Isolatie van voorwaardelijk vereeuwigde glomerulaire endotheelcellen van de muis met fluorescerende mitochondriën

Summary

Het artikel beschrijft de methode voor het isoleren van voorwaardelijk onsterfelijke glomerulaire endotheelcellen uit de nieren van transgene muizen die het thermolabiele simianvirus 40 en foto-activeerbare mitochondriën tot expressie brengen, PhAM^weggesneden. We beschrijven de procedure voor glomeruli-isolatie van hele nieren met behulp van kralen, spijsverteringsstappen, zaaien en kweken van GECs-CD31-positief.

Abstract

Glomerulaire endotheelcel (GEC) disfunctie kan glomerulaire filtratiebarrièreafbraak initiëren en eraan bijdragen. Verhoogde mitochondriale oxidatieve stress is gesuggereerd als een mechanisme dat resulteert in GEC-disfunctie in de pathogenese van sommige glomerulaire ziekten. Historisch gezien is de isolatie van GEC's van in vivo modellen notoir uitdagend vanwege moeilijkheden bij het isoleren van zuivere culturen uit glomeruli. GEC's hebben complexe groeivereisten in vitro en een zeer beperkte levensduur. Hier beschrijven we de procedure voor het isoleren en cultiveren van voorwaardelijk vereeuwigde GEC's met fluorescerende mitochondriën, waardoor mitochondriale splijting en fusiegebeurtenissen kunnen worden gevolgd. GEC's werden geïsoleerd uit de nieren van een dubbele transgene muis die de thermolabiele SV40 TAg (van de Immortomouse) tot expressie bracht, voorwaardelijk proliferatie bevorderde en celdifferentiatie onderdrukte, en een foto-converteerbaar fluorescerend eiwit (Dendra2) in alle mitochondriën (van de foto-activeerbare mitochondriën [PhAM^weggesneden] muis). De gegenereerde stabiele cellijn maakt celdifferentiatie mogelijk na inactivatie van het vereeuwigende SV40 TAg-gen en fotoactivering van een subset van mitochondriën die een omschakeling in fluorescentie van groen naar rood veroorzaken. Het gebruik van mitoDendra2-GEC's maakt live beeldvorming mogelijk van de distributie, fusie en splijting van fluorescerende mitochondriën zonder de cellen te kleuren.

Introduction

De glomerulus is van cruciaal belang voor bloedfiltratie door de doorgang van grote moleculen door de glomerulaire filtratiebarrière^{te beperken 1,2}. De glomerulus bevat vier celtypen: pariëtale epitheelcellen, podocyten (viscerale epitheelcellen), glomerulaire endotheelcellen (GEC) en mesangiale cellen³. Het glomerulaire endotheel wordt gekenmerkt door een unieke vasculaire structuur, volgens de aanwezigheid van fenestrae die nodig is voor grote filtratievolumes⁴. Het apicale oppervlak van het glomerulaire endotheel is bedekt met een negatief geladen glycocalyxlaag en een laag die de endotheeloppervlaklaag wordt genoemd en die een ruimte creëert tussen het endotheel en bloed. Deze structuur biedt een selectiviteit met een hoge lading die de doorgang van negatief geladen moleculen zoals albumine beperkt en leukocyten- en bloedplaatjesadhesie^{voorkomt 5}.

GEC's zijn erg gevoelig voor metabole veranderingen, zoals de hyperglycemie geassocieerd met het diabetische milieu. Inderdaad, diabetes leidt tot een verhoogde circulatie van schadelijke stoffen, de verzadiging van glucosemetabolismeroutes en een verstoorde cellulaire redoxbalans ^3,6. Bovendien induceert de toename van reactieve zuurstofsoorten mitochondriale disfunctie, die de endotheelfunctie beïnvloedt⁷.

