Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een nieuw ex vivo schapenhuidwondmodel met hoge doorvoer voor het testen van opkomende antibiotica

2.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64041

⸱

16 september 2022

 ,  , 
1Sheffield Collaboratorium for Antimicrobial Resistance and Biofilms (SCARAB), University of Sheffield, 2Department of Chemical and Biological Engineering, University of Sheffield

In dit artikel

Samenvatting

Het protocol beschrijft een stapsgewijze methode om een ex vivo schapen gewonde huidmodel op te zetten dat geïnfecteerd is met Staphylococcus aureus. Dit high-throughput model simuleert infecties beter in vivo in vergelijking met conventionele microbiologische technieken en biedt onderzoekers een fysiologisch relevant platform om de werkzaamheid van opkomende antimicrobiële stoffen te testen.

Samenvatting

De ontwikkeling van antimicrobiële stoffen is een duur proces met steeds lagere slagingspercentages, wat verdere investeringen in antimicrobieel ontdekkingsonderzoek minder aantrekkelijk maakt. Antimicrobiële geneesmiddelenontdekking en daaropvolgende commercialisering kunnen lucratiever worden gemaakt als een fail-fast-and-fail-cheap-benadering kan worden geïmplementeerd binnen de leidende optimalisatiefasen waar onderzoekers meer controle hebben over het ontwerp en de formulering van geneesmiddelen. In dit artikel wordt de opstelling beschreven van een ex vivo schapenwond huidmodel geïnfecteerd met Staphylococcus aureus, dat eenvoudig, kosteneffectief, hoge doorvoer en reproduceerbaar is. De bacteriële fysiologie in het model bootst na dat tijdens infectie als bacteriële proliferatie afhankelijk is van het vermogen van de ziekteverwekker om het weefsel te beschadigen. De vaststelling van wondinfectie wordt geverifieerd door een toename van het aantal levensvatbare bacteriën in vergelijking met het entmateriaal. Dit model kan worden gebruikt als een platform om de werkzaamheid van opkomende antimicrobiële stoffen in de leadoptimalisatiefase te testen. Er kan worden gesteld dat de beschikbaarheid van dit model onderzoekers die antimicrobiële stoffen ontwikkelen een fail-fast-and-fail-cheap model zal bieden, wat zal helpen de slagingspercentages in volgende dierproeven te verhogen. Het model zal ook de vermindering en verfijning van het gebruik van dieren voor onderzoek vergemakkelijken en uiteindelijk een snellere en kosteneffectievere vertaling van nieuwe antimicrobiële stoffen voor huid- en wekedeleninfecties naar de kliniek mogelijk maken.

Inleiding

Huidinfecties zijn een belangrijk wereldwijd probleem, met grote economische kosten voor zorgverleners over de hele wereld. De ontwikkeling van multidrugresistentie en biofilmvorming door pathogenen speelt een sleutelrol in de prevalentie van niet-genezende wonden 1,2,3,4. Als gevolg hiervan zijn huid- en wekedeleninfecties een van de meest voorkomende redenen voor langdurige ziekenhuisopname en daaropvolgende heropname5. Vertragingen in wondgenezing zijn kostbaar voor zowel de patiënt als zorgverleners, met sommige schattingen die suggereren dat jaarlijks ongeveer 6,5 miljoen patiënten in de VS worden getroffen. In het Verenigd Koninkrijk resulteren huidinfecties en bijbehorende complicaties in ongeveer 75.000 sterfgevallen per jaar 2,4,6.

Staphylococcus aureus (S. aureus) is een formidabele wondpathogeen die vaak wordt geïsoleerd uit patiëntenwonden 2,7. De snelheid van opkomst van multidrugresistentie nam drastisch toe in de jaren 2000. Gedurende deze tijd was ongeveer 60% van de acute bacteriële huid- en huidstructuurinfecties cultuurpositief voor methicilline-resistente S. aureus1. Het toenemende aantal multiresistente stammen onder stafylokokken, en inderdaad andere pathogenen, in de afgelopen 2 decennia duidt op een dringende behoefte aan de snelle ontwikkeling van antibiotica met nieuwe werkingsmechanismen die resistentie kunnen overwinnen.

