Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Isolatie en kweek van drie soorten mesenchymale stamcellen van de navelstreng

2.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64065

⸱

23 augustus 2022

 ,  , 
1Department of Obstetrics and Gynecology, the Third Affiliated Hospital, Soochow University, 2Department of Obstetrics and Gynecology, Nanjing First Hospital, Nanjing Medical University, 3Center for Reproductive Medicine and Obstetrics and Gynecology, Nanjing Drum Tower Hospital, Nanjing University Medical School

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft de isolatie en kweek van mesenchymale stamcellen uit de navelstrengslagaders, ader en gelei van Wharton.

Samenvatting

Mesenchymale stamcellen van de navelstreng (UC-MSC's) zijn een belangrijke celbron voor regeneratieve geneeskunde. UC-MSC's kunnen worden geïsoleerd uit de navelstreng Wharton's gelei, evenals uit de navelstrengslagaders en de navelstrengader. Ze staan bekend als perivasculaire stamcellen verkregen uit navelstrengslagaders (UCA-PSC's), perivasculaire stamcellen verkregen uit de navelstrengader (UCV-PSC's) en mesenchymale stamcellen verkregen uit Wharton's jelly (WJ-MSC's). UCA-PSC's en UCV-PSC's zijn pericyten die zijn afgeleid van perivasculaire regio's die voorlopers zijn van MSC's. Isolatie en kweek van de drie soorten cellen is een belangrijke bron voor het bestuderen van stamceltransplantatie en -herstel. Het huidige protocol richt zich op de isolatie en kweek van cellen door middel van mechanische scheiding, aanhangende cultuur en het uitkruipen van cellen. Door middel van deze techniek kunnen de drie verschillende soorten stamcellen worden afgeleid. Markers van het celoppervlak werden gedetecteerd door flowcytometrie. De stamcellen werden gedetecteerd voor multilineage-differentiatiepotentieel door adipogene, osteogene en neurale-achtige differentiatie, wat consistent is met het fenotype van MSC's. Dit experimentele protocol breidt de bron van UC-MSC's uit. Daarnaast biedt de celisolatiemethode een basis voor verder onderzoek naar regeneratieve geneeskunde en andere toepassingen.

Inleiding

Menselijke navelstreng mesenchymale stamcellen (UC-MSC's) worden veel gebruikt in de regeneratieve geneeskunde vanwege hun niet-invasieve werking, lage immunogeniciteit en gebrek aan ethische betwisting1. In veel onderzoeken kunnen UC-MSC's geïsoleerd uit Wharton's jelly (WJ) zich aan de wand hechten, multidifferentiatie ondergaan en markers van mesenchymale stamcellen (MSC's) tot expressie brengen2. Bijna alle MSC's zijn echter afkomstig uit het perivasculaire gebied3. Pericyten, als een subset van perivasculaire cellen, zijn voorlopercellen van MSC's4. Daarom kunnen UC-MSC's worden geïsoleerd uit de navelstreng WJ, navelstrengslagaders (UCA's) en navelstrengader (UCV), respectievelijk bekend als UCA-PSC's, UCV-PSC's en WJ-MSC's5. Deze methode was gericht op het isoleren en kweken van de drie verschillende soorten stamcellen. Het isolement en de cultuur van UCA-PSC's, UCV-PSC's en WJ-MSC's zijn erg belangrijk om meer bronnen van MSC's te bieden.