Het algemene doel van het huidige protocol is om onsterfelijk gemaakte glomerulaire endotheelcellen te isoleren met fluorescerende mitochondriale kenmerken. Inderdaad, de celcultuur van primaire GEC's heeft een beperkte proliferatieve cyclus en vroege senescentie⁸. Bovendien helpt de aanwezigheid van fluorescerende mitochondriën bij het onderzoeken van splijtings- en fusiegebeurtenissen als reactie op hyperglykemie of een andere behandeling. Als alternatieve methode gebruikten andere laboratoria h-TERT om cellen in vitro te vereeuwigen ⁹.

De hier beschreven methode maakt de isolatie mogelijk van voorwaardelijk vereeuwigde mitoDendra2 glomerulaire endotheelcellen van 4-6 weken oude dieren (figuur 1). Dit gedetailleerde protocol beschrijft het gebruik van transgene muizen (H-2K b-tsA58) die het simian virus 40 large tumor antigen (SV40 TAg) gen^10,11 herbergen voor het genereren van thermolabiele voorwaardelijk vereeuwigde cellen. Het tsA58 TAg-genproduct is functioneel bij de permissieve temperatuur van 33 °C onder controle van de induceerbare 5'-flankerende promotor van het H-2K^b-gen van de muis, dat bij blootstelling aan interferongamma (IFNγ) boven basale niveaus wordt verhoogd, waardoor het voorwaardelijke proliferatiefenotype¹² behouden blijft. H-2K^b wordt snel afgebroken bij de niet-permissieve temperatuur van 37 °C in afwezigheid van IFNγ, waardoor de onsterfelijkheidsfunctie van de tsA58Tag in cellen wordt verwijderd en de cellen een meer gedifferentieerd fenotype ^13,14,15 kunnen ontwikkelen. Optionele kruising van H-2Kb-tsA58 transgene muizen met PhAM-muizen, die een mitochondria-specifieke (subeenheid VIII van cytochroom c-oxidase) Dendra2-green tot expressie brengen, maakt de live detectie van fluorescerende mitochondriën^{mogelijk 16}. Dendra2 groene fluorescentie schakelt over naar rode fluorescentie na blootstelling aan een 405 nm laser¹⁶. Wanneer mitochondriën fuseren na het wisselen van foto's, vormen ze langwerpige vormen die geel lijken door de uitwisseling van groen en geel materiaal of rood lijken wanneer ze splijting ondergaan ^7,17. De mitoDendra2-GEC's zijn een geweldig hulpmiddel voor het bestuderen van de cellulaire reacties van GEC-mitochondriën op verschillende stimuli.

Protocol

Alle hier beschreven dierprocedures zijn goedgekeurd door de IACUC aan de Icahn School of Medicine op de berg Sinaï. We gebruikten drie mannelijke muizen (H-2Kb-tsA58 transgene muizen met foto-activeerbare mitochondriën [PhAM]) gekocht bij Jackson lab en hielden een normaal chow-dieet.

1. Arbeidsomstandigheden en voorbereidingen

1. Reinig de werkruimte in de laminaire stromingskap met 70% ethanol en UV-C-licht.
2. Bereid de wasbuffers van de kraal voor. Maak buffer-1 met 0,1 M natriumfosfaat bij pH 7,4-8,0, buffer-2 met 1x fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) zonder calcium en magnesium aangevuld met 0,1% runderserumantigeen (BSA), 3 mM EDTA, pH 7,4 en buffer-3 met 0,2 M Tris met 0,1% BSA, pH 8,5.

