Immunohistochemische methoden zijn nuttig in honingbijenonderzoek om het niveau van apoptose en necrose in de midgut- en hypofaryngeale klieren van volwassen bijen te detecteren en te beoordelen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Histologie Basics en celdooddetectie in honingbijenweefsel
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Honingbijen (Apis mellifera L.) in de korf (verpleegsters en andere bijenkorfbijen) en buiten de korf (foerageerders) worden blootgesteld aan klimaat- en weersveranderingen, verschillende pesticiden, pathogenen en ondervoeding, voornamelijk via de mond en voornamelijk van invloed op het spijsverteringskanaal van volwassen bijen. Om de effecten van dergelijke externe en interne stressoren op honingbijen te begrijpen en te voorkomen, is een nuttige onderzoeksmethode de immunohistochemische methode. Een basisprotocol wordt beschreven om de midgut (ventriculus) en hypofaryngeale klieren (HPG's) van volwassen bijen voor te bereiden op histologische analyse. Een gedetailleerde methodologie wordt beschreven om het niveau van celbeschadiging te beoordelen en necrose te onderscheiden van geprogrammeerde celdood (apoptose) als een natuurlijk proces van weefselregeneratie. De resultaten van volwassen honingbijenbehandeling met oxaalzuur en pesticiden (insecticide en acaricide) en de bepaling van celdood in de ventriculus en HPG's worden gepresenteerd. Ook de voor- en nadelen van de methodiek komen aan bod.
Inleiding
Honingbijen (Apis mellifera L.) zijn, naast andere wilde bestuivers, de belangrijkste bestuivers van landbouwgewassen. Gedurende duizenden jaren heeft de veranderende omgeving bijen beïnvloed om hun morfologie, fysiologie, gedrag en tolerantie aan te passen aan verschillende pathogenen en parasieten. Daarom hebben honingbijen een zeer divers scala aan soorten en ondersoorten over de hele wereld ontwikkeld1. Deze resultaten komen overeen met eerdere bevindingen, dat er genetische variatie is in de structuur van het spijsverteringskanaal van de honingbij, maar suggereren ook dat veranderingen van het midgut te wijten zijn aan omgevingsfactoren 2,3.
Het spijsverteringskanaal van de honingbij bestaat uit drie hoofdonderdelen: foregut, midgut (ventriculus) en hindgut4. De ventriculus is een essentieel orgaan voor de vertering van stuifmeel en nectar/honing; in het achterbeen vindt osmotische controle plaats door absorptie van water en ionen2. De hypofaryngeale klieren (HPG's) van honingbijwerkers bevinden zich in het hoofd en synthetiseren en scheiden koninginnengeleicomponenten af om het broed, de koningin en leden van de kolonie te voeden. Hun grootte verandert met leeftijd en taken en is afhankelijk van de juiste voeding (kwaliteit stuifmeel). Verpleegsters van 6 tot 18 dagen voeren broedopfok uit en de grootte van HPG's neemttoe met 5,6. Bij foerageerbijen degenereren de HPG's en scheiden ze alleen enzymen af die belangrijk zijn om de complexe suikers om te zetten in eenvoudige (α-glucosidases, leucine arylamidase, invertase) in honing7.
Honingbijen worden blootgesteld aan verschillende biotische en abiotische stressoren8, en het spijsverteringskanaal kan worden beïnvloed door verschillende negatieve stimulerende middelen. De eerste barrière die het organisme beschermt tegen pathogenen is het peritrofe membraan in het midgut, dat bestaat uit darmslijmvlies om te beschermen tegen pathogenen4. De ontwikkeling en functie van HPG's zijn afhankelijk van dieet, leeftijd en kolonieconditie9 en worden beïnvloed door insecticiden, acariciden10 en pathogenen 11,12,13. Acaricideresiduen in de korf als gevolg van varroabestrijding en pesticiden uit het milieu beïnvloeden foerageerbijen en verpleegbijen14,15. De grootste bedreiging voor honingbijenkolonies is de mijt Varroa-destructor, zowel als vector van virussen die bijdragen aan kolonieverliezen16 als als consument van het vetlichaam van de gastheer (een belangrijk vitaal orgaan in honingbijen), wat bijgevolg het lichaam en de koloniefuncties van het individu beïnvloedt17.
