De roosters moeten schoon zijn om een goede detectie van dieren te garanderen en vervolgens indien nodig de elektrische prikkel correct af te geven. Als de test mislukt, reinigt u de netten, controleert u of alle kabels goed zijn aangesloten en herhaalt u de test.
    8. Breng het dier over naar het loopcompartiment. Plaats de signaalontvanger op de transparante doos en sluit de signaalontvanger via de aansluitkabel aan op het data-acquisitiesysteem, dat bestaat uit een matrix voor gegevensuitwisseling en een signaalinterface, die op zijn beurt verbinding maakt met een computer met de acquisitiesoftware die draait om het ECG-signaal tijdens het experiment te bekijken.
    9. Druk op Start om naar de actieve modus te gaan. Dieren ontvangen een korte elektrische impuls wanneer ze in contact komen met het elektriciteitsnet, dat het dier naar de loopstrook zal leiden. Gebruik een minimale schokintensiteit van 0,1 mA. Dit is voldoende om de dieren te motiveren maar is niet zichtbaar in de ECG-opname. Probeer voedselpellets buiten de looplijnen in het zicht van het dier te plaatsen om het gemotiveerd te houden.
      OPMERKING: Het bereik dat door de fabrikant wordt opgegeven voor elektrische schokken is 0,1 mA-2 mA. Verhoging van de schokintensiteit kan nodig zijn bij verschillende muizenstammen of onder verschillende experimentele omstandigheden, maar we raden aan om de laagst mogelijke schokintensiteit te gebruiken. Als alternatief, om de algehele elektrische schokken te verminderen, probeer het dier op de loopbaan te houden door het zachtjes te duwen, bijvoorbeeld met katoenen oordopjes of door het te stimuleren met een zachte trek perslucht. Als dieren goed worden getraind, kunnen het elektriciteitsnet en de loopstrook worden gescheiden door een stuk piepschuim om ongewenste schokken te voorkomen.
    10. Als een dier niet traint en niet kan worden gemotiveerd, zelfs niet met een elektrische schok, verwijder het dan uit het trainingsprotocol voor die dag als er geen verbetering is binnen de eerste 15 minuten van het experiment.
    11. Laat het dier na voltooiing 5 minuten na de training rusten voordat u het terugbrengt naar de kooi. Verwijder de signaalontvanger uit de transparante doos en plaats deze terug onder de kooi zoals weergegeven in figuur 2A. Schakel de loopband uit om ongewenste schokken te voorkomen.
    12. Reinig de loopbandband, de loopcompartimenten en het elektriciteitsnet met een alcoholvrij reinigingsmiddel. Schone banen leiden tot betere trainingsresultaten.
      OPMERKING: Tijdens de training is het belangrijk om de rijstroken constant schoon te maken, omdat dieren stoppen met rennen op vuile rijstroken. We gebruiken wattopjes om dierlijke uitwerpselen kwijt te raken tijdens het trainen.

3. Data-analyse

OPMERKING: Afhankelijk van de individuele onderzoeksdoelen kunnen verschillende parameters worden verkregen en geanalyseerd. Dit protocol richt zich op twee aspecten: analyse van kwantitatieve ECG-kenmerken en het optreden van aritmieën voor, tijdens en na de training met behulp van een aanpak die eerder is beschreven door Tomsits etal.23; en analyse van de hartslagvariabiliteit (HRV)27.

  1. ECG-analyse
    1. Voor een gedetailleerde beschrijving, zie Tomsits et al.23. Kortom, start de software, bevestig de gebruikersnaam en het serienummer van de softwarelicentie en klik op Doorgaan.
    2. Een bestand met de extensie openen. PnmExp, klik op Load Experiment. Het dialoogvenster Bladeren naar map wordt geopend, selecteer het bestand en klik op Openen.
    3. Ga naar Acties/ Beoordeling starten op de werkbalk en selecteer het dialoogvenster Controlegegevens laden , dat een overzicht biedt van alle onderwerpen en hun opgenomen signalen binnen het eerder geselecteerde experiment.