2. Magnetische deeltjesconcentrator

1. Bereiding van magnetische kralen
   1. Meng in een microcentrifugebuis van 1,5 ml voorzichtig 200 μL magnetische kralen (4 x 10⁸ kralen) met 200 μL buffer-1.
      OPMERKING: Bereid 200 μL magnetische kralen per muis 1 dag voor het oogsten van het weefsel. De kralen zullen worden gebruikt om de glomeruli te oogsten.
   2. Plaats de buis gedurende 1 minuut in een magnetische deeltjesconcentrator en zuig het supernatant vervolgens voorzichtig aan. Verwijder de buis van de magneet en resuspenseer de gewassen kralen in 200 μL buffer-1.
   3. Plaats de buis met de magnetische kralen gedurende 1 minuut in de magnetische deeltjesconcentrator en zuig het supernatant voorzichtig aan.
   4. Inactiveer de vrije tosylgroepen door de magnetische kralen 2x, 5 min elk te wassen, met behulp van 200 μL buffer-2 door de buis in de magnetische deeltjesconcentrator te plaatsen en de buffer weg te gooien.
   5. Incubeer de magnetische kralen in 200 μL buffer-3 gedurende 24 uur bij 4 °C, of gedurende 4 uur bij 37 °C, om de resterende vrije tosylgroepen te inactiveren. Plaats de buis gedurende 1 minuut in de magnetische concentrator, zuig het supernatant voorzichtig aan en gooi het weg.
   6. Was de magnetische kralen 1x met 200 μL buffer-2 gedurende 5 min bij 4 °C. Plaats de buis terug in de magnetische concentrator gedurende 1 min en zuig het supernatant voorzichtig aan. Verwijder de buis uit de magnetische concentrator en resuspenseer de magnetische kralen in 200 μL buffer-2 om 4 x 10⁸ kralen / ml te verkrijgen.
      OPMERKING: In dit stadium is het mogelijk om de kralen maximaal 15 dagen bij 4 °C te laten.