De huidige studie beschrijft de isolatie, cultuur en toekomstige toepassing van UCA-PSC's, UCV-PSC's en WJ-MSC's, die cellulaire adhesie hebben, de markers van MSC's tot expressie brengen en multidirectionele differentiatie hebben. De geïsoleerde stamcellen werden onder microscopie geobserveerd en onderworpen aan celcultuur, celpassage, celcryopreservatie en celherstel. De grondgedachte achter het gebruik van deze techniek waren cellen die uit weefsel kropen. Vergeleken met de vorige methode, zoals flowcytometrie of immunomagnetische kralentechnieken, die complex en duur waren6, kunnen de US-MSC's massaal worden geïsoleerd door de adherente scheidings- en celkruipmethode; Deze zijn gebruikt in de vorige studie5. Flowcytometrie-analyse werd uitgevoerd op de afgeleide stamcellen om te detecteren of deze cellen MSC-markers tot expressie brengen. Multidirectionele differentiatie van de stamcellen werd geïntroduceerd om te detecteren of de drie soorten cellen het potentieel hebben om te differentiëren in adipocyten, osteoblasten en neuroblasten. De isolatie en kweek van drie soorten stamcellen uit de navelstreng waren belangrijk bij klinisch gebruik en nuttig voor onderzoekers voor diverse toekomstige toepassingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele procedures werden goedgekeurd door de Clinical Research Ethics Committee, Third Affiliated Hospital, Soochow University. Geïnformeerde schriftelijke toestemming werd verkregen van de proefpersonen. Personen met een voldragen vaginale bevalling of keizersnede werden in de huidige studie opgenomen om de navelstreng te verkrijgen. De navelstreng is afkomstig van gezonde pasgeborenen zonder gendervooroordelen. De pasgeborene had een Apgar-score van 8-10. De Apgar-score is een snelle test voor pasgeborenen die kort na hun geboorte wordt gegeven. Deze test controleert de spierspanning, hartslag en andere tekenen van een baby om te zien of er aanvullende medische of spoedeisende zorg nodig is7. Aan de andere kant werden patiënten met ernstige ziekten, zoals hart-, lever-, nier- of andere infectieziekten, uitgesloten van de huidige studie.

1. Verzameling van menselijke navelstreng

  1. Plaats de navelstreng van de pasgeborene in fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) en vervoer deze bij 4 °C.
    OPMERKING: In dit onderzoek werden drie navelstrengen van drie donoren gebruikt.
  2. Verwijder het navelstrengbloed onmiddellijk onder steriele omstandigheden en knip langs de lange as van de bloedvaten in 20 cm van de navelstreng. Scheid de juiste 20 cm van de navelstrengslagaders en ader en verwijder de gelei van de Wharton voorzichtig op het oppervlak.
    OPMERKING: Uit elke regio werden explantatieculturen verkregen, in kleine stukjes gehakt (1-2 mm3) om kruisbesmetting tussen de drie soorten stamcellen te voorkomen.
  3. Snijd de navelstrengslagaders, ader en Wharton's jelly tot een grootte van 1-2 mm3 en inoculeer ze in celkweekschaaltjes van 100 mm. Voer de inoculatie van de navelstrengslagaders, ader en Wharton's jelly uit met behulp van een pincet volgens een eerder gepubliceerd rapport5. Verf de 100 mm kweekplaten niet voor.
    OPMERKING: Het interval tussen de navelstrengslagaders, ader of Wharton's jelly was ongeveer 1 cm. Een te lange verzameltijd voordat cellen worden gescheiden, kan de levensvatbaarheid en hoeveelheid van de cellen beïnvloeden. Het wordt aanbevolen om de slagaders en ader onmiddellijk van de navelstreng te scheiden. De ophaaltijd was maximaal 4 uur.

