Hier beschrijven we een experimenteel model van een hartinfarct, een echocardiografieprocedure om cardiale remodellering en functie te bestuderen, en procedures voor het kwantificeren van fibrose en hypertrofie in rood gekleurde en met rhodamine bevlekte secties van picrosirius, evenals de grootte van het infarct en de expansie-index in plakjes gekleurd met Masson's trichroom.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Een experimenteel model van een hartinfarct voor het bestuderen van hartherstel en remodellering bij knock-outmuizen
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Hart- en vaatziekten zijn de meest voorkomende doodsoorzaak in westerse landen, waarbij acuut myocardinfarct (MI) de meest voorkomende vorm is. Dit artikel beschrijft een protocol voor het bestuderen van de rol van galectine 3 (Gal-3) in de temporele evolutie van hartgenezing en -remodellering in een experimenteel diermodel van MI.
De beschreven procedures omvatten een experimenteel model van MI met een permanente coronaire ligatuur bij mannelijke C57BL/6J (controle) en Gal-3 knock-out (KO) muizen, een echocardiografieprocedure om cardiale remodellering en systolische functie in vivo te bestuderen, een histologische evaluatie van interstitiële myocardiale fibrose met picrosirius rood gekleurde en rhodamine-geconjugeerde lectine-gekleurde secties voor het bestuderen van myocytenhypertrofie door het dwarsdoorsnedegebied (MCSA), en de kwantificering van de grootte van het infarct en cardiale remodellering (dunner worden van het litteken, dikte van het septum en expansie-index) door planimetrie in plakjes gekleurd met Masson's trichroom en trifenyltetrazoliumchloride. Gal-3 KO-muizen met MI vertoonden een verstoorde cardiale remodellering en een toename van de littekenverdunningsratio en de expansie-index. Bij het begin van MI werden ook de myocardfunctie en cardiale remodellering ernstig aangetast. 4 weken na MI werd ook de natuurlijke evolutie van fibrose bij Gal-3 KO-muizen met een infarct beïnvloed.
Samenvattend is het experimentele model van MI een geschikt model voor het bestuderen van de temporele evolutie van hartherstel en -remodellering bij muizen met de genetische deletie van Gal-3 en andere diermodellen. Het ontbreken van Gal-3 beïnvloedt de dynamiek van hartherstel en verstoort de evolutie van cardiale remodellering en functie na MI.
Inleiding
Myocardinfarct (MI) is de meest voorkomende vorm van hart- en vaatziekten. Na MI ondergaat het myocardium seriële morfologische en functionele veranderingen, waaronder de genezing van de MI-infarctzone, ventriculaire remodellering (VR) en myocardiale disfunctie1. De genezing van MI is een dynamisch en goed georkestreerd proces dat gepaard gaat met diepgaande inflammatoire infiltratie die eindigt in de vorming van een fibrotisch litteken 2,3. Het experimentele model van MI bij muizen wordt momenteel gebruikt voor het bestuderen van hartremodellering onder pathologische omstandigheden 4,5, en bewustzijn van het precieze chirurgische protocol is essentieel om een reproduceerbare en effectieve procedure te ontwikkelen voor het induceren van een permanente coronaire ligatuur. Deze methode is nodig om de genezing van MI en de relevantie ervan in de temporele evolutie van linkerventrikelremodellering (LVR) en de hartdisfunctie geassocieerd met MI te bestuderen.