Sinds de vroege jaren 2000 worden antibiotica-ontdekkingsprogramma's echter gedomineerd door langere ontwikkelingstijden en lage slagingspercentages, waarbij slechts 17% van de nieuwe antibiotica die klinische proeven in de VS binnenkomen, marktgoedkeuring hebben verkregen8. Dit suggereert een verschil tussen de resultaten van in vitro testen van opkomende antibiotica en hun klinische uitkomsten. Er kan worden gesteld dat deze ongelijkheid grotendeels te wijten is aan verschillen in bacteriële fysiologie tijdens infecties in vivo en tijdens conventionele microbiologische methoden bij het testen van de werkzaamheid van antibiotica in de in vitro preklinische stadia. Daarom zijn nieuwe laboratoriummethoden nodig die meer representatief zijn voor bacteriële fysiologie tijdens infectie om de slagingspercentages in antibiotica-ontdekkingsprogramma's te verbeteren.

Huidige methoden voor het bestuderen van huidinfecties omvatten studies bij levende dieren (bijv. Muizen), ex vivo huidmodellen (bijv. Varkens) en 3D-weefselmanipulatie huidmodellen (bijv. Menselijk)9,10,11,12. Studies bij levende dieren zijn strikt gereguleerd en hebben een relatief lage doorvoer. In diermodellen veroorzaken verwonding en infectie aanzienlijk leed voor de dieren en roepen ze ethische zorgen op. Menselijke huidmodellen, ex vivo of tissue-engineered, vereisen ethische goedkeuring, naleving van lokale en wereldwijde wetgeving (de Human Tissue Act, de Verklaring van Helsinki), en er is moeite met het verkrijgen van weefsels, waarbij sommige verzoeken jaren duren om aan13,14 te voldoen. Beide modeltypen zijn arbeidsintensief en vereisen aanzienlijke expertise om experimenteel succes te garanderen. Sommige huidige ex vivo huidinfectiemodellen vereisen vooraf geënte schijven en additieven voor het wondbed om infectie mogelijk te maken; hoewel deze modellen ongelooflijk nuttig zijn, zijn er beperkingen in het infectieproces omdat additieven het gebruik van het wondbed als voedingsbron beperken 10,15,16,17. Het model dat in deze studie wordt beschreven, gebruikt geen additieven voor het wondbed, wat ervoor zorgt dat de pathologie van infectie en levensvatbare celtellingen het resultaat zijn van direct gebruik van het wondbed als de enige voedingsbron.

Gezien de behoefte aan nieuwe laboratoriummethoden, is een nieuw high-throughput ex vivo schapenmodel van huidinfecties ontwikkeld voor gebruik bij het evalueren van de werkzaamheid van opkomende antibiotica. Huidinfectiestudies worden geconfronteerd met vele uitdagingen - hoge kosten, ethische zorgen en modellen die geen volledig beeld laten zien 20,21. Ex vivo modellen en 3D explant modellen zorgen voor een betere visualisatie van het ziekteproces en de impact die behandelingen kunnen hebben vanuit een meer klinisch relevant model. Hier wordt de opzet van een nieuw schapenhuidmodel beschreven, dat eenvoudig, reproduceerbaar en klinisch relevant is en een hoge doorvoer heeft. Schapenhuid werd gekozen omdat schapen een van de grote zoogdieren zijn die vaak worden gebruikt om reacties op infecties in vivo te modelleren. Bovendien zijn ze gemakkelijk verkrijgbaar bij slachthuizen, wat zorgt voor een constante aanvoer van huid voor onderzoek, en hun karkassen zijn niet verbrand, wat een goede weefselkwaliteit garandeert. Deze studie gebruikte S. aureus als de voorbeeldpathogeen; het model werkt echter goed met andere micro-organismen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Lammerenkoppen van het R.B Elliott and Son Abattoir werden in dit project gebruikt als bron van huidmonsters. Alle lammeren werden geslacht voor consumptie als voedsel. In plaats van de hoofden weg te gooien, werden deze hergebruikt voor onderzoek. Ethische goedkeuring was niet vereist omdat het weefsel afkomstig was van afval dat uit slachthuizen werd weggegooid.