2. Isoleren en kweken van UCA-PSC's, UCV-PSC's en WJ-MSC's

  1. Plaats de celkweekschaaltjes 3 uur ondersteboven in een 5% CO2 -incubator bij 37 °C om ervoor te zorgen dat de navelstrengslagaders, ader en Wharton's jelly tissue stevig aan de celkweekschaaltjes hechten voordat het kweekmedium wordt toegevoegd.
    1. Zet de celkweekschaaltjes na 3 uur terug op de normale plaats. Voeg 5 ml celkweekmedium (LG-DMEM, 10% FBS, 100 IE/ml penicilline en 100 μg/ml streptomycine, zie materiaaltabel) toe aan het celkweekschaaltje.
  2. Voeg 3 ml en 2 ml van het kweekmedium toe aan de celkweekschaal op respectievelijk de 3een 7edag van de eerste week. Zorg ervoor dat u de weefselblokken van de navelstrengslagaders, de ader en de gelei van Wharton niet aanraakt.
  3. Vervang de helft van het vloeibare medium twee keer in de tweede week en het hele vloeibare medium twee keer in de derde week.
  4. Observeer de cellen die ongeveer 7 dagen na de kweek uit de weefselblokken kruipen en gooi de weefselblokken vervolgens weg wanneer de cellen na ~2 weken voor 80% zijn gefuseerd.
    1. Wanneer de cellen 100% gefuseerd zijn, passeer ze dan in een verhouding van 1:3 met 2 ml 0,05% trypsine na centrifugatie op 600 x g gedurende 4 minuten bij kamertemperatuur.
      OPMERKING: De primaire cellen geïsoleerd uit een navelstreng waren ongeveer 2 x 106 UCA-PSC's, 1 x 106 UCV-PSC's en 2 x 106 WJ-MSC's. De 2 x 106 UCA-PSC's, 1 x 106 UCV-PSC's en 2 x 106 WJ-MSC's werden geïsoleerd uit 20 cm navelstreng. De cellen kropen in alle drie de navelstrengen naar buiten, wat aangaf dat de resultaten tussen isolaties herhaalbaar waren.
    2. Zaai de cellen uit en houd een concentratie van 5 x 105/100cm2 in de kweekschaal aan. Bewaar de 5 x 105 cellen in 1 ml cryopreservatieoplossing (90% FBS, 10% DMSO). In de huidige studie werden cellen van de derde tot de vijfde passage gebruikt.

3. Detectie van MSC-oppervlaktemarkers door flowcytometrie

  1. Verteer de cellen van de derde generatie met 0,05% trypsine om een eencellige suspensie te verkrijgen. Centrifugeer de cellen bij 600 x g gedurende 4 minuten bij kamertemperatuur en gooi het bovenstaande celmiddel weg met behulp van een pasteurpipet. Resuspendeer vervolgens 1 x 105 cellen in 100 μL PBS (1% FBS). Beoordeel het aantal cellen door de cellen te tellen met behulp van een hemocytometer volgens een eerder gepubliceerd rapport8.
  2. Incubeer de 1 x 105 cellen met verschillende fycoerythrine-antilichamen tegen CD13 (FITC, 0,1 mg/ml), CD34 (FITC, 0,1 mg/ml), CD45 (FITC, 0,1 mg/ml), CD73 (FITC, 0,1 mg/ml) en HLA-DR (FITC, 0,1 mg/ml) in het donker gedurende 30 minuten. Incubeer voor controles 1 x 105 cellen met FITC-IgG (FITC Mouse Anti-Human IgG, 0,1 mg/ml) (zie materiaaltabel).
  3. Centrifugeer de cellen bij 600 x g gedurende 4 minuten bij kamertemperatuur en gooi het bovenstaande celmiddel vervolgens weg met behulp van een pasteurpipet. Resuspendeer 1 x 105 cellen in 500 μL PBS (1% FBS), detecteer met flowcytometrie en analyseer met FlowJo2 (zie materiaaltabel).

4. Differentiatie van UCA-PSC's, UCV-PSC's en WJ-MSC's in adipocyten

  1. Inoculeer de cellen van de derde generatie in platen met 24 putjes met een dichtheid van 6 x 104 cellen/cm2 met 500 μL celmedium (LG-DMEM, 10% FBS, 100 IE/ml penicilline en 100 μg/ml streptomycine, zie materiaaltabel) per putje in een 5% CO2 -incubator bij 37 °C.
  2. Verander het celmedium na 24 uur en verander de controlegroep naar celmedium (LG-DMEM, 10% FBS, 100 IE/ml penicilline en 100 μg/ml streptomycine). Voer de experimenten uit nadat de cellen voor 80% zijn versmolten in platen met 24 putjes.
    OPMERKING: De cellen in de groepen die adipogenese induceerden, werden veranderd in een adipogeen inductiemedium (adipogene differentiatiekit, zie Materiaaltabel). Het medium van de cellen in beide groepen werd elke 3 dagen veranderd.
  3. Observeer lipidedruppeltjes in cellen ongeveer 21 dagen na de inductie in de adipogene inductiegroep en beëindig vervolgens de adipogene inductie.
    OPMERKING: Het adipogene medium werd vervangen door celkweekmedium om de adipogene inductie 2,5 te beëindigen. Bovendien vertoonden de cellen in de controlegroep geen significante verandering.
  4. Was de cellen driemaal met PBS gedurende 5 minuten en fixeer vervolgens 15 minuten met 4% paraformaldehyde op kamertemperatuur. Was de cellen vervolgens drie keer met PBS gedurende elk 5 minuten.
  5. Gooi de PBS weg en droog de cellen ongeveer 20 minuten bij kamertemperatuur. Voeg vervolgens 500 μL olierode O-oplossing (0,5%) (zie Materiaaltabel) toe aan de put gedurende 10 minuten.
  6. Verwijder de olierode O-oplossing en was de cellen drie keer met PBS gedurende elk 5 minuten. Bekijk de cellen onder een microscoop.