Intensieve landbouwgrondhabitats kunnen echter op korte termijn zorgen voor een voedselvoorziening voor honingbijen. Daarom moeten agromilieuregelingen de beschikbaarheid van honingbloemen in landbouwlandschappen vergroten18. Om de morfologie van verschillende ondersoorten 6,19,20,21 of subletale effecten van deze factoren op cel- of weefselniveau, met name midgut en HPG's, te beoordelen, zijn histologische en immunohistochemische methoden praktisch en voldoende nauwkeurig om te worden gebruikt in histologisch onderzoek bij honingbijen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
1. Basis histologie voor honingbijenonderzoek
- Dissectie van honingbijenweefsel
OPMERKING: Gebruik voor de dissectie van werkbijen een ontleedmicroscoop met een LED-lichtbron. De meest bruikbare vergroting is ~20x.- Manipulatie en dissectie
- Neem voorzichtig een werkbij met een tang en zet deze gedurende 2 minuten op ijs (of in de vriezer bij -20 °C) om hem te immobiliseren22. Pin de bij twee keer diagonaal door het bovenste achterste gedeelte van de thorax op de petrischaal, van links naar rechts en van rechts naar links.
- Giet insectenzout om het lichaam te bedekken. Plaats de petrischaal onder de microscoop, stel scherp en pas aan.
- Bereid de instrumenten voor (zie de materiaaltabel).
- Dissectie van midgut
- Begin met de buik door één punt van de schaar onder de tergite A5 (figuur 1) in het midden van de rechterkant van het bijenlichaam in te brengen. Gesneden naar de tergootS2.
- Houd het binnenste mes van de schaar parallel aan de zijkant van het lichaam om te voorkomen dat de inwendige organen worden beschadigd. Draai de schaar naar links en maak een knip; sla rechtsaf en maak nog een snede. Open voorzichtig het linkerdeel van de buik en speld het vast. Herhaal dit aan de andere kant.
- Gebruik een tang met één hand, trek de honingbijenmaag voorzichtig naar boven en snijd met een schaar in de andere hand helemaal aan het einde van de slokdarm. Trek de maag en het middendarm weg van de buik en snijd in het rectum. Gebruik een pipet met insectenzoutoplossing en verwijder eventuele uitwerpselen of delen van het weefsel.
- Dissectie van HPG's
- Immobiliseer een werkbij op ijs zoals beschreven in stap 1.1.1. Snijd de kop af en plaats deze op de kleinere plaat met de antennes naar boven gericht. Beveilig het hoofd met twee pinnen: een door het linker samengestelde oog en de tweede door het rechter samengestelde oog.
- Maak een snede over het eerste samengestelde oog aan de binnenkant van de pinnen, ga verder naar het labrum en maak vervolgens nog een snede aan de andere kant over het tweede samengestelde oog (figuur 2).
- Knip de antennes af. Til het masker af en knip waar het nog vastzit. Neem de tang en verwijder voorzichtig de klieren samen met de hersenen en een deel van de samengestelde ogen.
- Manipulatie en dissectie
- Fixatie, uitdroging en inbedding van paraffine
LET OP: Draag beschermende handschoenen.- Plaats het weefsel in penicillineflessen, 3/4 gevuld met 10% formaline. Bewaren in de koelkast bij 4 °C.
- Na 24 uur droogt u het weefsel uit in een reeks alcoholen: 70%, 80%, 90%, 100%, elk 1 uur, 100% 2-propanol gedurende 1 uur, 100% 2-propanol gedurende 12 uur en ten slotte 100% 2-propanol gedurende 1 uur.
- Plaats het weefsel in histocassettes; markeer en plaats ze in de glazen kamers met 2-propanol en paraffine (1:1) in een incubator bij 60 °C gedurende 24 uur.
- Verplaats de histocassettes naar een andere kamer met paraffine (I.) gedurende nog eens 24 uur. Herhaal de procedure met verse paraffine nogmaals tweemaal (II. en III.), beide gedurende 24 uur.