1. Sterilisatie

  1. Desinfecteer de tang voorafgaand aan het verzamelen van de koppen door een schone tang te nemen en gedurende 1 uur droge warmtesterilisatie uit te voeren in een oven bij 200 °C. Autoclaaf al het glaswerk bij 121 °C gedurende 15 minuten voor gebruik.
  2. Voer alle beschreven werkzaamheden uit binnen een kast van microbiologie klasse 2. Bereid alle reagentia voor volgens de instructies van de fabrikant.

2. Monsterverzameling

  1. In het slachthuis werden Swaledale-lammeren geslacht door bedwelming met behulp van elektriciteit of een pistool met bouten en geëxsanguineerd. Verzamel lamskoppen niet meer dan 4 uur na het slachten.

3. Voorbereiding van de hoofden

  1. Desinfecteer het voorhoofdsgedeelte van het lam door ongeveer 100 ml chloordioxide-oplossing van 200 ppm op het monstergebied te gieten. Scheer het voorhoofdsgedeelte van het hoofd met behulp van elektrische tondeuses en was het gebied met 200 ml chloordioxideoplossing van 200 ppm.
  2. Veeg het gebied af met ethanol en blauwe rol en bedek het monstergebied met ontharingscrème gedurende 35 minuten. Schraap de ontharingscrème voorzichtig af met behulp van een schraapgereedschap en beoordeel het monstergebied. Als er een aanzienlijke hoeveelheid haar overblijft, herhaal dan het ontharingsproces.
  3. Gebruik nog eens 200 ml chloordioxide-oplossing om het gebied te spoelen en spoel vervolgens met ethanol en veeg af met een blauwe rol.
  4. Snijd met behulp van een steriele biopsiepunch van 8 mm 8 mm huidmonsters uit het voorbereide gebied. Verwijder de monsters met een steriele tang en een scalpel met 15 messen, zodat al het huidvet wordt verwijderd.
  5. Plaats de monsters in een steriele pot van 0,5 L gevuld met steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) en breng ze vervolgens over in steriele buizen van 50 ml met 50 ml chloordioxide-oplossing van 200 ppm, keer twee keer om en laat ze gedurende 30 minuten steriliseren.
  6. Verwijder de monsters uit de chloordioxide-oplossing en was ze door ze in een buis van 50 ml gevuld met 40 ml steriel PBS te plaatsen. Eenmaal gewassen, plaats elk individueel huidmonster in een aparte put van een 24-well plaat.
  7. Voeg 350 μL voorverwarmd medium toe terwijl het monster op de lucht-vloeistofinterface blijft. De samenstelling van de media is als volgt: MK media (Medium 199 met Hanks' zouten, L-glutamaat en 1,75 mg/ml natriumbicarbonaat) en Ham's F12 in een verhouding van 1:1, met toegevoegde FBS (10% v/v), EGF (10 ng/ml), insuline (5 μg/ml), penicilline-streptomycine (100 U/ml) en amfotericine B (2,5 μg/ml).
  8. Sluit de 24-wells platen af met een gasdoorlatende plaatafdichting en incubeer bij 37 °C in een bevochtigde 5% CO2 weefselincubator gedurende maximaal 24 uur.

4. Onderhoud van huidmonsters

  1. Verwijder na incubatie het kweekmedium en spoel de monsters in 500 μL steriel PBS. Voeg antibioticavrije media toe aan elk monster en incubeer bij 37 °C in een bevochtigde 5% CO 2-weefselincubator gedurende 24 uur om resterende antibiotica in het monster te verwijderen.
  2. Als troebelheid of schimmelinfectie zich na 24 uur in de antibioticavrije media ontwikkelt, gooi het monster dan weg.