5. Differentiatie van de stamcellen tot osteoblasten

  1. Doe 500 μL 0,1% gelatine (zie Materiaaltabel) per putje in 24-putjes kweekplaten en gooi het na 30 minuten weg.
  2. Inoculeer 6 x 10cellen van 4/cm2 van de derde generatie in kweekplaten met 24 putjes en voeg 500 μL celkweekmedium of osteogeen inductiemedium (Osteogenic Differentiation Kit, zie Materiaaltabel) toe aan elk putje in een 5% CO2 -incubator bij 37 °C. Vervang in de controlegroep het celkweekmedium elke 3 dagen, terwijl u ook het osteogene inductiemedium in de osteogene differentiatiegroep elke 3 dagen vervangt.
  3. Controleer na 3-4 weken op afzetting van zwart calcium in de cellen. Was het putje drie keer met PBS gedurende 5 minuten elk.
  4. Fixeer de cellen op kamertemperatuur met 4% paraformaldehyde gedurende 15 minuten en was met PBS drie keer gedurende 5 minuten elk. Voeg alizarine rode kleuringsoplossing (1%) toe aan het putje gedurende 20 minuten bij kamertemperatuur en gooi het dan weg.
  5. Bekijk de cellen na 30 minuten drogen bij kamertemperatuur onder een microscoop.

6. Differentiatie van de stamcellen tot neuronen

  1. Inoculeer de 6 x 104/cm2 cellen van de derde generatie in kweekplaten met 24 putjes, waar steriele afdekglaasjes behandeld met L-polylysine werden vervangen. Plaats de celklimvellen (zie Materiaaltabel) in de platen met 24 putjes om de cellen in neuronen te differentiëren. Kweek de cellen op de celklimvellen.
  2. Voeg vervolgens 500 μL celkweekmedium toe aan het putje en vervang het celkweekmedium na 24 uur door 500 μL neurogeen inductiemedium9 (zie Materiaaltabel).
  3. Voeg na inductie gedurende 24 uur 10-7 mol/L ATRA en 10 ng/ml bFGF (zie Materiaaltabel) toe aan de oplossing om de geïnduceerde differentiatie van neuronen te behouden.
  4. Beëindig de inductie wanneer duidelijke cellulaire synapsen worden gevormd. Controleer op de voor de hand liggende cellulaire synapsen met behulp van microscopietechniek (zie Materiaaltabel).
    OPMERKING: Immunofluorescentiekleuring werd gebruikt om neuronspecifieke markers van neuronspecifieke enolase (NSE, zie materiaaltabel) te identificeren, wat een marker is van neuronen2.
  5. Voer confocale beeldvorming uit op de celklimvellen.