- Bereid ten slotte het montagestation voor en begin met het inbedden van het weefsel in was.
- Open elke histocassette en verwijder de klep. Vul de mal met was en leg het weefsel voorzichtig met een warme tang in het midden van de mal.
- Leg de histocassette op de vorm en bedek deze lichtjes met was. Plaats de mal onmiddellijk een paar seconden op het koude oppervlak van het montagestation en plaats deze vervolgens een paar minuten op de koude plaat totdat de was uithardt en zich samen en de histocassette van de mal scheidt.
- Bewaar de afgewerkte monsters in een doos, uit de buurt van stof en warmte.
- Snijd 4 μm dunne secties op een microtoom: eerst twee secties aan elkaar bevestigd en vervolgens één afzonderlijk. Breng de secties over met een tang en laat ze drijven op gedestilleerd water (42 °C) en verzamel ze vervolgens op schone glijbanen door twee secties samen aan de linkerkant van het objectiefglas en de derde aan de rechterkant te plaatsen, waarbij ze duidelijk gescheiden blijven. Laat de gemarkeerde dia's 's nachts op het verwarmingsapparaat achter en bewaar ze ten slotte in een doos die is bestemd voor histologiemonsters.
- Wasgoed en rehydratatie
LET OP: Draag beschermende handschoenen.- Bereid negen Coplin-potten en plaats de secties in een reeks opruimmiddelen (I., II., III.) gedurende elk 5 minuten.
- Doe in 2-propanol, ethanol 96% (I., II.), alcohol 90% en 80%, en gedestilleerd water gedurende 3 minuten elk.
- Verven met hematoxyline en eosine
LET OP: Draag beschermende handschoenen.- Bereid zes Coplin-potten.
- Voor hematoxyline en eosine (H &E) kleuring, plaats de ontwaste, gerehydrateerde secties in hematoxyline gedurende 5 minuten en plaats ze vervolgens voorzichtig onder het stromende leidingwater gedurende 2 minuten. Doe ze vervolgens 1 min in gedestilleerd water en 4 minuten in eosine (voor eosine is de Coplin-pot niet nodig).
- Plaats de dia's in ethanol 96% gedurende 1 min, vervolgens 2-propanol gedurende 2 minuten en ten slotte gedurende 2 minuten in het opruimmiddel.
- Voeg montagemedium en een afdekglas toe en laat ze drogen. Observeer onder een lichtmicroscoop.
Figuur 1: Dorsale weergave van het lichaam van honingbijen. A1-A7 tergites. De gedetailleerde instructies over honingbijdissectie zijn te vinden in Carreck et al.24. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Dorsale weergave van HPG's, delen van samengestelde ogen die aan de hersenen zijn bevestigd (niet zichtbaar). Een jonge werkbij van 5 tot 6 dagen heeft mollige en roomwitte HPG's. De acini bevinden zich op de hersenen en vullen het hoofdgebied met takken die de achterkant van de hersenen bereiken. Bij foeragerende bijen zijn deze klieren sterk gekrompen en laten ze alleen dunne draadachtige overblijfselen achter. Om deze reden is het beter om klieren samen met de hersenen te verwijderen om het gemakkelijker te maken bij verdere procedures om te voorkomen dat het weefsel verloren gaat. Schaalbalk = 500 μm. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
2. Celdooddetectie in weefselsecties
- Apoptose detectie kit (Assay A)
OPMERKING: Volg het protocol van de fabrikant (zie de tabel met materialen).- Bereid de Coplin potten.
- Dompel na het verwijderen en rehydrateren (zie stap 1.3) de dia's onder in 0,85% NaCl-oplossing en vervolgens in fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) (5 min).
- Zet de dia's in 4% paraformaldehyde 2 x 15 min.
- Plaats de dia's plat in de container en voeg 100 μL proteïnase K (20 μg/ml) oplossing toe en laat ze vervolgens 10-30 min staan.
- Plaats de dia's in PBS (5 min).
- Plaats de dia's in 4% paraformaldehyde in PBS (5 min).
- Dompel de dia's onder in PBS (2 x 5 min).