5. Bereiding van het entmateriaal

  1. Bereid een buis van 50 ml met 10 ml steriele tryptische sojabouillon. Neem een verse agarplaat van S. aureus en gebruik een wattenstaafje om verschillende kolonies in de bouillon over te brengen. Incubeer gedurende 18 uur bij 37 °C bij 150 tpm.
  2. Centrifugeer bij 4.000 x g gedurende 3 min. Verwijder het supernatant en resuspendeer de celpellet in 10 ml steriel PBS. Herhaal dit twee keer om ervoor te zorgen dat de cellen voldoende worden gewassen.
  3. Stel het entmateriaal in steriel PBS in op0,6 OD 600 . Bevestig de entbelasting door een handmatige haalbare plaattelling uit te voeren.

6. Infectie van huidmonsters

  1. Bereid een verse 24-wells plaat met 400 μL voorverwarmde antibioticavrije media en voeg de 24-well inserts toe met behulp van een steriele tang.
  2. Verwijder de media uit de huidmonsters, was met 500 μL steriel PBS en verwijder de was. Gebruik een steriele tang om het monster voorzichtig op de bodem van de put te houden.
  3. Gebruik een ponsbiopsie van 4 mm om een centrale wondflap te maken, die doordringt tot een ruwe diepte van 1-2 mm. Gebruik vervolgens een scalpel met 15 messen en een steriele tand-allisweefseltang om de bovenste laag van de wondflap te verwijderen. Variabiliteit in de wondafmetingen kan van invloed zijn op de uitkomst van de infectie en de eindpuntkolonievormende eenheden (CFU).
  4. Zodra alle monsters zijn verwond, brengt u ze met een steriele tang over naar de 24-putjes. Pipetteer 15 μL van het bacteriële entmateriaal in het wondbed. Incubeer vervolgens gedurende 24 uur bij 37 °C in een bevochtigde 5% CO2 weefselincubator.
  5. Als langere incubatietijden nodig zijn, verwijder dan de media en vervang deze om de 24 uur door verse media en incubeer in dezelfde omstandigheden.

7. Bepaling van de bacteriële belasting

  1. Verwijder de media van de bodem van de putjes. Breng met een steriele tang elk monster over in een afzonderlijke buis van 50 ml gevuld met 1 ml steriel PBS.
  2. Gebruik een fijnpunthomogenisator om het oppervlak van het monster te homogeniseren. Zorg ervoor dat het wondbed in direct contact staat met de punt van de homogenisator.
  3. Homogeniseer elk monster gedurende 35 s op medium/hoog. De homogenisator maakt de bacteriën los van het oppervlak van het wondbed om de bacteriële belasting te kunnen inventariseren.
  4. Zodra alle monsters zijn verwerkt, vortex elk monster, op zijn beurt, voorafgaand aan het pipetteren. Dit om ervoor te zorgen dat het bacteriële homogenaat wordt gemengd.
  5. Pipet 20 μL vortex homogenaat in de overeenkomstige put van een 96-well plaat met 180 μL steriel PBS.
  6. Verdun elk monster homogenaat serieel tot 1 x 10−7 en pipetteer 10 μL van het verdunde homogenaat op een tryptische soja-agarplaat in drievoud.
  7. Incubeer de agarplaat gedurende 18 uur bij 37 °C. Tel vervolgens het aantal kolonies om de CFU voor elk monster te bepalen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het identificeren van een route om de huid te steriliseren voordat het wondinfectiemodel werd opgezet, was een uitdaging. De uitdaging lag in het steriliseren van de huid zonder de verschillende huidlagen te beschadigen, wat vervolgens onbedoelde gevolgen kan hebben in de uitkomst van de infectie. Om een geschikt sterilisatieregime te identificeren, werden verschillende behandelingen geprobeerd voor verschillende tijdsduur, zoals beschreven in tabel 1. Besmetting werd geregistreerd als de ontwikkeling va...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De ontwikkeling van antimicrobiële stoffen is een belangrijke maar dure onderneming die naar schatting ongeveer $ 1 miljard kost en ongeveer 15 jaar in beslag neemt. Meer dan 90% van de ontdekking van antimicrobiële geneesmiddelen en preklinische studies naar de werkzaamheid van antimicrobiële geneesmiddelen worden uitgevoerd door academische onderzoekers en kleine tot middelgrote bedrijven met doorgaans minder dan 50 werknemers22. Deze teams zijn zeer financieel beperkt, wat het falen van loodmol...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen

Dankbetuigingen

De auteurs willen EPSRC (EP/R513313/1) bedanken voor de financiering. De auteurs willen ook R.B Elliot en Son Abattoir in Calow, Chesterfield, bedanken voor het verstrekken van lammerenkoppen en voor het feit dat ze zo meegaand zijn in de vroege stadia van het project, Kasia Emery voor haar steun tijdens de ontwikkeling van dit protocol, en Fiona Wright van de afdeling Infectie, Immuniteit en Hart- en Vaatziekten aan de Universiteit van Sheffield voor het verwerken van de histologiemonsters en zo ongelooflijk behulpzaam zijn tijdens dit project.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
24 Well Companion PlateSLS 353504
4 mm Biopsy PunchWilliams MedicalD7484
50 ml centrifuge tubesFisher Scientific 10788561
8 mm Biopsy PunchWilliams MedicalD7488
Amphotericin B solution, sterieleSigma A2942
Colour Pro Style Cordless Hair ClipperWahl9639-2117XHaarknippen
Dual Oven IncubatorSLSOVe1020Sterilisatieoven
Epidermal growth factor SLSE5036-200UG
EthanolHoneywell458600-2.5L
F12 HAMSigmaN4888
Foetaal bovien serum Labtech InternationalCA-115/500
ForcepsFisher Scientific15307805
HaarverwijderingscrèmeVeetNiet van toepassing
Heracell VIOS 160iThermo Scientific15373212 Weefselkweekincubator
Heraeus Megafuge 16RVWR521-2242Centrifuge
Homogenizer 220, handmatigFisher Scientific15575809
Homogenizer 220, plastic blending conesFisher Scientific 15585819
Insert Individual 24 well 0.4um membraneVWR International353095
Insulin, recombinant HumanSLS91077C-1G
Medium 199 (MK media)SigmaM0393
Microplate, cell culture Costar 96 wellFisher Scientific10687551
MultitronInforsNiet van toepassingBacterie-incubator
PBS tabletsSigma P4417-100TAB
Penicillin-StreptomycinSLS P0781
Plate sealsFisher ScientificESI-B-100
Safe 2020Fisher Scientific1284804Klasse II microbiologieveiligheidskast
Scalpel blade number 15Fisher ScientificO305
Scalpel Swann MortonFisher Scientific11849002
Sodium bicarbonateSigmaS5761-1KG
Toothed Allis Tissue ForcepsRocialleRSPU500-322
Tryptic Soy AgarMerck Life Science UK Limited14432-500G-F
Tryptic Soy BrothMerck Life Science UK Limited41298-500G-F
Vimoba TabletsQuip LabsVMTAB75BX