7. Immunofluorescentie kleuring

  1. Nadat u de celkweekoplossing hebt weggegooid, wast u de cellen driemaal gedurende 5 minuten met 500 μL PBS.
  2. Voeg vervolgens 500 μL 4% paraformaldehyde toe aan de put en fixeer de cellen gedurende 45 minuten op kamertemperatuur.
  3. Was de cellen met PBS drie keer gedurende 5 minuten elk.
  4. Permeabiliseer de cellen met 100 μL 0,5% Triton-X bij kamertemperatuur gedurende 5 min.
  5. Was de cellen driemaal gedurende 5 minuten met 500 μL PBS met 1% BSA gedurende 5 minuten.
  6. Incubeer de cellen met 500 μL PBS met 3% BSA en 0,1% Triton X-100 per putje bij 37 °C gedurende 45 minuten om de niet-specifieke bindingsplaats te blokkeren.
  7. Verdun het primaire antilichaam tegen NSE (1:100, zie materiaaltabel) met PBS (1:100) met 1% BSA en 0,1% Triton X-100 en incubeer de cellen 's nachts met het primaire antilichaam bij 4 °C.
  8. Na het weggooien van het primaire antilichaam, wast u de cellen driemaal gedurende 5 minuten met 500 μL PBS met 1% BSA van 5 minuten.
  9. Verdun het fluorescerende secundaire antilichaam (goat Anti-Mouse IgG H&L, Alexa Fluor 488, zie Tabel of Materials) met PBS (1:200) met 1% BSA en 0,1% Triton X-100 bij 1:200, en incubeer de cellen met het secundaire antilichaam bij 37 °C in het donker gedurende 60 min.
  10. Was de cellen met 500 μL PBST (PBS met 0,1% Tween-20) per putje drie keer in het donker gedurende elk 5 minuten.
  11. Voeg vervolgens 200 μL DAPI-kleuring (PBST verdund, 0,1 μg/ml) toe aan het putje om de kern gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur zonder licht te kleuren.
  12. Was de cellen driemaal in het donker gedurende 5 minuten met 500 μL PBST.
  13. Voeg het anti-fluorescentie-blusmiddel toe aan de objectglaasje en dek het glaasje vervolgens voorzichtig af met een afdekglas. Voeg nagellakdruppels toe rond het dekglas om het te fixeren.
  14. Bekijk het glas met een confocale lasermicroscoop. Gebruik de volgende microscopie-instellingen: groen kanaal met 488 nm laser en DAPI-kanaal met 405 nm.

8. Proliferatietest

  1. Zaai 2 x 103 cellen per putje in platen met 96 putjes. Voeg 100 μL celkweekmedium toe aan elk putje.
  2. Voeg 10 μL Cell-counting kit-8 (CCK-8, zie Materiaaltabel) toe aan elk putje.
  3. Meet na 2 dagen incubatie de OD-waarde bij 450 nm op een microplaatlezer op dag 1-7.
  4. Analyseer de OD-waarden van de verschillende soorten stamcellen met behulp van statistische software (zie materiaaltabel) en presenteer ze als middel ± SD. Voer eenrichtingsanalyse van variantie (ANOVA) uit. Beschouw de P-waarde < 0,05 als statistisch significant.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Isolatie en kweek van UCA-PSC's, UCV-PSC's en WJ-MSC's uit de navelstreng