    4. Selecteer het bestand dat u wilt analyseren door op het selectievakje naast de naam in het deelvenster Onderwerpen aan de linkerkant van het scherm te klikken. Als u het ECG wilt analyseren, schakelt u het selectievakje naast ECG in het paneel met signaaltypen in.
    5. Selecteer de volledige opname of definieer een bereik of duur met behulp van de optie tijdbereik. Klik op OK om de geselecteerde gegevensset in de revisie te laden en vensters voor gebeurtenissen en parameters worden automatisch geopend.
    6. Om het ECG weer te geven, klikt u op Graph Setup in de menuwerkbalk om een nieuw venster te openen. Selecteer Primair in signaaltype, voer Tijd 0:00: 00:01 in en selecteer vervolgens de gewenste labeling, weergave-eenheid en limieten voor lage en hoge as door de respectieve tekstvakken in te voeren. Bevestig door op het selectievakje Pagina inschakelen te klikken en het gedefinieerde ECG-traceringsvenster verschijnt.
    7. Pas de afmetingen van de X-as en Y-as van het ECG aan door te dubbelklikken. Klik met de linkermuisknop in het spoor om golfannotatie weer te geven en elk segment van de tracering, P, Q, R, T-golf, correct te herkennen en te annoteren.
      OPMERKING: Als annotaties niet correct zijn, kunnen verschillende opties, QRS, PT, Geavanceerd, Ruis, Markeringen, Notities, Precisie, worden gebruikt om te optimaliseren, bijvoorbeeld de optie Analyseren / Attributen met de rechtermuisknop. Voor een gedetailleerde beschrijving verwijzen wij u naar Tomsits et al.23.
    8. Selecteer de vereiste ECG-parameters in het parametervenster en kopieer deze naar een spreadsheet of een statistische software voor verdere analyse.
  2. Aritmie detectie
    1. Voor aritmiedetectie klikt u op Experiment/Data Insights om een nieuw venster voor gegevensinzichten te openen.
    2. Definieer aangepaste zoekregels om de opname in het zoekvenster te screenen. Maak een nieuwe zoekopdracht door Nieuwe zoekopdracht maken te selecteren na een klik met de rechtermuisknop in de zoeklijst.
    3. Definieer in het vervolgkeuzemenu van het invoerdialoogvenster de betreffende zoekregel en klik op OK om deze zoekregel aan de lijst toe te voegen. Als u zoekregels wilt toepassen, klikt u erop en sleept u ze naar het gewenste kanaal aan de linkerkant.
    4. In het resultatenpaneel wordt elke sectie binnen de ECG-opname weergegeven waarop de regel van toepassing is. Voor een gedetailleerd overzicht van de verschillende zoekregels, zie Tomsits et al.23. Voor twee voorbeeldige regels, bradycardie en tachycardie, zie de definitie en beschrijving hieronder.
      OPMERKING: Voor deze zoekregels wordt de fysiologische hartslag van muriene gedefinieerd volgens Kaese et al.28 als 500-724 slagen / min, wat overeenkomt met een cycluslengte van 82-110 ms.
      1. Bradycardie: In een tweestapsbenadering identificeert u elk individueel RR-interval langer dan 120 ms. Aangezien bradycardie meer dan een enkel langwerpig RR-interval vereist, definieert u een aanvullende zoekregel om slechts 20 opeenvolgende RR-intervallen langer dan 120 ms als bradycardie als volgt te identificeren: Bradycardie-single als waarde (HRcyc0) <500 en Bradycardie als serie (bradycardie-single, 1) > = 20. Klik op OK om deze zoekregel aan de lijst toe te voegen.