- Plaats de dia's plat in de container, voeg 100 μL equilibratiebuffer toe en laat ze 5-10 minuten staan.
- Voeg 100 μL TdT-reactiemengsel toe. Leg papieren handdoeken in de container, rond de glijbanen, bevochtig de handdoeken met water en dek af met plasticfolie. Incubeer dia's gedurende 60 min bij 37 °C.
- Plaats de glaasjes terug in het beitsrek en dompel ze gedurende 15 minuten onder in 2x zout-natriumcitraat (SSC).
- Dompel de dia's 3 x 5 minuten onder in PBS, vervolgens in 0,3% waterstofperoxide gedurende 3-5 minuten en vervolgens opnieuw in PBS, 3 x 5 min.
- Plaats de dia's opnieuw plat in de container, voeg 100 μL Streptavidin HRP (mierikswortelperoxidase) toe en laat 30 minuten staan (dek af met plasticfolie).
- Dompel de dia's 3 x 5 min onder in PBS.
- Plaats de dia's plat in de container en voeg 100 μL 3,3'-diaminobenzidine (DAB) oplossing toe. Zoek naar een lichtbruine achtergrond.
- Breng de dia's terug naar het rek en was ze meerdere keren in water (dubbel gedestilleerd).
- Monteer de dia's onder glazen afdekkingen in montagemedium en laat plat drogen.
- Observeer onder een lichtmicroscoop.
- Apoptose detectie kit (Assay B)
OPMERKING: Volg het protocol van de fabrikant (zie de tabel met materialen).- Bereid Coplin-potten.
- Bereid Proteïnase K (20 μg/ml verdund in PBS).
- Na het ontwasvrij maken en opnieuw hydrateren van de secties (stap 1.3), plaatst u de dia's gedurende 5 minuten in PBS.
- Plaats de dia's plat in de container en voeg Proteïnase K (20 μg/ml, 60 μL per monster van 5 cm²) toe.
- Was de dia's 2 x 2 min in gedestilleerd water.
- Doven in endogene peroxidase (in 3% waterstofperoxidase) bij kamertemperatuur.
- Spoel de dia's 2 x 5 min af met PBS of water.
- Plaats de dia's plat in de container en breng de equilibratiebuffer (75 μL/5 cm2) gedurende 10 s bij kamertemperatuur aan.
- Veeg voorzichtig rond het weefsel.
- Voeg het TdT-enzym (terminale deoxynucleotidyltransferase) toe aan elke sectie en incubeer in een bevochtigde kamer gedurende 1 uur bij 37 °C. Leg papieren handdoeken in de lade, rond de glijbanen, bevochtig de handdoeken met water en bedek ze met plasticfolie.
- Leg de monsters na de incubatie in het rek en laat ze in stop/wasbuffer (10 min).
- Verwarm het anti-digoxigenine conjugaat tot kamertemperatuur.
- Was de dia's in PBS (3 x 1 min).
- Veeg voorzichtig rond het weefsel af.
- Voeg twee druppels Anti-Digoxigenin-Peroxidase conjugaat (65 μL/5 cm²) toe aan de secties en incubeer gedurende 30 minuten in een bevochtigde container.
- Na het wassen in PBS 4 x 2 min, bereidt u peroxidasesubstraat met werksterkte en tikt u voorzichtig overtollige vloeistof af en zuigt u rond de sectie.
- Bedek de secties met peroxidasesubstraat (75 μL/5 cm²) en beits gedurende 5 min. Plaats een dia onder de microscoop en bepaal de optimale kleuringstijd.
- Was de dia's in een beitsrek in gedestilleerd water (3 x 1 min).
- Incubeer de dia's in gedestilleerd water gedurende 5 min.
- Counterstain met behulp van hematoxyline gedurende 2 min.
- Plaats de glijbaan 3 min onder stromend leidingwater.
- Was de glijbaan in gedestilleerd water.
- Monteer de dia's onder glazen afdekkingen in montagemedium en laat plat drogen.
- Observeer onder een lichtmicroscoop.
- Apoptose detectie kit (Assay C)
OPMERKING: Volg het protocol van de fabrikant (zie de tabel met materialen).- Bereid de Coplin potten.