De navelstrengslagaders, de navelstrengader en de gelei van Wharton werden mechanisch gescheiden van de navelstreng en instukken van 2-3 cm gesneden. De afstand tussen slagaders, aders of Wharton's jelly tissue-blokken was ongeveer 1 cm, gerangschikt in een quincunxvorm (Figuur 1A-C). De drie soorten stamcellen werden geï...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie isoleerde drie verschillende soorten cellen uit de navelstrengslagaders, de ader en de gelei van Wharton. De navelstreng was afvalstof en het gebruik ervan was eenvoudig, veilig en zonder ethisch geschil5. UC-MSC's zijn origineel en hebben een sterk differentiatievermogen1. Eerdere studies hebben aangetoond dat de hoeveelheid UC-MSC's geïsoleerd uit navelstrengen door de verteringsmethode van collagenase, trypsine en hyaluronida...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs willen de steun erkennen van het Basic Research Project van het Changzhou Science and Technology Bureau onder subsidienummer CJ20200110 (aan YJY), de National Nature Science Foundation of China (82001629, XQS), het Youth Program of Natural Science Foundation of Jiangsu Province (BK20200116, XQS) en Jiangsu Province Postdoctoral Research Funding (2021K277B, XQS).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Adipogenic differentiatie kitGibcoA1007001Multidirectionele differentiatie
Alizarine rood kleuringsoplossingSigmaA5533Multidirectionele differentiatie
Antilichaam tegen CD13Thermo Fisher ScientificMA1-12034flow analyse
Antilichaam tegen CD34BD Biosciences560942flow analyse
Antilichaam tegen CD45BD Biosciences561865flow analyse
Antilichaam tegen CD73BD Biosciences940294flow analyse
Antilichaam tegen HLA-DRBD Biosciences555560flow analyse
Anti-fluorescentiekwelderAbcamAB103748Immunofluorescence
Anti-Muis IgG H&L (Alexa Fluor 488)abcamab150113Multidirectionele differentiatie
ATRASTEMCELL Technologies302-79-4celcultuur
bFGFGibco13256029Multidirectionele differentiatie
BSASigmaV900933Immunofluorescence
Cel incubatorThermo Fisher ScientificHERAcell 240icelcultuur
Celtellingskit-8DojindoCK04celproliferatie
CentrifugeThermo Fisher ScientificSorvall™ MTX-150celcultuur
DAPISigma10236276001Immunofluorescence
DMSOSigmaD1435celcultuur
FBSGibco10099141celcultuur
FITC Muis Anti-Human IgGBD Biosciences560952flow analyse
Flow CytometerThermo Fisher ScientificA24864flow analyse
FluorescentiemicroscoopThermo Fisher ScientificIM-5flow analyse
GelatineSigma48722Multidirectionele differentiatie
Leica MicroscoopLeicaDM500Multidirectionele differentiatie
LG-DMEM mediumGibco11-885-084celcultuur
MicroplaatlezerThermo Fisher ScientificA51119500Ccelproliferatie
Neurogene inductieGibcoA1647801Multidirectionele differentiatie
Oil red O oplossingSigmaO1516Multidirectionele differentiatie
Osteogene inductieCyagenHUXXC-90021Multidirectionele differentiatie
ParaformaldehydeSangon Biotech30525-89-4Immunofluorescence
Pasteur pipetBiosharpBS-XG-03Lcelcultuur
PBS (fosfaat gebufferde zoutoplossing)HycloneSH30256.LScelcultuur
Penicilline streptomycineHycloneSV30010celcultuur
Primair antilichaam tegen NSESanta Cruz Biotechnologysc-292097Multidirectionele differentiatie
SPSS 22.0IBMSPSS 22.0Statistische analyse
De celklimplatenCITOTEST Scientific80346-0910Multidirectionele differentiatie
TritonX-100Sangon Biotech9002-93-1Immunofluorescence
TrypsineGibco25300120celcultuur