      2. Volg dezelfde aanpak voor tachycardie, definieer Tachycardie-single als Waarde (HRcyc0) >724, identificeer elk individueel RR-interval dat korter is dan 82 ms en voeg vervolgens de aanvullende zoekregel Tachycardie toe als Reeks (Tachycardie-single, 1) > = 20. Klik op OK om deze zoekregel aan de lijst toe te voegen.
  3. Analyse van de hartslagvariabiliteit
    OPMERKING: De analyse van de hartslagvariabiliteit (HRV) wordt niet uitgevoerd in de acquisitiesoftware en vereist het exporteren van gegevens uit de acquisitiesoftware in een leesbaar formaat. Hier bieden we een korte stapsgewijze handleiding voor gegevensexport in het veelgebruikte Europese gegevensformaat (EDF).
    1. Start de software, bevestig de gebruikersnaam en het serienummer en klik op Doorgaan.
    2. Om het ECG-spoor te exporteren voor bijvoorbeeld HRV-analyse, klikt u op Experiment en selecteert u Exporteren naar EDF. Selecteer in het venster Exporteren naar EDF het diernummer, vink ECG aan, selecteer een tijdsbereik waarvoor gegevens worden geëxporteerd en klik op Exporteren.
      OPMERKING: Er is geen limiet aan het geëxporteerde tijdsbereik dat door de software is ingesteld, meer gegevens duren gewoon langer om te verwerken. Het is ook mogelijk om de export op te splitsen in secties, bijvoorbeeld 24 uur en ze indien nodig op een later tijdstip opnieuw te integreren.
    3. Start de analysesoftware die wordt gebruikt voor HRV-analyse (zie materiaaltabel), klik op Bestand en selecteer Openen om het gewenste EDF-bestand te laden.
    4. Klik op HRV en selecteer Instellingen. Dit opent een venster om verschillende parameters in te stellen. Selecteer onder beatdetectie de soort waarvoor HRV-analyse wordt uitgevoerd. Bij de selectie van de soorten worden de waarden voor histogrambakbreedte, pRR-drempel en SDARR-middelingswaarde in het deelvenster Analyse ingesteld op een vooraf gedefinieerde standaard.
    5. Selecteer HRV en kies Rapportweergave. Kopieer de resultaten naar een statistische software voor verdere statistische analyse.
    6. De signaalkwaliteit kan aanzienlijk lager zijn tijdens trainingsfasen. Als dat het geval is, selecteert u handmatig cycli met zichtbare P en QRS voor verdere analyse. Sluit slechte gegevensmarkeringen en gegevensmarkeringen zonder duidelijke P-golven uit van de analyse. Doe dit onder de zorgvuldige overweging van een ervaren ECG-analist om te voorkomen dat goede gegevenspunten worden geëlimineerd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Afhankelijk van de individuele onderzoeksdoelstellingen zal de latere analyse van verkregen telemetriegegevens sterk verschillen. Hier tonen we de haalbaarheid van de methode aan door gegevens van goede kwaliteit te verkrijgen die tijdens trainingsperioden zijn vastgelegd en voorbeeldige resultaten te bieden van ECG's en hartslagvariabiliteitsanalyses voor, tijdens en na de training. Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelde ± standaard gemiddelde fout (SEM), alle statistische analyses werden uitgevoerd met een geschi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De huidige richtlijnen bevelen regelmatige lichaamsbeweging aan, omdat is aangetoond dat het een belangrijke modifier is voor cardiovasculaire risicofactoren30. Er is ook een groeiend aantal aanwijzingen dat matige fysieke activiteit kan beschermen tegen atriumfibrilleren (AF), zowel bij primaire als secundaire preventie31,32,33. Integendeel, duursporters zoals marathonlopers hebben een hoger risico om AF...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de German Research Foundation (DFG; Clinician Scientist Program in Vascular Medicine (PRIME), MA 2186/14-1 aan P. Tomsits), het German Centre for Cardiovascular Research (DZHK; 81X2600255 aan S. Clauss), de Corona Foundation (S199/10079/2019 aan S. Clauss), en het ERA-NET on Cardiovascular Diseases (ERA-CVD; 01KL1910 aan S. Clauss). De financiers hadden geen rol in de voorbereiding van het manuscript.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
14-gauge needleSterican584125
Any mousebijv. Jackson Laboratories
BepanthenBayer1578675
Carprofen 0,005 mg/µLZoetis53716-49-7
Data Exchange Matrix 2.0 (MX2)Data Science InternationalBeheert de communicatie tussen PhysioTel en PhysioTel HD telemetrie-implantaten en de verwervingscomputer.