- De was en rehydrateer de weefselsecties (zie stap 1.3).
- Incubeer het weefsel met Proteïnase K (15-30 min bij 37 °C).
- Plaats de dia's terug op het rek en spoel 2x in PBS.
- Dek af met 50 μL 'TUNEL-reactiemengsel'. Plaats natte papieren handdoeken in de container, bedek ze met plasticfolie en laat ze 60 minuten op 37 °C staan.
- Spoel 3x met PBS.
- Plaats de dia's in de container en droog het gebied rond het weefselmonster.
- Voeg 50 μL Converter-AP toe aan het monster en incubeer in een bevochtigde container gedurende 30 minuten bij 37 °C.
- Spoel 3x in PBS.
- Voeg 50-100 μL substraatoplossing toe en laat 10 minuten in het donker staan.
OPMERKING: Observeer de kleuring onder een lichtmicroscoop. - Spoel de dia's 3x af met PBS.
- Counterstain door secties gedurende 2 minuten over te brengen in hematoxyline en vervolgens gedurende 5 minuten voorzichtig af te spoelen in stromend leidingwater.
- Monteer de dia's onder glazen afdekkingen in een waterig montagemedium en laat ze plat drogen.
- Observeer onder een lichtmicroscoop. Beoordeel de aangetaste (positieve) cellen door 70 tot 100 cellen te tellen in elk monster van het midgut of HPG's onder een lichtmicroscoop.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Celdooddetectie in het midgut
Nieuw ontstane werkbijen (Apis mellifera carnica) uit de experimentele bijenstal van het Landbouwinstituut van Slovenië in Ljubljana werden individueel behandeld met 3% oxaalzuur (OA)23. OA wordt vaak gebruikt in de bijenteelt voor Varroa destructor controle. Na de behandeling werden de werkbijen (drie uit elke groep) geïmmobiliseerd op ijs. Het midgut werd ontleed en gefixeerd in 10% formaline. Het weefsel werd vervolgens uitgedr...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
In levende organismen wordt celdood gedefinieerd als apoptose of necrose25 en kan gepaard gaan met autofagie26. Het verschil tussen apoptotische en necrotische cellen is dat apoptose een vorm van geprogrammeerde celdood is en voorkomt in normale cellen, terwijl necrose optreedt als gevolg van dodelijke aandoeningen (bijv. Ongeval, ziekte)27,28. Apoptose kan worden gedetecteerd met behulp van testkits op basis van de...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteur heeft geen belangenconflicten.
Dankbetuigingen
Ik dank de steun van het Sloveense onderzoeksbureau, subsidie nr. P4-133.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 2-Propanol | |||
| ApopTag Peroxidase kit (ApopTag Peroxidase In Situ Apoptosis Detection) | Sigma-Aldrich | S7100 | Assay B, https://www.sigmaaldrich.com/SI/nl/product/mm/s7100?gclid=CjwKCA jw7vuUBhBUEiwAEdu2pPanI9SE j81ZTl-nLHEoxXAv7ViKwPA_QRx H7fciMRNcYwR7lbPQbhoCqcQQA vD_BwE; Positive controls included in S7101 |
| Covers | |||
| DeadEnd Colorimetric TUNEL system | Promega | G7360 | Assay A, https://worldwide.promega.com/products/cell-health-assays/apoptosis-assays/deadend-colorimetric-tunel-system/?catNum=G7360 |
| Dissecting microscope (voor bijen dissectie) | Zeiss | ||
| Gedestilleerd water | |||
| Inbeddingscassette | |||
| EnVision System alkalische fosfatase kit | Dako | ||
| Eosine Y-oplossing | Sigma-Aldrich | alcoholisch | |
| Ethanol | 95% (of minder zuiver), 90%, 80% | ||
| Faramount montagemedium, waterig | Dako | montagemedium | |
| Vlakmakend tafel | Leica | HI1220 | |
| Pincet (voor bijen dissectie) | Fine science tools | 11294-00 | Standaard #4 |
| Formaline 10% | Formaldehyde | ||
| Hematoxylinen | Sigma-Aldrich | ||
| HistoChoice Clearing Agent | Sigma-Aldrich | clearing agent | |
| Waterstofperoxide 3% | |||
| Incubator | BioRad | ||
| Insectenpinnen (voor bijen dissectie) | Entosphinx | 44594 | Insectenpinnen roestvrij staal – wit, maat 2 |
| ISCDDK, AP (In Situ Cell Death Detection Kit, Alkaline Phosphatase) | Roche | 11684809910 | Assay C, https://www.sigmaaldrich.com/deepweb/assets/sigmaaldrich/product/documents/362/737/11684809910b ul.pdf |
| KH2PO4 | |||
| Lab klok | |||
| Lichtmicroscoop | Leica | ||
| Microscoopglazen | Doos met de glazen moet worden bewaard in een plastic verpakking om stof te voorkomen | ||
| Microtoom | Leica | ||
| Modulaire weefselinbedding station | Leica | ||
| Na2HPO4 | |||
| NaCl | |||
| Paraformaldehyde 4% | |||
| Paraplast | Leica | ||
| Pasteur pipetten | 1.5 mL; 3 mL | ||
| PBS | |||
| Petrischaal (voor bijen dissectie) | Gevuld met condensatie silicon (Xantoprene L blauw en Universal vloeistof plus activator) | ||
| Proteinase K | Merck | 21627 | |
| Ringers' oplossing (voor bijen dissectie) | 7.5 g NaCl, 2.38 g Na2HPO4, 2.72 g KH2PO4, 1 L gedestilleerd water | ||
| Schaar (voor bijen dissectie) | Fine science tools | 1406-09, 14061-09 | Recht en gebogen, 9 cm |
| Universele vloeistof plus activator (voor bijen dissectie) | Kulzer | ||
| Klokkenmaker pincet (voor bijen dissectie) | Fine science tools | 91100-12 | |
| Waterbad | Leica | ||
| Waterverf borstel | 2x | ||
| Xantoprene L blauw (voor bijen dissectie) | Kulzer |
Referenties
- Ruttner, F. Naturgeschichte der Honigbienen. , Ehrenwirth. München. (1992).
- Jordan, R. Kleine Bienenkunde. Österreichischer Agrarverlag Wien München. , 41-45 (1964).
- Snodgrass, R. E. The Anatomy of the Honey Bee. The Hive and the Honey Bee. , Dadant and Sons. 111-113 (1975).
- Snodgrass, R. E. The Anatomy of the Honey Bee. , Cornell University Press. (2004).
- Hrassnigg, N., Crailsheim, K. Adaptation of hypopharyngeal gland development to the brood status of honeybee (Apis mellifera L.) colonies. Journal of Insect Physiology. 44 (10), 929-939 (1998).
- Smodiš Škerl, M. I., Gregorc, A. Characteristics of hypopharyngeal glands in honeybees (Apis mellifera carnica) from a nurse colony. Slovenian Veterinary Research. 52 (2), 67-74 (2015).
- Kubo, T. Change in the expression of hypopharyngeal-gland proteins of the worker honeybees (Apis mellifera L.) with age and/or role. Journal of Biochemistry. 119 (2), 291-295 (1996).
- Sammataro, D., Yoder, J. A. Honey bee colony health: Challenges and sustainable solutions. , Taylor & Francis Group. 302(2012).
- Crailsheim, K., Stolberg, E. Influence of diet, age and colony condition upon intestinal proteolytic activity and size of the hypopharyngeal glands in the honeybee (Apis mellifera L.). Journal of Insect Physiology. 35 (8), 595-602 (1998).
- Smodiš Škerl, M. I., Gregorc, A. Heat shock proteins and cell death in situ localisation in hypopharyngeal glands of honeybee (Apis mellifera carnica) workers after imidacloprid or coumaphos treatment. Apidologie. 41 (1), 73-86 (2010).
- Gregorc, A., Bowen, I. D. The histochemical characterisation of cell death in honeybee larvae midgut after treatment with Paenibacillus larvae, Amitraz and Oxytetracycline. Cell Biology International. 24 (5), 319-324 (2000).
- Higes, M., et al. Apoptosis in the pathogenesis of Nosema ceranae (Microsporidia: Nosematidae) in honey bees (Apis mellifera). Environmental Microbiology Reports. 5 (4), 530-536 (2013).
- Kurze, C., et al. Infection dynamics of Nosema ceranae in honey bee midgut and host cell apoptosis. Journal of Invertebrate Pathology. 154, 1-4 (2018).
- Johnson, R. M. Honey bee toxicology. Annual Review of Entomology. 60 (1), 415-434 (2005).
- Gashout, H. A., Guzman-Novoa, E., Goodwin, P. H. Synthetic and natural acaricides impair hygienic and foraging behaviors of honey bees. Apidologie. 51 (6), 1155-1165 (2020).
- McMenamin, A. J., Genersch, E. Honey bee colony losses and associated viruses. Current Opinion in Insect Science. 8, 121-129 (2015).
- Ramsey, S. D., et al. Varroa destructor feeds primarily on honey bee fat body tissue and not hemolymph. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 116 (5), 1792-1801 (2019).
- Requier, F., et al. Honey bee diet in intensive farmland habitats reveals an unexpectedly high flower richness and a major role of weeds. Ecological Applications. 25 (4), 881-890 (2015).
- Santos, C., Serrão, J. Histology of the ileum in bees (Hymenoptera, Apoidea). Brazilian Journal of Morphological Sciences. 23 (3), 405-413 (2006).
- Suwannapong, G., Saichon, C., Benbow, M. Histochemical comparison of the hypopharyngeal gland in Apis cerana Fabricius, 1793 workers and Apis mellifera Linnaeus, 1758 workers. Psyche: A Journal of Entomology. , (2010).
- Ceylan, A., Sevin, S., Özgenç, Ö Histomorphological and histochemical structure of the midgut and hindgut of the Caucasian honey bee (Apis mellifera caucasia). Turkish Journal of Veterinary and Animal Sciences. 43 (6), 747-753 (2019).
- Human, H., et al. Miscellaneous standard methods for Apis mellifera research. Journal of Apicultural Research. 52 (4), 1-53 (2013).
- Gregorc, A., Smodiš Škerl, M. I. Toxicological and immunohistochemical testing of honeybees after oxalic and rotenone treatments. Apidologie. 38 (3), 296-305 (2007).
- Carreck, N. L., et al. Standard methods for Apis mellifera anatomy and dissection. Journal of Apicultural Research. 52 (4), 1-40 (2013).
- Bowen, I. D., Bowen, S. M., Jones, A. H. Mitosis and apoptosis: Matters of Life and Death. , Chapman & Hall. London. (1998).
- Eisenberg-Lerner, A., et al. Life and death partners: apoptosis, autophagy and the cross-talk between them. Cell Death and Differentiation. 16 (7), 966-975 (2009).
- Bowen, I. D., Mullarkey, K., Morgan, S. M. Programmed cell death in the salivary gland of the blow fly Calliphora vomitoria. Microscopy Research Techniques. 34, 202-207 (1996).
- D'Arcy, M. S. Cell death: a review of the major forms of apoptosis, necrosis and autophagy. Cell Biology International. 43 (6), 582-592 (2019).
- Matylevitch, N. P., et al. Apoptosis and accidental cell death in cultured human keratinocytes after thermal injury. American Journal of Pathology. 153 (2), 567-577 (1998).
- Perry, S. W., Epstein, L. G., Gelbard, H. A. Simultaneous in situ detection of apoptosis and necrosis in monolayer cultures by TUNEL and trypan blue staining. BioTechniques. 22 (6), 1102-1106 (1997).
- Cuello-Carrion, F. D., Ciocca, D. Improved detection of apoptotic cells using a modified in situ TUNEL technique. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 47 (6), 837-839 (1999).
- Gregorc, A., Bowen, I. D. Programmed cell death in the honeybee (Apis mellifera L.) larvae midgut. Cell Biology International. 21 (3), 151-158 (1997).
- Gregorc, A., Pogačnik, A., Bowen, I. D. Cell death in honey bee (Apis mellifera) larvae treated with oxalic or formic acid. Apidologie. 35 (5), 453-460 (2004).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
