Methodenartikel

Topografische EEG-opnames van visueel opgewekte potentialen bij muizen met behulp van meerkanaals dunne-filmelektroden

DOI:

10.3791/64034

⸱

23 juni 2022

 ,  , 
1Institute for Audioneurotechnology, Department of Experimental Otology, Hannover Medical School, 2Institute for Endocrinology and Diabetes, Center of Brain, Behavior and Metabolism, University of Lübeck

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige protocol beschrijft een eenvoudige procedure voor het verwerven en analyseren van de topografie van epicraniële visueel opgewekte potentialen met 32-meerkanaals dunne-filmelektroden in de muis.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Visual evoked potentials (VEP) maken de karakterisering van de visuele functie in preklinische muismodellen mogelijk. Er bestaan verschillende methoden om VEP's bij muizen te meten, van niet-invasief EEG, subcutane enkelvoudige elektroden en ECoG tot volledig invasieve intracorticale meerkanaals visuele cortexopnames. Het kan nuttig zijn om een globale, topografische karakterisering op EEG-niveau van visuele reacties te verkrijgen voorafgaand aan lokale intracorticale micro-elektrodemetingen in acute experimentele omgevingen. Een use case is bijvoorbeeld het beoordelen van wereldwijde cross-modale veranderingen in VEP-topografie in doofheidsmodellen voordat de effecten ervan op lokaal intracorticaal niveau worden bestudeerd. Multichannel epicraniaal EEG is een robuuste methode om een dergelijke overzichtsmaat van corticale visuele activiteit te verkrijgen. Meerkanaals epicraniaal EEG biedt vergelijkbare resultaten door middel van een gestandaardiseerde, consistente benadering om bijvoorbeeld cross-modale, pathologische of leeftijdsgerelateerde veranderingen in de corticale visuele functie te identificeren. De huidige studie presenteert een methode om de topografische verdeling van flash-evoked VEP's te verkrijgen met een 32-kanaals dunne-film EEG-elektrode-array bij verdoofde muizen. Gecombineerd met analyse in het tijd- en frequentiedomein, maakt deze benadering een snelle karakterisering en screening mogelijk van de topografie en visuele basiseigenschappen van de corticale visuele functie van muizen, die kunnen worden gecombineerd met verschillende acute experimentele instellingen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Muizen zijn een preklinisch model van degeneratieve processen van het gezichtsvermogen en oogheelkundige ziekten 1,2,3,4. Visual evoked potentials (VEP's) worden vaak gebruikt om de corticale visuele functie te meten en bijvoorbeeld om visuele degeneratie in pathologische modellen te beoordelen 5,6. De VEP-latentie, geleidingstijd, amplitude, multifocale kenmerken of ruimtelijke scherpte van corticale visueel opgewekte potentialen bieden diagnostische informatie over de functionele integriteit van het visuele systeem 7,8,9.

Bij muizen kunnen corticale visuele evoked potentialen worden gemeten op verschillende ruimtelijke schalen met methoden van verschillende complexiteit, van niet-invasief EEG, onderhuidse naaldelektroden en schedelgeïmplanteerde schroeven, tot volledig invasieve intracraniële benaderingen met epicorticale ECoG, tot intracorticale elektrode-opnames 10,11,12,13,14,15,16,17 . Deze methoden hebben verschillende sterke en zwakke punten. Een laag aantal elektroden geeft bijvoorbeeld slechts beperkte informatie over de corticale VEP-verdeling, terwijl subcutane naaldelektroden vaak geen consistente opnamelocaties garanderen. Bovendien vereisen geïmplanteerde schroeven of volledig invasieve methoden beschadiging, penetratie of verwijdering van de schedel en verstrekken ze vaak alleen lokale informatie.

Bij acute experimenten is vaak een eerste globaal overzicht van de corticale visuele functie gewenst, wat uiteindelijk wordt gevolgd door verdere experimentele stappen en vergeleken met lokale intracorticale opnames. Eén mogelijke use case wordt bijvoorbeeld eerst gebruikt om de effecten op EEG-niveau van visuele crossmodale reorganisatie van doofheid of gehoorverlies op VEP-topografie en corticale visuele activiteit te onderzoeken18,19 voordat de effecten op lokaal intracorticaal niveau worden bestudeerd.