3. Isolatie van glomerulaire cellen van muizennieren

1. Bereid het perfusiemateriaal voor: 30 ml spuit, 25 G vlindernaald. Bereid het isolatiemateriaal voor: steriele schaal van 10 cm, scalpel, magnetische deeltjesconcentrator, 40 μm celzeef, 100 μm celzeef.
2. Bereid 100 ml 1x Hank's Balanced salt solution (HBSS) aangevuld met 1% antibiotica en pas de pH aan op 7,35. Filtreer de oplossing met een filter van 0,2 μm en bewaar deze onder de kap om verontreiniging te voorkomen.
3. Meng 200 μL magnetische kralen uit stap 2.1.6 met 20 ml 1x HBSS.
   OPMERKING: Voor elke muis is 200 μL kralen verdund in 20 ml HBSS 1x nodig.
4. Bereid een aliquot van 1 ml collagenase type II (125 CDU/mg) bij 1 mg/ml in 1x HBSS-oplossing, pH 7,35. Verwarm de RPMI met 10% FCS medium in een waterbad bij 37 °C. Verwarm het endotheelcelkweekmedium voor bij 37 °C (zie Materiaaltabel voor meer informatie).
   OPMERKING: De RPMI zal worden gebruikt om het collagenase te neutraliseren.
5. Bekleed twee putjes van een 6-wells plaat vooraf met 2 ml collageen IV (1 ml / put) gedurende 45 minuten bij kamertemperatuur. Was de plaat 3x met 1x PBS om het azijnzuur te verwijderen dat wordt gebruikt om het collageen te verdunnen. Gebruik de gecoate platen onmiddellijk of bewaar ze bij 2-8 °C gedurende maximaal 4 weken.
   OPMERKING: Het afdichten van de plaat(en) met een transparante film heeft de voorkeur om uitdroging te voorkomen. De collageencoating vergemakkelijkt de hechting van cellen aan de plaat.
6. Reinig en steriliseer alle chirurgische instrumenten in figuur 2 door 70% ethanol te gebruiken en vervolgens gedurende 30 minuten te autoclaveren. Reinig de chirurgische werkruimte met 70% ethanol.
7. Verdoof de muizen met een intraperitoneale injectie van ketamine/xylazine (10 mg/ml ketamine en 1 mg/ml xylazine). Om te bevestigen dat het dier volledig verdoofd is, controleert u op de teenknijpreflex.
8. Bevestig de poten van de muis met naalden van 19 G om hem op zijn plaats te houden op een dissectieplatform. Reinig de borst en de buik met 70% ethanol en open de buik langs de borst met een schaar a (figuur 2).
9. Steek een vlindernaald in de linker ventrikel (figuur 3A) en injecteer ongeveer 100 μL van de kraaloplossing (vanaf stap 1.2) om de bloedcirculatie uit te breiden.
10. Breek de inferieure vena cava onder de nieren voorzichtig met een naald van 19 G (figuur 3A). Ga verder met de perfusie die is geïnitieerd in stap 3.9.
    OPMERKING: Als alternatief kan een minipomp worden gebruikt op snelheid: 18,0+, tijd: 5 min. Een goede perfusie is belangrijk om een groot aantal glomeruli met magnetische kralen te oogsten. Dit is een non-survival/ terminale procedure.
11. Verwijder het vetweefsel voorzichtig met een pincet en snijd beide nieren weg met een dunne chirurgische schaar c (figuur 2) en leg ze in een plaat met 1 ml 1x HBSS op ijs. Gehakt de nier met een schaar b (figuur 2) en vervolgens met een steriel scalpel tot 1 mm kleine stukjes zoals weergegeven in figuur 3B.
12. Incubeer vervolgens de gehakte nier met 1 ml collagenase type II uit stap 3.4 gedurende 35 minuten bij 37 °C met voorzichtig kantelen met behulp van een horizontale schudder. Het weefsel moet na deze stap volledig worden verteerd, zoals weergegeven in figuur 3C.
13. Voeg 4 ml RPMI toe met 10% FBS (uit stap 3.4) om het collagenase te neutraliseren. Filter het verteerde weefsel door een steriele celzeef van 100 μm in een buis van 50 ml. Gebruik de bodem van een steriele microcentrifugebuis van 1,5 ml om het verteerde weefsel tegen de zeef te roeren om de glomeruli door te laten.
14. Spoel de celzeef af met 15 ml 1x HBSS en centrifugeer vervolgens de doorstroom bij 200 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur. Op dit punt bevat de pellet drie lagen; de kralen met glomeruli zijn zichtbaar in de middelste laag van de buis, de bovenste laag bestaat uit kleinere structuren zoals buisjes en de onderste laag is puin (figuur 3D).
15. Zuig het supernatant en de bovenste witte laag voorzichtig aan. De resterende pellet bevat de kralen met de glomeruli en puin (figuur 3D). Resuspendeer de pellet met 1,5 ml 1x HBSS en breng over in een buis van 2 ml.
16. Plaats de buis in de magnetische concentrator (figuur 3E), aspirateer het supernatant en was de kralen vervolgens 2x met 1 ml 1x HBSS; plaats in dit stadium 20 μL van de celsuspensie op een dia om de aanwezigheid van glomeruli onder de microscoop te verifiëren (figuur 3F; een glomerulus [zwarte pijl] en enkele kralen [gele pijlen] in de suspensie).
17. Zuig het supernatant voorzichtig aan, resuspendeer de pellet in endotheelcelgroeimedium (Tabel met materialen) en breng het over naar een schone buis van 2 ml. Voeg 2 μL IFNγ (100 U/ml) toe aan de buis en plaats de cellen op een putje van een 6-wells plaat. Incubeer de cellen bij 33 °C.
18. Na 3 dagen cultuur, verander het medium voorzichtig door 1 ml van het medium uit te pipetteren en te vervangen door 1 ml verse media. In dit stadium zijn de cellen heterogeen met een mengsel van glomerulaire cellen (figuur 4G).
    OPMERKING: In de ontgroeiende cultuur zal er een mix van glomerulaire cellen en enkele magnetische kralen zijn (figuur 4G). Merk op dat alle cellen groene, fluorescerende mitochondriën moeten vertonen.
19. Na 7 dagen kweek, aspirateer het medium volledig en vervang het door een verse 2 ml endotheelcelgroeimedium aangevuld met IFNγ (100 U / ml). In dit stadium beginnen de cellen zich te vermenigvuldigen, maar zijn ze nog steeds heterogeen (figuur 4A).
20. Na 10 dagen cultuur wanneer de cellen ~ 80% confluency bereiken, passeert u de cellen met behulp van trypsine zoals beschreven in stap 5.1 en brengt u ze vervolgens over in een T25-kolf bedekt met collageen IV.
21. Na 1 week (totaal ~ 21 dagen cultuur), passeren de cellen naar een T75-kolf bedekt met collageen IV.