Enrofloxacine 25 mg/mlBaytril400614.00.00
Fentanyl 0,5 mg/10 mLBraun Melsungen
Fijne pincettenFine Science Tools11295-51
Vijfbaans loopband voor muisPanlab - Harvard Apparatus76-0896Inclusief loopbandeenheid, touchscreen-besturingseenheid, een spons en kabels
Iris schaarFine Science Tools14084-08
Isofluraan 1 mL/mLCp-Pharma31303
Isofluraan verdampingssysteemHugo Sachs Elektronik34-0458, 34-1030, 73-4911, 34-0415, 73-4910Inclusief een inductiekamer, een gasafvoereenheid en koolfilters
LabChart Pro 8.1.16ADInstruments
MagneetData Science International
Gemodificeerde Bain circuitHugo Sachs Elektronik73-4860Inclusief een anesthesiemasker voor muizen
Modulaire connectorenData Science InternationalVerbindt kabels tussen ontvanger, signaalinterface en Matrix 2.0 (MX2)
Novafil s 5-0Medtrocin/Covidien88864555-23
Octal BioAmpADInstrumentsFE238-0239Versterker voor het opnemen van oppervlakte ECG
OcteniseptSchülke121418
Zuurstof 5 LLinde2020175Inclusief een drukregelaar
PhysioTel ETA-F10 zenderData Science International
PhysioTel ontvanger RPC-1Data Science InternationalSignaal ontvanger
Ponemah 6.42Data Science InternationalECG-analysesoftware
PowerlabADInstruments3516-1277Hardwareapparaat voor ECG-verwerving op het oppervlak. Inclusief ECG-elektroden
Prism 8.0.1Graph Pad
Radiotoestel (Sony AF/AM)Sony
SignaalinterfaceData Science InternationalVerwerft en synchroniseert digitale signalen met telemetriegegevens in Ponemah v6.x.
Veer schaarFine Science Tools91500-09
Chirurgische platformKent ScientificSURGI-M
Tergazyme 1%Alconox13051.0Commerciële reinigingsoplossing
PincetKent ScientificINS600098-2

Referenties

  1. Halle, M., et al. Myocarditis in athletes: A clinical perspective. European Journal of Preventive Cardiology. , (2020).
  2. Maron, B. J., et al. Eligibility and disqualification recommendations for competitive athletes with cardiovascular abnormalities: Task force 3: Hypertrophic cardiomyopathy, arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy and other cardiomyopathies, and myocarditis: A scientific statement from the American Heart Association and American College of Cardiology. Circulation. 132 (22), 273-280 (2015).
  3. Caforio, A. L. P., et al. Current state of knowledge on aetiology, diagnosis, management, and therapy of myocarditis: a position statement of the European Society of Cardiology Working Group on Myocardial and Pericardial Diseases. European Heart Journal. 34 (33), 2636-2648 (2013).
  4. Eberly, L., Garg, L., Vidula, M., Reza, N., Krishnan, S. Running the risk: Exercise and arrhythmogenic cardiomyopathy. Current Treatment Options in Cardiovascular Medicine. 23 (10), 64(2021).
  5. Lang, C. N., Steinfurt, J., Odening, K. E. Avoiding sports-related sudden cardiac death in children with congenital channelopathy: Recommendations for sports activities. Herz. 42 (2), 162-170 (2017).