Meerkanaals EEG-opnames met dunne-film multi-elektrode-arrays kunnen een gesystematiseerde VEP-topografie van de muizenschedelopleveren 20,21,22,23,24. Dergelijke epicraniale opnames kunnen voordelen hebben ten opzichte van ECoG-opnames door de integriteit van de schedel intact te laten en directe manipulatie van het corticale oppervlak te vermijden. Bovendien bieden dunne-film multi-elektroden een gestandaardiseerde elektrodeconfiguratie, waardoor de visueel opgewekte spatio-temporele hersenactiviteit kan worden vergeleken tussen experimenten die vergelijkbaar zijn met een gestandaardiseerd EEG-systeem bij mensen25. Een gestandaardiseerd raamwerk vergemakkelijkt ook het gebruik van gemeenschappelijke EEG-analysetoolboxen (bijv. Fieldtrip, Chronux, EEGLAB en ERPLAB) om het EEG van muizen te analyseren in het tijd- en frequentiedomein of in termen van connectiviteit 26,27,28,29,30,31.

Dit protocol beschrijft een procedure voor topografische VEP-opnames bij muizen met behulp van een 32-kanaals dunne-filmelektrode. Dit kan worden gebruikt als onderdeel van acute experimenten, gevolgd door aanvullende experimentele stappen, zoals intracorticale micro-elektrode-opnames van specifieke hersengebieden. Hier wordt gedemonstreerd hoe epicraniële flits opgewekte VEP's betrouwbaar kunnen worden opgenomen met 32-kanaals dunne-filmelektroden van de muis. Daarnaast wordt een voorbeeldige analyse van topografische VEP-opnames in het tijd- en frequentiedomein gepresenteerd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dieren werden behandeld en gehuisvest volgens de Duitse (TierSchG, BGBl. I S. 1206, 1313) en Europese Unie (ETS 123; Richtlijn 2010/63/EU) richtsnoeren voor dierproeven. De dierproeven werden goedgekeurd door de Duitse staatsautoriteiten (Nedersaksische Staatsbureau voor Consumentenbescherming en Voedselveiligheid, LAVES) en werden gecontroleerd door de dierenwelzijnsfunctionaris van de universiteit. Voor de huidige studie werd een 3 maanden oude mannelijke C57BL/6J-muis gebruikt.

1. Gegevens van dieren

  1. Voer de VEP-metingen uit bij muizen die geschikt zijn voor de specifieke onderzoeksvraag.
  2. Houd rekening met eigenaardigheden van de muizenstam in de fysiologie die het experiment kunnen beïnvloeden door veranderde anesthesiegevoeligheden, gevoeligheid voor aanvallen, leeftijd of genetische achtergrond.
    OPMERKING: Muizenstammen met verschillende genetische achtergronden kunnen vaak andere sensorische stoornissen ontwikkelen (bijv. C57BL/6 progressief gehoorverlies), die onopgemerkt kunnen blijven maar indirect de visuele verwerking beïnvloeden (bijv. cross-modale invloeden19).

2. Inductie van algemene anesthesie

  1. Bereid een chirurgisch veld voor op de opnameplaats. Bepaal het preoperatieve gewicht van de muis.
  2. Induceer anesthesie met ketamine/xylazine, i.p., met een dosering van 100 mg/kg ketaminehydrochloride, 4 mg/kg xylazinhydrochloride en 5 mg/kg carprofen (zie materiaaltabel).
  3. Plaats de muis direct na de injectie terug in de kooi.
  4. Plaats een infrarood verwarmingslamp (zie Materiaaltabel) op voldoende afstand en wacht gedurende ten minste 5 minuten op volledige inductie van de algehele anesthesie.
  5. Let op het stoppen van spontane bewegingen en het verlies van de oprichtreflex. Controleer op verlies van de teenknijpreflex.