4. Voorbereiding van kralen voor endotheelcelisolatie

1. Begin met het coaten van de schapen anti-rat kralen met een rat anti-muis CD31 antilichaam ^3,18,19. Gebruik 10 μL kralen voor elke T75 kolf.
2. Was 10 μL kralen 3x met 200 μL 1x PBS aangevuld met 0,1% BSA, 2 mM EDTA, 1% penicilline/streptomycine. Plaats de buis in de concentratormagneet om de wasbuffer elke keer te pipetteren.
3. Resuspendeer de kralen in 200 μL PBS, 1% BSA, 2 mM EDTA, 1% penicilline /streptomycine. Voeg 4,8 μL rat anti-muis CD31 antilichaam ^7,18,19 toe, plaats de tube op een horizontale shaker en meng voorzichtig gedurende 1 uur bij kamertemperatuur en houd de tube dan een nacht op 4 °C.

5. Het isoleren van de glomerulaire endotheelcellen met CD31-gecoate kralen

1. Voeg 3 ml 0,25% trypsine toe aan een T75-kolf en incubeer de cellen bij 37 °C gedurende 5 minuten. Neutraliseer het trypsine met 3 ml endotheelgroeimedium, breng de cellen over naar een buis van 15 ml en centrifugeer vervolgens bij 200 x g gedurende 5 minuten.
2. Aspirateer het supernatant en was de cellen in 1 ml PBS met 1% BSA, 2 mM EDTA, 1% penicilline / streptomycine. Centrifugeer bij 200 x g gedurende 5 min.
3. Resuspendeer de pellet in 200 μL gecoate kralen bereid in stap 4 en voeg 800 μL PBS toe met 1% BSA, 2 mM EDTA, 1% penicilline / streptomycine. Incubeer de cellen gedurende 45 minuten met continu schudden bij 37 °C, 5% CO₂.
4. Plaats de tube in de magnetische concentrator en was de cellen 4x met 1x PBS met 1% BSA, 2 mM EDTA, 1% penicilline/streptomycine. Resuspendeer de cellen in 3 ml endotheel groeimedium aangevuld met 100 U / ml IFNγ.
5. Plaat 1,5 ml cellen/put in collageen IV-gecoate putten op een 6-wells plaat. Kweek de cellen onder permissieve omstandigheden bij 33 °C.
   OPMERKING: De geïsoleerde cellen brengen simian virus 40 (SV40) groot T-antigeen tsA58 tot expressie, waardoor de activering van continue proliferatie bij 33 °C (permissieve toestand) mogelijk is.
6. Verwijder na 4 dagen in cultuur 750 μL van het medium en vervang het door hetzelfde volume vers medium aangevuld met 100 U/ml IFNγ.
7. Controleer na 10 dagen tot 14 dagen cultuur op groeiende CD31-positieve GECs-kolonies (figuur 4C) die fluorescerende mitochondriën tot expressie brengen met behulp van een epifluorescentiemicroscoop met een 488 nm-filter.
8. Na 21 dagen cultuur kunnen de cellen 80% -90% samenvloeiing hebben bereikt; breng ze over in een T25-kolf. Na het bereiken van confluency kunnen cellen worden onderhouden met RPMI-groeimedium en 10% FCS.
   OPMERKING: Voordat de cellen samenvloeiing bereiken, kunnen ze er heterogeen uitzien (figuur 4B). Zodra ze echter samenvloeien, krijgen ze een geplaveide morfologie.
9. In dit stadium kunnen de cellen worden gecryopreserveerd. Voeg bij het bereiken van 80% samenvloeiing 3 ml 0,25% trypsine toe aan de cellen en incubeer ze bij 37 °C gedurende 5 minuten. Neutraliseer het trypsine met een gelijk volume groeimedium aangevuld met 10% FBS.
10. Centrifugeer bij 200 x g gedurende 5 min. Gooi het supernatant weg en resuspenseer de cellen in 3 ml vriesmedium (RPMI, 20% FBS, 10% DMSO). Aliquot de cellen in cryo-buizen en sla ze op in vloeibare stikstofdamptemperatuur.