Referenties

  1. Claeys, K. C., et al. Novel application of published risk factors for methicillin-resistant S. aureus in acute bacterial skin and skin structure infections. International Journal of Antimicrobial Agents. 51 (1), 43-46 (2018).
  2. Rahim, K., et al. Bacterial contribution in chronicity of wounds. Microbial Ecology. 73 (3), 710-721 (2017).
  3. Guest, J. F., Fuller, G. W., Vowden, P. Costs and outcomes in evaluating management of unhealed surgical wounds in the community in clinical practice in the UK: A cohort study. BMJ Open. 8 (12), 022591(2018).
  4. Sen, C. K., et al. Human skin wounds: A major and snowballing threat to public health and the economy. Wound Repair and Regeneration. 17 (6), 763-771 (2009).
  5. Wilcox, M. H., Dryden, M. Update on the epidemiology of healthcare-acquired bacterial infections: Focus on complicated skin and skin structure infections. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 76, Supplement 4 (2021).
  6. Han, G., Ceilley, R. Chronic wound healing: A review of current management and treatments. Advances in Therapy. 34 (3), 599-610 (2017).
  7. Percival, S. L., Hill, K. E., Malic, S., Thomas, D. W., Williams, D. W. Antimicrobial tolerance and the significance of persister cells in recalcitrant chronic wound biofilms. Wound Repair and Regeneration. 19 (1), 1-9 (2011).
  8. Dheman, N., et al. An analysis of antibacterial drug development trends in the United States, 1980-2019. Clinical Infectious Diseases. 73 (11), 4444-4450 (2021).
  9. MacNeil, S., Shepherd, J., Smith, L. Production of tissue-engineered skin and oral mucosa for clinical and experimental use. Methods in Molecular Biology. 695, 129-153 (2011).
  10. Yang, Q., et al. Development of a novel ex vivo porcine skin explant model for the assessment of mature bacterial biofilms. Wound Repair and Regeneration. 21 (5), 704-714 (2013).
  11. Malachowa, N., Kobayashi, S. D., Lovaglio, J., Deleo, F. R. Mouse model of Staphylococcus aureus skin infection. Methods in Molecular Biology. 1031, 109-116 (2013).
  12. Brandenburg, K. S., Calderon, D. F., Kierski, P. R., Czuprynski, C. J., Mcanulty, J. F. Novel murine model for delayed wound healing using a biological wound dressing with Pseudomonas aeruginosa biofilms. Microbial Pathogenesis. 122, 30-38 (2018).
  13. Bledsoe, M. J., Grizzle, W. E. The use of human tissues for research: What investigators need to know. Alternatives to Laboratory Animals. , (2022).
  14. Danso, M. O., Berkers, T., Mieremet, A., Hausil, F., Bouwstra, J. A. An ex vivo human skin model for studying skin barrier repair. Experimental Dermatology. 24 (1), 48-54 (2015).
  15. Torres, J. P., et al. Ex vivo murine skin model for B. burgdorferi biofilm. Antibiotics. 9 (9), 1-18 (2020).
  16. Zhao, G., et al. Delayed wound healing in diabetic (db/db) mice with Pseudomonas aeruginosa biofilm challenge: A model for the study of chronic wounds. Wound Repair and Regeneration. 18 (5), 467-477 (2010).
  17. Schierle, C. F., Dela Garza, M., Mustoe, T. A., Galiano, R. D. Staphylococcal biofilms impair wound healing by delaying reepithelialization in a murine cutaneous wound model. Wound Repair and Regeneration. 17 (3), 354-359 (2009).
  18. Trøstrup, H., et al. Pseudomonas aeruginosa biofilm aggravates skin inflammatory response in BALB/c mice in a novel chronic wound model. Wound Repair and Regeneration. 21 (2), 292-299 (2013).
  19. Thompson, M. G., et al. Evaluation of gallium citrate formulations against a multidrug-resistant strain of Klebsiella pneumoniae in a murine wound model of infection. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59 (10), 6484-6493 (2015).
  20. Maboni, G., et al. A novel 3D skin explant model to study anaerobic bacterial infection. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 7, 404(2017).
  21. Macneil, S. Progress and opportunities for tissue-engineered skin. Nature. 445 (7130), 874-880 (2007).