3. Fysiologische monitoring en onderhoud van algemene anesthesie

  1. Breng de muis over naar de opnameplaats op een verwarmingskussen.
  2. Gebruik een rectale temperatuursonde die is bevestigd aan een temperatuurregelsysteem om de kerntemperatuur van het lichaam op 37.6-37.8 °C te houden.
  3. Zorg voor een optimale lichaamstemperatuur van de muis. Minimaliseer naast het verwarmingskussen ook warmteverlies door indien nodig de kamertemperatuur te verhogen.
  4. Plaats twee onderhuidse zilverdraadelektroden (diameter 0,2 mm, zie materiaaltabel) in de buurt van de rechterschouder en het linkerachterbeen voor ECG-bewaking.
  5. Sluit de zilverdraad ECG-elektroden aan op de ECG ampverliezer.
  6. Bewaak de hartslag en ECG-golven op een oscilloscoop (zie Materiaaltabel) tijdens het experiment.
    OPMERKING: Tijdens adequate ketamine/xylazine-anesthesie kan de hartslag variëren van 160-250 bpm32,33. De hartslag kan variëren, afhankelijk van de belasting van de muis, de leeftijd en de fysiologische status.
  7. Controleer de teenknijpreflex en vitale functies. De afwezigheid van de teenknijpreflex duidt op een voldoende niveau van anesthesie.
  8. Houd de status en kwaliteit van de ogen tijdens de procedure nauwlettend in de gaten en breng oogdruppels of gel aan.
  9. Bewaak voldoende anesthesieniveaus door regelmatig fysiologische parameters, hartslag, reflexen en EEG-activiteit te controleren.
  10. Als de algehele anesthesie te licht wordt, breng dan een extra dosis ketamine/xylazine (i.p.) aan.
  11. Ga snel verder met de experimentele stappen om de duur van algemene anesthesie en het aantal daaropvolgende doses extra ketamine/xylazine dat wordt gebruikt om algemene anesthesie te behouden, te minimaliseren.

4. Plaatsing van de elektrode en instelling van de opname

  1. Beoordeel op de opnameplaats opnieuw de voldoende anesthesiediepte door de teenknijpreflex te controleren.
  2. Scheer de bovenkant van het hoofd met een elektrisch scheerapparaat.
  3. Om een vrij gezichtsveld mogelijk te maken, mag u de muizen tijdens het experiment niet in een stereotactisch kader fixeren.
  4. Breng lidocaïne aan (indien aanvullend vereist door de lokale richtlijnen van uw instelling voor dierenverzorging).
  5. Maak een incisie van 1 cm in de middellijn van de hoofdhuid.
  6. Trek de huid aan beide kanten terug met behulp van kleine vaatklemmen om de huid op zijn plaats te houden en de schedel bloot te leggen.
  7. Reinig het oppervlak van de schedel met een wattenstaafje en zoutoplossing NaCl (0,9%).
  8. Bevestig een zilverdraadreferentie-elektrode (diameter 0,2 mm) voor het EEG subcutaan boven de neus (neusreferentie) of achter het oor (mastoïd).
  9. Sluit de neusreferentie via de sondeconnector aan op de referentie-uitgang van het hoofdpodium (zie materiaaltabel).
  10. Bevestig vervolgens de EEG-elektrode aan de hoofdtrap met behulp van een adapter die via een sondeconnector aan de hoofdtrap is bevestigd en aan een elektrodehouder is bevestigd (zie materiaaltabel).
  11. Plaats de meerkanaals dunne-film EEG-elektrode (zie Materiaaltabel) op de schedel met bregma als referentiepositie om een gestandaardiseerde elektrodepositie voor elk experiment te garanderen.
  12. Gebruik een druppel zoutoplossing om de positie van de elektrode aan te passen. Terwijl het schedeloppervlak nog nat is, is de elektrode gemakkelijk te verplaatsen. Droog de schedel vervolgens zorgvuldig af met een wattenstaafje.
  13. Wacht tot de zoutoplossing is opgedroogd en de elektrode stevig aan de schedel hecht.
  14. Bedek de elektrode met een klein druppeltje siliconenolie om te voorkomen dat de elektrode aan de bovenliggende huid blijft plakken. Deze stap helpt om de elektrode na de opname gemakkelijk te verwijderen.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u niet te veel siliconenolie aanbrengt om te voorkomen dat het contact van de elektrode met de schedel verslechtert.
  15. Sluit de huid over de elektrode voor bescherming en om elektrische ruis te minimaliseren.
  16. Breng een klein druppeltje weefsellijm (zie Tabel met materialen) aan op de huid om te voorkomen dat de huidincisie opnieuw wordt geopend.