6. Het cultiveren van de mitoDendra2-GECs

1. Ontdooi de cellen uit het cryoaliquot, vanaf stap 5.10, in een waterbad bij 37 °C en breng ze over in een buis van 15 ml met 10 ml voorverwarmd endotheel groeimedium.
2. Centrifugeer de suspensie bij 200 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur. Verwijder het medium en breng de pellet over in de met collageen IV gecoate T25 cm² celkweekkolf met voorverwarmd endotheelcelgroeimedium aangevuld met 100 U/ml IFNγ en incubeer bij 33 °C.
3. Verander het medium de volgende dag. Wanneer de cellen 70% -80% confluency bereiken, meestal na 5 dagen, breng ze over naar een T75 cm² celkweekkolf.
4. Om de cellen te differentiëren tot endotheelfenotype, brengen de cellen over naar niet-permissieve omstandigheden bij 37 °C in groeimedia zonder IFNγ.

7. Passaging van mitoDendra2-GEC's

1. Verwijder het medium, was de cellen met PBS en voeg 3 ml warme 0,25% trypsine-EDTA-oplossing (T75 cm² kolf) toe, incubeer bij 37 °C gedurende 5 minuten.
2. Wanneer de cellen zijn losgemaakt, voeg dan 5 ml groeimedium toe en pipetteer op en neer. Centrifugeer de suspensie bij 200 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur en breng de cellen over naar een nieuwe collageen IV-gecoate kolf of plaat.
   OPMERKING: Passaging moet eenmaal per week worden gedaan in een verhouding van 1: 4.

8. Karakterisering van mitoDendra2-GEC's

1. Voer immunofluorescentiekleuring uit voor CD31 op gedifferentieerde cellen 7,18,19,20 (figuur 4D). Gebruik ook andere markers zoals vWF en Isolectine-B4²⁰.
2. Om de mitochondriale specificiteit van Dendra2 te bevestigen, labelt u cellen met mitochondriaal-specifieke markers door de cellen in groeimedium met 100 nM mitochondriale tracker gedurende 30 minuten bij 37 °C, 5% CO₂ te incuberen.
3. Verwijder het medium en was de cellen voorzichtig met voorverwarmd medium zonder fenolrood om live beeldvorming uit te voeren.
   OPMERKING: Als alternatief kunnen cellen worden gefixeerd met behulp van formaldehyde-fixeermiddelen (4%) gedurende 30 minuten, gevolgd door meerdere keren te wassen in PBS. Vaste cellen kunnen tot gebruik bij 4 °C in 1x PBS worden bewaard. Een bevestiging met flowcytometrie is ook mogelijk: label cellen met anti-CD31, anti-PECAM, anti-CD45. GEC's moeten negatief kleuren voor podocytmarkers (synaptopodine, Nphs1, Podxl), mesangiale celmarkers (PDGFRβ, angiotensinogeen) en tubulaire celmarkers (Aquaporine, Aminopeptidase-N). Deze markers dienen als negatieve controles. Vanwege de mitochondriaal-specifieke Dendra2-expressie van deze cellen, vermijd het gebruik van het FITC-kanaal.