Referenties

  1. Zhang, Y., et al. Comparison of the biological characteristics of umbilical cord mesenchymal stem cells derived from the human heterosexual twins. Differentiation. 114, 1-12 (2020).
  2. Yang, Y., et al. Transplantation of umbilical cord-derived mesenchymal stem cells on a collagen scaffold improves ovarian function in a premature ovarian failure model of mice. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Animal. 55 (4), 302-311 (2019).
  3. Sepulveda, R. V., et al. Canine umbilical cord perivascular tissue: A source of stem cells for therapy and research. Research in Veterinary Science. 129, 193-202 (2020).
  4. Ahmed, T. A., Shousha, W. G., Abdo, S. M., Mohamed, I. K., El-Badri, N. Human adipose-derived pericytes: biological characterization and reprogramming into induced pluripotent stem cells. Cellular Physiology and Biochemistry. 54 (2), 271-286 (2020).
  5. Xu, L., et al. Different angiogenic potentials of mesenchymal stem cells derived from umbilical artery, umbilical vein, and Wharton's jelly. Stem Cells International. 2017, 3175748(2017).
  6. Garikipati, V. N. S., et al. Isolation and characterization of mesenchymal stem cells from human fetus heart. PLoS ONE. 13 (2), -192244(2018).
  7. Simon, L. V., Hashmi, M. F., Bragg, B. N. APGAR Score. StatPearls. , Treasure Island, FL. (2022).
  8. Adler, E. M., Gough, N. R., Blundon, J. A. Differentiation of PC12 cells. Science's STKE. 2006 (351), (2006).
  9. Liang, X., et al. Bisphenol A and several derivatives exert neural toxicity in human neuron-like cells by decreasing neurite length. Food and Chemical Toxicology. 135, 111015(2020).
  10. Salehinejad, P., et al. Comparison of different methods for the isolation of mesenchymal stem cells from human umbilical cord Wharton's jelly. In Vitro Cellular & Developmental Biology Animal. 48 (2), 75-83 (2012).
  11. Ding, D. C., Chang, Y. H., Shyu, W. C., Lin, S. Z. Human umbilical cord mesenchymal stem cells: a new era for stem cell therapy. Cell Transplant. 24 (3), 339-347 (2015).
  12. Han, Y. F., et al. Optimization of human umbilical cord mesenchymal stem cell isolation and culture methods. Cytotechnology. 65 (5), 819-827 (2013).
  13. Esteves, C. L., et al. Equine mesenchymal stromal cells retain a pericyte-like phenotype. Stem Cells and Development. 26 (13), 964-972 (2017).
  14. Nagamura-Inoue, T., He, H. Umbilical cord-derived mesenchymal stem cells: Their advantages and potential clinical utility. World Journal of Stem Cells. 6 (2), 195-202 (2014).
  15. Mennan, C., et al. Isolation and characterisation of mesenchymal stem cells from different regions of the human umbilical cord. BioMed Research International. 2013, 916136(2013).
  16. Carvalho, M. M., Teixeira, F. G., Reis, R. L., Sousa, N., Salgado, A. J. Mesenchymal stem cells in the umbilical cord: phenotypic characterization, secretome and applications in central nervous system regenerative medicine. Current Stem Cell Research & Therapy. 6 (3), 221-228 (2011).
  17. Harichandan, A., Sivasubramaniyan, K., Buhring, H. J. Prospective isolation and characterization of human bone marrow-derived MSCs. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. 129, 1-17 (2013).
  18. Zhang, H., et al. Acceleration of fracture healing by overexpression of basic fibroblast growth factor in the mesenchymal stromal cells. STEM CELLS Translational Medicine. 6 (10), 1880-1893 (2017).
  19. Caplan, A. I. New MSC: MSCs as pericytes are Sentinels and gatekeepers. Journal of Orthopaedic Research. 35 (6), 1151-1159 (2017).
  20. Caplan, A. I. MSCs: the sentinel and safe-guards of injury. Journal of Cellular Physiology. 231 (7), 1413-1416 (2016).
  21. Tigges, U., Komatsu, M., Stallcup, W. B. Adventitial pericyte progenitor/mesenchymal stem cells participate in the restenotic response to arterial injury. Journal of Vascular Research. 50 (2), 134-144 (2013).
  22. Herrmann, M., et al. Pericyte plasticity-comparative investigation of the angiogenic and multilineage potential of pericytes from different human tissues. European Cells and Materials. 31, 236-249 (2016).
  23. Ahmed, T. A., El-Badri, N. Pericytes: The role of multipotent stem cells in vascular maintenance and regenerative medicine. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1079, 69-86 (2018).
  24. Greenberg, J. I., et al. A role for VEGF as a negative regulator of pericyte function and vessel maturation. Nature. 456 (7223), 809-813 (2008).
  25. Lin, S. L., et al. Targeting endothelium-pericyte cross talk by inhibiting VEGF receptor signaling attenuates kidney microvascular rarefaction and fibrosis. American Journal of Pathology. 178 (2), 911-923 (2011).
  26. Failla, C. M., Carbo, M., Morea, V. Positive and negative regulation of angiogenesis by soluble vascular endothelial growth factor receptor-1. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), 1306(2018).
  27. Kim, J. M., et al. Perivascular progenitor cells derived from human embryonic stem cells exhibit functional characteristics of pericytes and improve the retinal vasculature in a rodent model of diabetic retinopathy. STEM CELLS Translational Medicine. 5 (9), 1268-1276 (2016).
  28. Mills, S. J., Cowin, A. J., Kaur, P. Pericytes, mesenchymal stem cells and the wound healing process. Cells. 2 (3), 621-634 (2013).
  29. Dar, A., et al. Multipotent vasculogenic pericytes from human pluripotent stem cells promote recovery of murine ischemic limb. Circulation. 125 (1), 87-99 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

navelstrengstamcellenWharton-geleiperivasculaire stamcellencelisolatieadherente kweekmechanische scheidingflowcytometriemultilineage differentiatieregeneratieve geneeskunde

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.