5. EEG-registratie en VEP-meting

  1. Filter EEG-signalen tijdens acquisitie met een breed filter tussen 1-9000 Hz. Gebruik brede filterinstellingen voor de controle van artefacten. Voer later ruis en adequate filtering uit tijdens offline verwerking.
  2. Controleer de signaalkwaliteit van de lopende EEG-activiteit door te controleren op hoogfrequente elektrische ruis, 50/60 Hz-artefacten en ECG-artefacten. Breng voldoende massa- en referentieverbindingen aan op het dier en de apparatuur of breng voldoende afscherming aan.
  3. Controleer de anesthesiediepte door EEG-activiteit te observeren. Probeer een 'te diepe' anesthesietoestand te vermijden die wordt gekenmerkt door het optreden van burst-onderdrukkende EEG-activiteit. Houd rekening met het tijdsverloop van het experiment en zorg ervoor dat de anesthesie niet te licht wordt tijdens de opname.
  4. Gebruik een LED-stroboscoop (of andere vormen van visuele stimulatie) om ultrakorte flitsen te produceren (zie materiaaltabel) (Figuur 1).
  5. Plaats de stroboscoop op een afstand van 30 cm voor binoculaire visuele stimulatie voor de muis.
    OPMERKING: De muis en stroboscoop worden tijdens het experiment in een donkere en geluiddichte kamer geplaatst.
  6. Pas de muizen 5 minuten aan het donker aan voordat ze worden gestimuleerd.
  7. Ontlok stroboscoopflitsen door de stroboscoop te activeren met een TTL-puls.
    OPMERKING: Een stimulatie-artefact kan optreden als gevolg van de hoge spanning van de stroboscoop. Dit kan worden gedempt door de afstand te vergroten of de elektrode af te schermen.
  8. Genereer hardwarematige TTL-triggers met een multifunctioneel I/O-apparaat (zie materiaaltabel) dat wordt bestuurd door een stimulatie-pc om de lichtbron (d.w.z. stroboscoop) te activeren.
  9. Stuur het TTL-signaal parallel aan het acquisitiesysteem om zeer nauwkeurige tijdstempels te bieden voor het begin van de stimulus.
  10. Stuur TTL-uitvoer, die wordt gesynchroniseerd met de flitser, vanaf de LED-stroboscoop als feedback en als tweede bediening voor nauwkeurige timales voor het begin van de stimulus. Registreer dit samen met de opnames.
  11. Stel de stimulussnelheid in (bijv. interval tussen stimulus = 2 s). Stel het aantal herhalingen van de stimulus in (bijv. n = 150 herhalingen)
  12. Pas de intensiteiten handmatig aan op de stroboscoop (bijv. flitsduur van 512 μs bij een vaste waarde van 3000 lm).
    OPMERKING: Dit moet echter worden aangepast aan de specifieke experimentele vraag.
  13. Start de stimuluspresentatie, registreer de EEG-signalen met opnamesoftware (zie materiaaltabel) en sla de gegevens op de opname-pc op.

6. Voltooiing van het experiment, verwijdering van de elektrode en reiniging van de elektrode

  1. Als de opname deel uitmaakt van een langer protocol, ga dan verder met verdere experimentele stappen.
  2. Aan het einde van het experiment euthanaseer het dier volgens de richtlijnen van de instelling23,34.
  3. Verwijder de EEG-elektrode voorzichtig (aangezien deze opnieuw kan worden gebruikt).
  4. Verwijder langzaam met het aanbrengen van vloeistof de elektrode van de schedel.
    OPMERKING: De elektroden kunnen aan het oppervlak van de schedel blijven plakken; Voorkom schade aan de platina-sites tijdens het verwijderen.
  5. Reinig de elektrode na het experiment met isotone zoutoplossing NaCl (0,9%) en dompel deze gedurende 30 minuten onder in een eiwitverwijderaar en desinfecterende oplossing (zie Materiaaltabel).
  6. Bewaar de elektrode-array op een droge, beschermde plaats.