  6. Maron, B. J., et al. Recommendations for physical activity and recreational sports participation for young patients with genetic cardiovascular diseases. Circulation. 109 (22), 2807-2816 (2004).
  7. Martinez-Sole, J., et al. Facts and gaps in exercise influence on arrhythmogenic cardiomyopathy: New insights from a meta-analysis approach. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 702560(2021).
  8. Sharma, S., Merghani, A., Mont, L. Exercise and the heart: the good, the bad, and the ugly. European Heart Jorunal. 36 (23), 1445-1453 (2015).
  9. Guasch, E., Mont, L. Diagnosis, pathophysiology, and management of exercise-induced arrhythmias. Nature Reviews. Cardiology. 14 (2), 88-101 (2017).
  10. Konhilas, J. P., et al. Exercise can prevent and reverse the severity of hypertrophic cardiomyopathy. Circulation Research. 98 (4), 540-548 (2006).
  11. Trivedi, S. J., et al. Differing mechanisms of atrial fibrillation in athletes and non-athletes: alterations in atrial structure and function. European Heart Journal. Cardiovascular Imaging. 21 (12), 1374-1383 (2020).
  12. Clauss, S., et al. MicroRNAs as biomarkers for acute atrial remodeling in marathon runners (The miRathon study--A sub-study of the Munich marathon study). PLoS One. 11 (2), 0148599(2016).
  13. Clauss, S., et al. Animal models of arrhythmia: classic electrophysiology to genetically modified large animals. Nature Reviews. Cardiology. 16 (8), 457-475 (2019).
  14. Schüttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
  15. Poole, D. C., et al. Guidelines for animal exercise and training protocols for cardiovascular studies. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 318 (5), 1100-1138 (2020).
  16. Pynn, M., Schafer, K., Konstantinides, S., Halle, M. Exercise training reduces neointimal growth and stabilizes vascular lesions developing after injury in apolipoprotein e-deficient mice. Circulation. 109 (3), 386-392 (2004).
  17. Wang, Y., Wisloff, U., Kemi, O. J. Animal models in the study of exercise-induced cardiac hypertrophy. Physiological Research. 59 (5), 633-644 (2010).
  18. Massett, M. P., Matejka, C., Kim, H. Systematic review and meta-analysis of endurance exercise training protocols for mice. Frontiers in Physiology. 12, 782695(2021).
  19. Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. Electrocardiogram recordings in anesthetized mice using lead II. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), e61583(2020).
  20. Mongue-Din, H., Salmon, A., Fiszman, M. Y., Fromes, Y. Non-invasive restrained ECG recording in conscious small rodents: a new tool for cardiac electrical activity investigation. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 454 (1), 165-171 (2007).
  21. Chu, V., et al. Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6(2001).
  22. Sato, S. Multi-dry-electrode plate sensor for non-invasive electrocardiogram and heart rate monitoring for the assessment of drug responses in freely behaving mice. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 97, 29-35 (2019).
  23. Tomsits, P., et al. Analyzing long-term electrocardiography recordings to detect arrhythmias in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (171), e62386(2021).
  24. Gkrouzoudi, A., Tsingotjidou, A., Jirkof, P. A systematic review on the reporting quality in mouse telemetry implantation surgery using electrocardiogram recording devices. Physiology & Behavior. 244, 113645(2022).
  25. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. Annual International Conference. 2011, 7666-7669 (2011).
  26. McCauley, M. D., Wehrens, X. H. Ambulatory ECG recording in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (39), e1739(2010).
  27. Thireau, J., Zhang, B. L., Poisson, D., Babuty, D. Heart rate variability in mice: a theoretical and practical guide. Experimental Physiology. 93 (1), 83-94 (2008).
  28. Kaese, S., Verheule, S. Cardiac electrophysiology in mice: a matter of size. Frontiers in Physiology. 3, 345(2012).
  29. Roussel, J., et al. The complex QT/RR relationship in mice. Scientific Reports. 6, 25388(2016).
  30. Visseren, F. L. J., et al. ESC Guidelines on cardiovascular disease prevention in clinical practice: Developed by the Task Force for cardiovascular disease prevention in clinical practice with representatives of the European Society of Cardiology and 12 medical societies With the special contribution of the European Association of Preventive Cardiology (EAPC). European Heart Journal. 42 (34), 3227(2021).
  31. Buckley, B. J. R., Lip, G. Y. H., Thijssen, D. H. J. The counterintuitive role of exercise in the prevention and cause of atrial fibrillation. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1051-1058 (2020).
  32. Elliott, A. D., et al. Association between physical activity and risk of incident arrhythmias in 402 406 individuals: evidence from the UK Biobank cohort. European Heart Journal. 41 (15), 1479-1486 (2020).
  33. Qureshi, W. T., et al. Cardiorespiratory fitness and risk of incident atrial fibrillation: Results from the Henry Ford Exercise Testing (FIT) project. Circulation. 131 (21), 1827-1834 (2015).
  34. Abdulla, J., Nielsen, J. R. Is the risk of atrial fibrillation higher in athletes than in the general population? A systematic review and meta-analysis. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 11 (9), 1156-1159 (2009).
  35. Centurion, O. A., et al. The association between atrial fibrillation and endurance physical activity: How much is too much. Journal of Atrial Fibrillation. 12 (3), 2167(2019).
  36. Calvo, N., et al. Emerging risk factors and the dose-response relationship between physical activity and lone atrial fibrillation: a prospective case-control study. Europace: European pacing, arrhythmias, and cardiac electrophysiology of the European Society of Cardiology. 18 (1), 57-63 (2016).
  37. Khan, H., et al. Cardiorespiratory fitness and atrial fibrillation: A population-based follow-up study. Heart Rhythm. 12 (7), 1424-1430 (2015).
  38. Morseth, B., et al. Physical activity, resting heart rate, and atrial fibrillation: the Tromso Study. European Heart Journal. 37 (29), 2307-2313 (2016).
  39. Hulsmans, M., et al. Macrophages facilitate electrical conduction in the heart. Cell. 169 (3), 510-522 (2017).
  40. Xiao, L., et al. Ibrutinib-mediated atrial fibrillation attributable to inhibition of C-terminal Src kinase. Circulation. 142 (25), 2443-2455 (2020).
  41. Clauss, S., et al. Characterization of a porcine model of atrial arrhythmogenicity in the context of ischaemic heart failure. PLoS One. 15 (5), 0232374(2020).
  42. Renner, S., et al. Porcine models for studying complications and organ crosstalk in diabetes mellitus. Cell and Tissue Research. 380 (2), 341-378 (2020).
  43. Schuttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animal (NY). 51 (2), 46-67 (2022).
  44. De Wijs-Meijler, D. P., et al. Surgical placement of catheters for long-term cardiovascular exercise testing in swine. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53772(2016).
  45. Borzsei, D., et al. Multiple applications of different exercise modalities with rodents. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 3898710(2021).
  46. Kaplan, M. L., et al. Cardiac adaptations to chronic exercise in mice. The American Journal of Physiology. 267 (3), Pt 2 1167-1173 (1994).
  47. Fewell, J. G., et al. A treadmill exercise regimen for identifying cardiovascular phenotypes in transgenic mice. The American Journal of Physiology. 273 (3), Pt 2 1595-1605 (1997).
  48. Kemi, O. J., Loennechen, J. P., Wisloff, U., Ellingsen, O. Intensity-controlled treadmill running in mice: cardiac and skeletal muscle hypertrophy. Journal of Applied Physiology. 93 (4), Bethesda. Md. 1301-1309 (2002).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Muismodellenreal-time ECGimplanteerbare telemetriehartslagvariabiliteitdetectie van aritmiecardiale elektrofysiologiesignaalontvangerinspanningsfysiologie
Real-time elektrocardiogrammonitoring tijdens loopbandtraining bij muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.