  22. Theuretzbacher, U., Outterson, K., Engel, A., Karlén, A. The global preclinical antibacterial pipeline. Nature Reviews Microbiology. 18 (5), 275-285 (2019).
  23. Miethke, M., et al. Towards the sustainable discovery and development of new antibiotics. Nature Reviews Chemistry. 5 (10), 726-749 (2021).
  24. Guedes, G. M. M., et al. Ex situ model of biofilm-associated wounds: Providing a host-like environment for the study of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa biofilms. Journal of Applied Microbiology. 131 (3), 1487-1497 (2021).
  25. Johnson, C. J., et al. Augmenting the activity of chlorhexidine for decolonization of Candida auris from porcine skin. Journal of Fungi. 7 (10), 804(2021).
  26. Horton, M. V., et al. Candida auris Forms High-Burden Biofilms in Skin Niche Conditions and on Porcine Skin. mSphere. 5 (1), 00910-00919 (2020).
  27. Ashrafi, M., et al. Validation of biofilm formation on human skin wound models and demonstration of clinically translatable bacteria-specific volatile signatures. Scientific Reports. 8, 1-16 (2018).
  28. Brackman, G., Coenye, T. In vitro and in vivo biofilm wound models and their application. Advances in Experimental Medicine and Biology. 897, 15-32 (2016).
  29. Rumbaugh, K. P., Carty, N. L. In Vivo Models of Biofilm Infection. Biofilm Infections. , Springer. New York, NY. 267-290 (2011).
  30. Boase, S., Valentine, R., Singhal, D., Tan, L. W., Wormald, P. J. A sheep model to investigate the role of fungal biofilms in sinusitis: Fungal and bacterial synergy. International Forum of Allergy & Rhinology. 1 (5), 340-347 (2011).
  31. Williams, D. L., et al. Experimental model of biofilm implant-related osteomyelitis to test combination biomaterials using biofilms as initial inocula. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 100 (7), 1888-1900 (2012).
  32. Scheerlinck, J. P. Y., Snibson, K. J., Bowles, V. M., Sutton, P. Biomedical applications of sheep models: From asthma to vaccines. Trends in Biotechnology. 26 (5), 259-266 (2008).
  33. Metcalfe, A. D., Ferguson, M. W. J. Tissue engineering of replacement skin: The crossroads of biomaterials, wound healing, embryonic development, stem cells and regeneration. Journal of the Royal Society Interface. 4 (14), 413-417 (2007).
  34. Kazemi-Darabadi, S., Sarrafzadeh-Rezaei, F., Farshid, A. A., Dalir-Naghadeh, B. Allogenous skin fibroblast transplantation enhances excisional wound healing following alloxan diabetes in sheep, a randomized controlled trial. International Journal of Surgery. 12 (8), 751-756 (2014).
  35. Martinello, T., et al. Allogeneic mesenchymal stem cells improve the wound healing process of sheep skin. BMC Veterinary Research. 14 (1), 1-9 (2018).
  36. Roberts, C. D., Windsor, P. A. Innovative pain management solutions in animals may provide improved wound pain reduction during debridement in humans: An opinion informed by veterinary literature. International Wound Journal. 16 (4), 968(2019).
  37. Mazzone, L., et al. Bioengineering and in utero transplantation of fetal skin in the sheep model: A crucial step towards clinical application in human fetal spina bifida repair. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 14 (1), 58-65 (2020).
  38. Olkowska, E., Gržinić, G. Skin models for dermal exposure assessment of phthalates. Chemosphere. 295, 133909(2022).
  39. Couto, N., et al. Label-free quantitative proteomics and substrate-based mass spectrometry imaging of xenobiotic metabolizing enzymes in ex vivo human skin and a human living skin equivalent model. Drug Metabolism and Disposition. 49 (1), 39-52 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Ex vivo wondmodelschaapshuidmodelantimicrobiële effectiviteitStaphylococcus aureus-infectiewondinfectiemodellead-optimalisatiehigh-throughputscreeningsterilisatie van de huidkweekbare plaatmethodehistologische kleuring
Een nieuw ex vivo schapenhuidwondmodel met hoge doorvoer voor het testen van opkomende antibiotica
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.