7. Basis VEP-signaalverwerking: tijd- en frequentiedomein

  1. Importeer de onbewerkte gegevensbestanden in de analysesoftware (zie Materiaaltabel).
  2. Filter EEG-signalen met een Butterworth bandpass nulfasefilter tussen 1-100 Hz.
    OPMERKING: Selecteer de juiste filtertypen en parameters, afhankelijk van de respectieve onderzoeksvraag 27,35,36.
  3. Downsample de signalen naar 1000 Hz.
  4. Segmenteer de EEG-signalen in proeven en neem het gemiddelde van de proeven om visueel opgeroepen potentialen op te leveren en de N1-pieklatentie te bepalen.
    OPMERKING: Herrefereren kan indien nodig offline worden uitgevoerd (bijv. gemeenschappelijke gemiddelde verwijzingen, bipolaire verwijzingen, lokaal gemiddelde "Laplaciaanse" verwijzingen)23.
  5. Bepaal de spanningswaarden op specifieke tijdstippen en plot spanningsverdelingskaarten met behulp van de analysesoftware.
  6. Bereken het globale veldvermogen37 door de ruimtelijke standaarddeviatie van alle elektrodekanalen te berekenen.
  7. Bereken een multi-taper tijd-frequentie spectrogram met Chronux Toolbox28,31. Gebruik een bandbreedteproduct TW = 3 en K = 5 tapers met een venstergrootte van 300 ms en een stapgrootte van 30 ms.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het registreren van visueel opgewekte potentialen met meerkanaals EEG maakt het mogelijk om de topografie van VEP-amplitudes, latenties of frequentiecomponenten bij muizen te beoordelen. Figuur 2A toont een voorbeeld van een door flits opgewekte VEP-topografie opgenomen met een epicraniaal 32-kanaals EEG van een 3 maanden oude mannelijke C57BL/6J-muis. De sterkste visueel opgeroepen activiteit vindt plaats in het occipitale gebied boven de visuele cortex.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel beschrijft een methode voor het registreren van epi-craniaal meerkanaals EEG met dunne-film elektroden en hoe een consistente topografische weergave van visueel opgewekte potentialen in de muis kan worden verkregen. Hier hebben we voorbeeldig binoculaire flitsstimulatie laten zien, maar deze benadering kan ook worden toegepast met andere soorten visuele stimuli (d.w.z. monoculaire, ruimtelijke roosters, focaal gezichtsveld) met behulp van bijvoorbeeld een groter scherm.

<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren geen tegenstrijdige financiële belangen of andere belangenconflicten.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door de Duitse Onderzoeksstichting (Deutsche Forschungsgemeinschaft, Cluster of Excellence 2177 "Hearing4all", projectnummer 390895286).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Bepanthen 5% DexpantheolBayerOphtamic gel
Cheetah software 5.11NeuralnyxVersion 5.11Opnamesoftware voor neurofysiologische signalen
Digital Lynx SXNeuralynxDigital Lynx 16SXOpnamesysteem
ECG differentiële versterkerOtoconsultWDA2 V1.0
Elektrisch scheerapparaatAesculapGT420
ElektrodehouderTSE Systems430005-HE
OnderzoekslampHeineHL 5000Koud lichtbronlamp
Verwarmingskussen + TemperatuurregelsysteemCWETC-1000 Muis
Histoacryl 0,5 mLB.BraunWeefselkleefstof
Infrarood gloeilampSanitasSIL 06
Ketamine 10%WDTKetaminohydrochloride
LED stroboscopeMonarchNova Strobe PBLVisuele stimulatie
Matlab 2021aThe Mathworks2021aStimulus controle en analyse
Moria VaatklemFine Science Tools18320-11
Muis EEG-elektrodeNeuroNexusH32 (Reticulair)32-kanaals EEG-elektrode. Dikte: 20 μm; lengte: 8,6 mm; breedte 6,8 mm. Platinasites: 500 μm diameter
Muisframeop maat gemaaktInformatie op aanvraag beschikbaar
Multifunctioneel I/O-apparaatNational InstrumentsPCIe-6353 met BNC 2090AAnaloge stimulusgeneratie, uitvoer en trigger
NaCl 0,9%B.BraunIsotone, steriele, niet-pyrogeen
Neuralynx HS36NeuralynxHS-36Headstage
Neuronexus-sondeconnectorNeuralynxADPT-HS36-N2T-32AElektrodeconnector
OscilloscoopTektronixTDS 2014B
Progent Intensieve ReinigerMeniconEiwitverwijderaar en desinfecterende oplossing voor stijve gasdoorlatende lenzen
Opname-pcHPHP Z800Opname-pc
Rimadyl (Carprofen)ZoetisCarprofen
Siliconen olie M 1000Carl Roth4045.1
ZilverdraadScience ProductsAG-8WDiameter 203 µm; ECG en referentie-elektrode
Geluiddichte kamerIAC acoustics
Stereotactische micromanipulatorTSE Systems430005-M/PVoor EEG-elektrodeplaatsing
Stimulatie-pcDellDell Precision T5810Stimulatie-pc
Chirurgisch microscoopZeissOp-Mi Focus
Chirurgisch plakband3M1527-01,25 cm x 9,1 m
Thilo-Tears 3 mg/gAlcon Pharma GmbHOphtamic gel
Vaselin LichtensteinWinthropWitte vaselinezalf
Xylazin 2%BernburgXylazinohydrochloride
Xylocaine Spray (10 mg/druppel)AspenLidocaïne