9. Live cell imaging van mitochondriale structurele veranderingen als reactie op oxidatieve stress of hoge glucose

1. Plaat 1 x 10⁵ GEC's op een 35 mm glazen bodem schotel bedekt met collageen IV met behulp van endotheelcel groeimedium (Tabel van materialen). Na 24 uur, verander naar medium zonder fenol rood. Cellen hebben groene, fluorescerende mitochondriën.
2. Stel de omgevingskamer in op 37 °C, 5% vochtigheid en 5% CO₂ 1 uur voor aanvang van het experiment.
3. Gebruik onder een confocale microscoop een objectief van 40x/1,2 W om de focus aan te passen en het interessegebied te selecteren. Incubeer de cellen met 2 ml van 5 mM of 25 mM glucose gedurende 60 minuten.
4. Stel de cellen bloot aan een 405 nm laser (4% laservermogen) om een subpopulatie van mitochondriën van groen naar rood om te zetten (figuur 5A-B, D-E).
5. Gebruik de 561 nm laser om Dendra2 in de onbekeerde toestand te prikkelen om de rode fluorescentie te visualiseren. Zie het gedetailleerde protocol voor het schakelen tussen foto's zoals eerder beschreven¹⁶. De fusiegebeurtenissen verschijnen na enkele minuten als gele fluorescentie vanwege groene matrix- en rode matrixfusie (figuur 4C, F).

Results

In dit artikel wordt een gedetailleerd protocol beschreven voor de isolatie van voorwaardelijk onsterfelijk vereeuwigde glomerulaire endotheelcellen met stabiele fluorescerende mitochondriën (mitoDendra2-GEC's) (figuur 1). Het gebruik van jonge muizen van 6-10 weken oud is essentieel om een aanzienlijk aantal gezonde cellen te verkrijgen. Na 3 dagen kweken beginnen cellen langzaam te groeien uit de geïsoleerde glomeruli, zoals weergegeven in figuur 3G. Na 7 dage...

Discussion

Mitochondriën zijn van cruciaal belang voor cellulair metabolisme, homeostase en stressreacties, en hun disfunctie is gekoppeld aan vele ziekten, waaronder nierziekten. Mitochondriën spelen een rol bij de pathologische generatie van overmatige reactieve zuurstofsoorten (ROS), de regulatie van intracellulaire calciumspiegels, celdoodroutes en cytoskeletale dynamica 21,22,23.

De isolatie van muizengele ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
100 µm cell strainer	Fisher	22-363-549
1ml Insulin Syringes	BD	329424
25G butterfly	BD	367298
3 mm cutting edge scissors	F.S.T	15000-00
30ml syringe	BD Biooscience	309650
40 µm cell strainer	Fisher	22-363-547
40 µm nylon mesh
Bonn Scissors	F.S.T	14184-09
Bovine serum albumin	Fisher	BP1600-100
CD31	abcam	ab7388
Collagenase type I	Corning	354236
Collagenase type II	SIGMA	C6885	125CDU/mg
Collagene type IV	SIGMA	C5533-5M
Dnase-I	Qiagen	79254
Dynabeads 450	Thermofisher Scientific	14013
endothelial cells growth medium	Lonza	cc-3156
Extra fine graefe forceps	F.S.T	11150-10
FBS	Gemini	100-106	Heat inactivated
Fibronectin	Thermofisher	33016015
Fine forceps	F.S.T Dumont	E6511
HBSS	GIBCO	14065-056
IFNg	Cell Science	CRI001B
Immortomouse	Jackson laboratory	32619	Tg(H2-K1-tsA58)6Kio/LicrmJ
L-Glutamine 100x	Thermofisher Scientific	25030081
Magnetic particle concentrator	Thermofisher Scientific	12320D
mitotracker	Thermofisher Scientific	M7512
PBS 1X	Corning	46-013-CM
penecillin streptomycin 100x	Thermofisher Scientific	10378016
PhaM mice	Jackson laboratory	18397	B6;129S-Gt(ROSA)26Sortm1.1(CAG-COX8A/Dendra2)Dcc/J
Protease (10 mg/ml)	SIGMA	P6911
RPMI	GIBCO	3945
Sodium Pyruvate 100mM	Thermofisher Scientific	11360070
Standard pattern forceps	F.S.T	11000-12
Surgical Scissors - Sharp-Blunt	F.S.T	14008-14
synaptopodin	Santa Cruz	sc-515842
Trypsin 0.05%	Thermofisher Scientific	25300054