Galectines zijn een groep lectines die specifieke koolhydraten herkennen in intracellulaire liganden, membraanreceptoren en extracellulaire glycoproteïnen. Galectine 3 (Gal-3) is een lid van deze familie die werkt door de herkenning en verknoping van N- en O-glycanen in glycoconjugaten op het celoppervlak, en het wordt op grote schaal tot expressie gebracht in het immuunsysteem6. Eerdere studies hebben de rol van Gal-3 als regulator van ontsteking en fibrose bij hart- en vaatziektenonderzocht 7,8,9,10,11,12. Aangezien het richten op de regulerende factoren van ontsteking tijdens genezing zeer relevant is, omdat ontsteking de evolutie van remodellering aanzienlijk kan beïnvloeden, wilden we een protocol beschrijven voor het bestuderen van de temporele evolutie van post-MI ventriculaire remodellering en de stappen en methoden om te bepalen hoe de genetische mutatie van Gal-3 de temporele evolutie van genezing in MI wijzigt en de cardiale remodellering en functie bij muizen beïnvloedt.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
OPMERKING: Alle experimenten die in dit protocol worden beschreven, zijn goedgekeurd door het Animal Care and Research Committee van de Universiteit van Buenos Aires (CICUAL), in overeenstemming met het Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals 13 van de National Research Council (VS)13. Gebruik voor de experimenten mannelijke, op leeftijd afgestemde C57BL/6J en Gal-3 KO-muizen (8-10 weken oud) met een gewicht van 30-35 g, die een betere manipulatie voor operaties mogelijk maken. Geef de dieren ad libitum toegang tot water en voedsel. De Gal-3 KO-muizen werden gefokt op een C57BL/6J-achtergrond in dezelfde bioresource-faciliteiten als de controlemuizen C57BL/6J.
1. Chirurgisch gebied en instrumenten
- Voordat u met de operatie begint, moet u controleren of de ventilator is aangesloten op een stroombron en correct werkt. Controleer of er voldoende verdovingsoplossing is. Bereid de oplossing op de dag van de operatie door het aantal te gebruiken dieren te berekenen.
- Controleer of alle chirurgische instrumenten zijn gesteriliseerd, inclusief roestvrijstalen scharen, microscharen, naaldhouders voor grote en kleine naalden, oprolmechanismen, extra scherpe, gebogen tangen, gekartelde pincetten en weefseltangen. Reinig het werkgebied met 70% ethanol.
- Zorg voor de beschikbaarheid van kleine wattenbolletjes, hysops en gaas voor onmiddellijke dichtschroeiing van mogelijke bloedingen.
- Bewaar kant-en-klare 10-0 tot 7-0 met siliconen beklede, gevlochten zijden hechtingen voor de ligatuur van de linker dalende kransslagader (LDA), nylon hechtdraad voor het sluiten van de thorax en linnen draad voor het sluiten van de huid.
2. Anesthesie en intubatie
- Weeg de muizen om de dosis anesthesie te bepalen.
- Verwarm een verwarmingskussen omgeven door een piepschuimbodem voor op 40 °C.
- Verdoof de muizen met intramusculaire toediening van 0,1 ml/10 g lichaamsgewicht van een oplossing die ketamine (65 mg/kg), xylazine (13 mg/kg) en acepromazine (1,5 mg/kg) bevat.
- Zodra de muis is verdoofd en voordat u met de chirurgische ingreep begint, controleert u de diepte van de verdoving door een licht pijnlijke stimulus op te wekken, bijvoorbeeld door met de vingers op de voeten te drukken. Als het dier op de stimulus reageert, pas dan de anesthesiediepte aan.
- Plaats de muis in dorsale decubitus en plak zijn poten vast aan de werkbasis boven het verwarmingskussen en plaats hem onder een binoculaire stereomicroscoop. Hyperstrek de nek uit met een draad die de maxillaire tanden vasthoudt die aan de werkbasis zijn bevestigd.
- Stel vervolgens, voor het intubatiegedeelte, de luchtpijpringen bloot via een minimale incisie in de nek en leid er doorheen met een intraveneuze katheter van 20 G die is aangesloten op een beademingsapparaat voor knaagdieren (ademvolume: 250 ml/slag) met een ademhalingsfrequentie van 34-38 cycli/min, zoals eerder beschreven14.
- Plaats het dier in laterale decubitus om de linker laterale thoracotomie uit te voeren in de vierde of vijfde intercostale ruimte. Maak een incisie in de huid van het dier; Observeer de spieren eronder en spreid ze voorzichtig om ze te scheiden van de thoracale wand om de intercostale ruimte duidelijk te zien. Zorg er nu voor dat het dier goed is aangesloten op de ventilator; Open vervolgens de intercostale ruimte door een gat te maken met de extra scherpe tang.
OPMERKING: De LDA moet identificeerbaar zijn langs de vrije linkerventrikelwand (LV) in de bovengenoemde intercostale ruimtes. - Voer de pericardiectomie uit en identificeer de LDA door de kransslagaders te contrasteren met de kransaders en de LDA-vertakking onder de linker oorschelp. Voer vervolgens de ligatuur van de LDA uit met behulp van de 8-0 Zijdedraad ~2 mm vanaf de rand van de oorschelp. Sluit ten slotte de thorax door lagen te leggen met behulp van de 6-0 zijden draad, sluit de ribben, zorg ervoor dat er geen pneumothorax in zit (doe dit voorzichtig door de longen te dwingen uit te zetten met de ventilator), en benader de spieren of hecht ze voordat u de huid sluit.
- Zodra de huid gesloten is, koppelt u de muis langzaam los van de ventilator in ventrale decubitus en verwijdert u de endotracheale tube wanneer de ademhalingsfrequentie is hersteld. Laat het dier in een rustige omgeving en bij voorkeur met een stabiele kamertemperatuur van 27 °C herstellen van de narcose.
- Wacht tot de dieren hersteld zijn van de anesthesie, hun ledematen beginnen te bewegen en tot hun normale ademhalingsfrequentie is hersteld. Verblijf ze vervolgens in individuele kooien tot het einde van het protocol.
- Voer dezelfde procedure uit op de controledieren of namaakdieren, maar zonder de ligatuur van de LDA.
3. Onderzoeksopzet
- Voor het testen van de temporele evolutie van genezing en ventriculaire remodellering na MI, randomiseert u de muizen in de volgende groepen:
- Om de vroege fase van ventriculaire remodellering na 1 week MI-evolutie te bestuderen, wijst u de muizen toe aan de volgende groepen: 1) C57 Sham (1 week); 2) Gal-3 KO Sham (1 week); 3) C57 MI (1 week); 4) Gal-3 KO MI (1 week).
- Om de late fase van ventriculaire remodellering na 4 weken MI te bestuderen, wijst u de muizen toe aan de volgende groepen: 5) C57 Sham (4 weken); 6) Gal-3 KO Sham (4 weken); 7) C57 MI (4 weken); 8) Gal-3 KO MI (4 weken).
4. Echocardiografie
OPMERKING: Voor echocardiogrammen van muizen moeten lineaire transducers van meer dan 10 MHz worden gebruikt voor een goede visualisatie van de wanddiameters en holtematen. Deze procedure kan worden uitgevoerd onder narcose met intraperitoneale (IP) avertin in een dosis van 1,15 ml/kg of bij dieren die bij bewustzijn zijn. Dit laatste kan echter leiden tot verstorende resultaten bij muizen met MI vanwege de stress en angst veroorzaakt door manipulatie.
- Om een muis te verdoven, pak je hem op, houd je hem met zijn rug naar de handpalm en draai je hem om om het oppervlak van de buik te bereiken. Injecteer in die positie de IP-anesthesie in een hoek van 45° tussen het dier en de onderhuidse naald.
- Zodra de muis is verdoofd, scheert u zijn borst en plaatst u de muis op een voorverwarmd verwarmingskussen in de dorsale decubituspositie. Om parasternale weergaven op de lange en korte as te verkrijgen, beweegt u de transducer 90°. Zodra de juiste asweergave is verkregen, plaatst u de cursor op het niveau van de papillaire spier, drukt u op de 2-D M-modustoets om de beelden vast te leggen en gebruikt u beeldanalysesoftware om de volgende parameters te meten:
- Meet de LV-afmetingen, inclusief de wanddikte (LVWT), de LV-gebieden zowel in systole (S) als diastole (D), en het linkerventrikelemeterdiastolische gebied (LVDA) en het systolische linkerventrikelgebied (LVSA) in ten minste drie slagen.
- Bereken daarnaast de ventriculaire functie aan de hand van de ejectiefractie (EF, %), de verkortingsfractie (SF, %) en de hartmassa (neem een niet-gecorrigeerde kubus aan) met behulp van vergelijking (1), vergelijking (2) en vergelijking (3), zoals eerder beschreven15.
SF (%) = ([LVEDD - LVESD]/LVEDD) × 100 (1)
EF (%) = ([LVDA - LVSA]/LVDA) × 100 (2)
LV massa = 1,055 × ([IVST + LVEDD + PWT]3− [LVEDD]3) (3)
Waarbij LVEDD de linkerventrikel einddiastolische diameter is, LVESD de linkerventrikel eindsystolische diameter, IVST de intraventriculaire dikte en PWT de achterwanddikte.
5. Histologie evaluatie
- Haal tijdens de autopsie het hart uit het dier door de borstkas van links naar rechts te openen en alle structuren eromheen door te snijden. Reinig het bloedstolsel dat zich in de holtes bevindt door lichte druk uit te oefenen met tissuepapier.
- Oogst en weeg het hart op een precisieweegschaal in het laboratorium. Dompel het minstens 72 uur onder in 10% formaldehyde bij kamertemperatuur. Snijd het hart handmatig van de top tot de basis in dwarse plakjes van 1 mm dik met een mes en verwerk de plakjes door ze in paraffine in te bedden. Maak met een microtoom seriële sneden in de in paraffine ingebedde secties van 5 μm dikte.
- Plaats elk deel tussen dia's en bevlek ze met hematoxyline en eosine (H&E), Masson's trichrome, rhodamine-geconjugeerde lectine-gekleurde secties, of Picrosirius rood15,16.
- Maak met behulp van een geschikte fotomicroscoop gedigitaliseerde beelden van 400x voor morfometrie, fibrose en MCSA-kwantificering. Controleer of de microscoop is aangesloten op een digitale camera en is aangesloten op een computer met beeldanalysesoftware. Zorg er voor elke morfometrische analyse voor dat de afbeeldingen zich in dezelfde gebieden bevinden, met een minimum van 10 velden met hoog vermogen van 400x per sectie (septum, infarctzone en afgelegen zone) en zonder overlapping van de velden.
- Om de MCSA te meten, moet u zich bewust zijn van de posities van de cardiale myocyten en alleen die myocyten tellen die transversaal zijn doorgesneden en omgeven door ten minste drie nabijgelegen haarvaten.
- Identificeer in de rood gekleurde plakjes van Picrosirius het litteken en het septum en breng het interstitiële collageen in beide zones in beeld. Upload de afbeeldingen naar de analysesoftware en open het drempeltabblad om alle positieve en negatieve collageengebieden te markeren Om de gegevens te verkrijgen, drukt u op het tabblad meten en slaat u de resultaten op. Gebruik voor de berekening van het percentage collageen per regio vergelijking (4) en voeg de collageenpositieve zones toe en deel deze door het totale weefsel, inclusief de collageenpositieve gebieden, zoals elders beschreven15,16.
Collageen (%) = Picrosirius rood gebied/Totaal weefselgebied (4) - Kwantificeer de MCSA op basis van de gedigitaliseerde beelden die zijn verkregen uit de met rhodamine geconjugeerde lectine gekleurde secties van de in paraffine ingebedde monsters. Om het juiste beeld te verkrijgen, gebruikt u beeldanalysesoftware om de rode contouren van de myocyten rond de celmembranen te traceren. Selecteer het gebiedstabblad , trek de contouren over en druk op de functie Tabblad meten . Sla ten slotte de resultaten van de celgebiedenop 16.
- Maak met behulp van een geschikte fotomicroscoop gedigitaliseerde beelden van 400x voor morfometrie, fibrose en MCSA-kwantificering. Controleer of de microscoop is aangesloten op een digitale camera en is aangesloten op een computer met beeldanalysesoftware. Zorg er voor elke morfometrische analyse voor dat de afbeeldingen zich in dezelfde gebieden bevinden, met een minimum van 10 velden met hoog vermogen van 400x per sectie (septum, infarctzone en afgelegen zone) en zonder overlapping van de velden.
6. Kwantitatieve bepaling van de grootte van het infarct en planimetrie om cardiale remodellering te evalueren
- Meet de grootte van het myocardinfarct, de wanddikte en de lengte van de endocardiale en epicardiale omtrek met behulp van planimetrie uit de histologische beelden van de trichroom gekleurde secties van de Masson, verkregen met een lichtmicroscoop (4x) en de juiste software.
- Identificeer voor de kwantificering van de grootte van het infarct de infarctzone (blauw) en de afgelegen zone (rood). Traceer en meet de totale lengte van de infarctzone en de afgelegen zone aan de endocardiale en epicardiale zijden. Bereken het gemiddelde van de endocardiale en epicardiale traceringen als percentage van de totale LV-omtrek17.
- Meet op dezelfde manier de littekendikte (het gemiddelde van vijf metingen op gelijke afstand) en de dikte van het septum (het gemiddelde van drie metingen op gelijke afstand) in een middengedeelte van het hart, en gebruik deze metingen om de littekendikteverhouding (vergelijking [5]) en de uitzettingsindex (vergelijking [6]18) te bepalen.
OPMERKING: Alle waarden kunnen in een werkblad worden vastgelegd.
Littekendikteverhouding = Littekendikte/Septum dikte (5)
Uitzettingsindex = (LV-holte/totaal LV-gebied) × (septumdikte/littekendikte) (6)
OPMERKING: Aangezien de remodellering de uitdijing kan wijzigen, wat resulteert in onderschatting of overschatting van de infarctgrootte, kan enige tijd nodig zijn om een proefexperiment uit te voeren voor het meten van de infarctgrootte na 24 uur, gevolgd door euthanasie. Verdoof het dier in dit geval met dezelfde IP-anesthesieoplossing die is gebruikt voor de MI-procedure.
- Plaats het dier in dorsale decubitus en intuber het zoals eerder beschreven. Zodra het dier is verdoofd, maakt u een diepe diagonale incisie die de huid, spieren en ribbenderen bereikt van de xiphoid apofyse tot de okselholte.
- Isoleer de aortaboog, maak een klein gaatje in de opgaande aorta en breng een katheter in om het hart te doordrenken met Evan's blauw. Verwijder vervolgens handmatig het bevlekte hart van het dier en snijd het met een scherp mes van de top tot de basis. Leg de hartschijfjes in 1% trifenyltetrazoliumchloride (TTC) in isotone fosfaatbuffer (pH 7,4) en incubeer gedurende 30 minuten 4 bij 37 °C om te bevestigen dat de dieren qua grootte van het infarct vergelijkbaar zijn.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Post-MI overleving en autopsie
Gedurende 4 weken follow-up werd 17% (4/23) van de C57-muizen versus 40% (8/20) van de Gal-3 KO-muizen dood aangetroffen. De autopsie werd uitgevoerd; de dode Gal-3 KO-muizen vertoonden grotere harten dan de C57-muizen (Figuur 1), en 38% van de C57-muizen vergeleken met 32% van de Gal-3 KO-muizen had macroscopische borststolsels die direct verband hielden met hartruptuur. Dit laats...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Het experimentele model van MI door permanente ligatuur van de kransslagader wordt gebruikt voor het bestuderen van een breed scala aan pathofysiologische mechanismen van hartherstel en -remodellering 5,14,17. Dit artikel geeft een overzicht van de verschillende methoden die momenteel in dit laboratorium worden gebruikt voor het bestuderen van de temporele evolutie van hartherstel en de effecten...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.
Dankbetuigingen
De auteurs waarderen de technische assistentie van Ana Chiaro dankbaar. Dit werk werd ondersteund door subsidies van het Argentijnse Agentschap voor de Bevordering van Wetenschap en Technologie (PICT 2014-2320, 2019-02987 en PICT 2018-03267 aan VM) en de Universiteit van Buenos Aires (UBACyT 2018-382 20020170100619BA aan GEG).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 8-0 zijdedraad | Ethicon | ||
| C57BL/6J muizen | Department of Bioresources of the Faculty of Veterinary of the University of Buenos Aires, Argentinië | ||
| Forceps | |||
| Hardvard 386 ademhalingstoestel | Hardvard company | ||
| Verwarmingskussen | onderhoud dier's temperatuur tijdens chirurgie | ||
| Image Pro-Plus 6.0 | Media Cybernetics | Beeldanalysesoftware | |
| Ketamine | Holiday | ||
| Masson Trichrome | BIOPUR | ||
| Picrosirius rood | BIOPUR | ||
| Spreiders | |||
| Rodent Ventilator Model 683 | Harvard Apparatus | Mechanisch ademhalingstoestel | |
| Schaar | |||
| Stereoscopisch vergrootglas | Arcano | ||
| Vivid 7 machine (General Electric Medical Systems, Horten, Noorwegen) | General Electric | Elke trackingsoftware kan worden gebruikt met dit protocol | |
| WGA nr. RL-1022, Vector Laboratories, Burlingame | Vector Laboratories | ||
| Xylazine | Pro-Ser |
Referenties
- Opie, L. H., Commerford, P. J., Gersh, B. J., Pfeffer, M. A. Controversies in ventricular remodelling. Lancet. 367 (9507), 356-367 (2006).
- Frangogiannis, N. G. The inflammatory response in myocardial injury, repair, and remodelling. Nature Reviews Cardiology. 11 (5), 255-265 (2014).
- Clarke, S. A., Richardson, W. J., Holmes, J. W. Modifying the mechanics of healing infarcts: Is better the enemy of good. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 93, 115-124 (2016).
- Cassaglia, P., et al. Genetic deletion of galectin-3 alters the temporal evolution of macrophage infiltration and healing affecting the cardiac remodeling and function after myocardial infarction in mice. American Journal of Pathology. 190 (9), 1789-1800 (2020).
- Seropian, I. M., et al. Galectin-1 controls cardiac inflammation and ventricular remodeling during acute myocardial infarction. American Journal of Pathology. 182 (1), 29-40 (2013).
- Yang, R. Y., Rabinovich, G. A., Liu, F. T. Galectins: Structure, function and therapeutic potential. Expert Reviews in Molecular Medicine. 10, (2008).
- Liu, Y. H., et al. N-acetyl-seryl-aspartyl-lysyl-proline prevents cardiac remodeling and dysfunction induced by galectin-3, a mammalian adhesion/growth-regulatory lectin. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 296 (2), H404-H412 (2009).
- Ibarrola, J., et al. Myocardial injury after ischemia/reperfusion is attenuated by pharmacological galectin-3 inhibition. Scientific Reports. 9, 9607(2019).
- de Boer, R. A., et al. Predictive value of plasma galectin-3 levels in heart failure with reduced and preserved ejection fraction. Annals of Medicine. 43 (1), 60-68 (2011).
- Li, S., Li, S., Hao, X., Zhang, Y., Deng, W. Perindopril and a galectin-3 inhibitor improve ischemic heart failure in rabbits by reducing Gal-3 expression and myocardial fibrosis. Frontiers in Physiology. 10, 267(2019).
- Mo, D., et al. Cardioprotective effects of galectin-3 inhibition against ischemia/reperfusion injury. European Journal of Pharmacology. 863, 172701(2019).
- Suthahar, N., et al. Galectin-3 activation and inhibition in heart failure and cardiovascular disease: An update. Theranostics. 8 (3), 593-609 (2018).
- US Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. National Academies Press. , National Research Council. Washington, DC. (2011).
- González, G. E., et al. Galectin-3 is essential for early wound healing and ventricular remodeling after myocardial infarction in mice. International Journal of Cardiology. 176 (3), 1423-1425 (2014).
- González, G. E., et al. Cardiac-deleterious role of galectin-3 in chronic angiotensin II-induced hypertension. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 311 (5), H1287-H1296 (2016).
- González, G. E., et al. Effect of early versus late AT-1 receptor blockade with losartan on postmyocardial infarction ventricular remodeling in rabbits. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 297 (1), H375-H386 (2009).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: A model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. 94 (94), (2014).
- Dai, W., Wold, L. E., Dow, J. S., Kloner, R. A. Thickening of the infarcted wall by collagen injection improves left ventricular function in rats: A novel approach to preserve cardiac function after myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 46 (4), 714-719 (2005).
- Jones, S. P., et al. The NHLBI-sponsored Consortium for preclinicAl assESsment of cARdioprotective therapies (CAESAR): A new paradigm for rigorous, accurate, and reproducible evaluation of putative infarct-sparing interventions in mice, rabbits, and pigs. Circulation Research. 116 (4), 572-586 (2015).
- Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1, 71-83 (2011).
- Yang, X. P., et al. Echocardiographic assessment of cardiac function in conscious and anesthetized mice. American Journal of Physiology. 277 (5), H1967-H1974 (1999).
- Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., Castro Brás, de, E, L., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), H733-H752 (2018).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