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Haider, N. B., Ikeda, A., Naggert, J. K., Nishina, P. M. Genetic modifiers of vision and hearing. Human Molecular Genetics. 11 (10), 1195-1206 (2002).
  2. Joiner, M. A., Lee, A. Voltage-gated Cav1 channels in disorders of vision and hearing. Current Molecular Pharmacology. 8 (2), 143-148 (2015).
  3. Krebs, M. P., et al. Mouse models of human ocular disease for translational research. PLOS One. 12 (8), 0183837(2017).
  4. Won, J., et al. Mouse model resources for vision research. Journal of Ophthalmology. 2011, 1-12 (2011).
  5. Peachey, N. S., Ball, S. L. Electrophysiological analysis of visual function in mutant mice. Documenta Ophthalmologica. 107 (1), 13-36 (2003).
  6. Tokashiki, N., et al. Reliable detection of low visual acuity in mice with pattern visually evoked potentials. Scientific Reports. 8 (1), 15948(2018).
  7. Creel, D. J. Visually evoked potentials. Handbook of Clinical Neurology. 160, 501-522 (2019).
  8. Sutter, E. E. Imaging visual function with the multifocal m-sequence technique. Vision Research. 41 (10-11), 1241-1255 (2001).
  9. Porciatti, V., Pizzorusso, T., Maffei, L. The visual physiology of the wild type mouse determined with pattern VEPs. Vision Research. 39 (18), 3071-3081 (1999).
  10. Makowiecki, K., Garrett, A., Clark, V., Graham, S. L., Rodger, J. Reliability of VEP recordings using chronically implanted screw electrodes in mice. Translational Vision Science & Technology. 4 (2), 15(2015).
  11. Tomiyama, Y., et al. Measurement of Electroretinograms and Visually Evoked Potentials in Awake Moving Mice. PLOS One. 11 (6), 0156927(2016).
  12. You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis. Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).
  13. Yeon, C., Kim, D., Kim, K., Chung, E. Visual evoked potential recordings in mice using a dry non-invasive multichannel scalp EEG sensor. Journal of Visualized Experiments. (131), e56927(2018).
  14. Liu, S., et al. An optimized procedure to record visual evoked potential in mice. Experimental Eye Research. 218, 109011(2022).
  15. Ryu, S. B., et al. Spatially confined responses of mouse visual cortex to intracortical magnetic stimulation from micro-coils. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056036(2020).
  16. Słowiński, P., et al. Background EEG connectivity captures the time-course of epileptogenesis in a mouse model of epilepsy. eNeuro. 6 (4), (2019).
  17. Troncoso, E., Muller, D., Czellar, S., Zoltan Kiss, J. Epicranial sensory evoked potential recordings for repeated assessment of cortical functions in mice. Journal of Neuroscience Methods. 97 (1), 51-58 (2000).
  18. Land, R., et al. Cross-modal plasticity in higher-order auditory cortex of congenitally deaf cats does not limit auditory responsiveness to cochlear implants. Journal of Neuroscience. 36 (23), 6175-6185 (2016).
  19. Land, R., Radecke, J. -O., Kral, A. Congenital deafness reduces, but does not eliminate auditory responsiveness in cat extrastriate visual cortex. Neuroscience. 375, 149-157 (2018).
  20. Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. S. High resolution electroencephalography in freely moving mice. Journal of Neurophysiology. 104 (3), 1825-1834 (2010).
  21. Lee, M., Kim, D., Shin, H. S., Sung, H. G., Choi, J. H. High-density EEG recordings of the freely moving mice using polyimide-based microelectrode. Journal of Visualized Experiments. (47), e2562(2010).
  22. Jonak, C. R., Lovelace, J. W., Ethell, I. M., Razak, K. A., Binder, D. K. Reusable multi-electrode array technique for electroencephalography in awake freely moving mice. Frontiers in Integrative Neuroscience. 12, 53(2018).
  23. Land, R., Kapche, A., Ebbers, L., Kral, A. 32-channel mouse EEG: Visual evoked potentials. Journal of Neuroscience Methods. 325, 108316(2019).
  24. Kim, D., Yeon, C., Kim, K. Development and experimental validation of a dry non-invasive multichannel mouse scalp EEG sensor through visual evoked potential recordings. Sensors. 17 (2), 326(2017).
  25. Megevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A., Kiss, J., Michel, C. A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques. Neuroimage. 42 (2), 591(2008).
  26. Lee, C., et al. Dipole source localization of mouse electroencephalogram using the Fieldtrip toolbox. PLOS ONE. 8 (11), 79442(2013).
  27. Oostenveld, R., Fries, P., Maris, E., Schoffelen, J. M. FieldTrip: Open source software for advanced analysis of MEG, EEG, and invasive electrophysiological data. Computational Intelligence and Neuroscience. 2011, 156869(2011).
  28. Bokil, H., Andrews, P., Kulkarni, J. E., Mehta, S., Mitra, P. P. Chronux: A platform for analyzing neural signals. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 146-151 (2010).
  29. Delorme, A., Makeig, S. EEGLAB: An open source toolbox for analysis of single-trial EEG dynamics including independent component analysis. Journal of Neuroscience Methods. 134 (1), 9-21 (2004).
  30. Lopez-Calderon, J., Luck, S. J. ERPLAB: An open-source toolbox for the analysis of event-related potentials. Frontiers in Human Neuroscience. 8, 213(2014).
  31. Bokil, H., Tchernichovsky, O., Mitra, P. P. Dynamic phenotypes: Time series analysis techniques for characterizing neuronal and behavioral dynamics. Neuroinformatics. 4 (1), 119-128 (2006).
  32. Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
  33. Hart, C. Y. T., Burnett, J. C., Redfield, M. M. Effects of avertin versus xylazine-ketamine anesthesia on cardiac function in normal mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 281 (5), 1938-1945 (2001).
  34. Land, R., Kral, A. Temporal acuity is preserved in the auditory midbrain of aged mice. Neurobiology of Aging. 110, 47-60 (2022).
  35. Widmann, A., Schröger, E., Maess, B. Digital filter design for electrophysiological data - A practical approach. Journal of Neuroscience Methods. 250, 34-46 (2015).
  36. Widmann, A., Schröger, E. Filter effects and filter artifacts in the analysis of electrophysiological data. Frontiers in psychology. 3, 233(2012).
  37. Skrandies, W. Global field power and topographic similarity. Brain Topography. 3 (1), 137-141 (1990).
  38. Hamburger, H. L., Michelle, M. A. G. Global Field Power measurement versus classical method in the determination of the latency of evoked potential components. Brain Topography. 3 (3), 391-396 (1991).
  39. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Response properties of local field potentials and multiunit activity in the mouse visual cortex. Neuroscience. 254, 141-151 (2013).
  40. Kappenman, E. S., Luck, S. J. The effects of electrode impedance on data quality and statistical significance in ERP recordings. Psychophysiology. 47 (5), 888-904 (2010).
  41. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. Acute reversible cataract induced by xylazine and by ketamine-xylazine anesthesia in rats and mice. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).
  42. Land, R., Engel, A., Kral, A. Auditory influences in V1 of mice induced by varying anesthesia level. i-Perception. 2 (8), 755(2011).
  43. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Auditory evoked bursts in mouse visual cortex during isoflurane anesthesia. PLOS One. 7 (11), 49855(2012).
  44. Hudetz, A. G., Imas, O. A. Burst activation of the cerebral cortex by flash stimuli during isoflurane anesthesia in rats. Anesthesiology. 107 (6), 983-991 (2007).
  45. Imas, O. A., Ropella, K. M., Ward, B. D., Wood, J. D., Hudetz, A. G. Volatile anesthetics enhance flash-induced gamma oscillations in rat visual cortex. Anesthesiology. 102 (5), 937-947 (2005).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Visual Evoked PotentialsTopographical EEGMultichannel EEGThin Film ElectrodesMouse Visual CortexFlash Evoked VEPsCortical Visual FunctionFrequency Domain AnalysisCross Modal PlasticityPreclinical Mouse Models
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen