Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Vroege pathologische en magnetische resonantiedetectie van hersenletsel met behulp van een rattenmodel van neonatale hypoxische ischemische encefalopathie

1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64183

⸱

28 oktober 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Oklahoma Health Sciences Center, 2Department of Chemistry, University of Prince Edward Island, 3Center for Neuroscience, University of Oklahoma Health Sciences Center, 4Oklahoma Medical Research Foundation

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft een knaagdiermodel van hypoxisch-ischemisch letsel bij pasgeborenen voor het identificeren van vroege veranderingen in hersenweefsel door middel van grove morfologie en magnetische resonantiebeeldvorming. Dit heeft voordelen ten opzichte van bestaande modellen, die kunnen worden gebruikt om late blessures te bestuderen, maar die de evaluatie van reproduceerbare vroege veranderingen niet mogelijk maken.

Samenvatting

Perinatale hypoxisch-ischemische encefalopathie (HIE) is een acute ziekte die pasgeborenen kan treffen, wat resulteert in variabele neurologische ontwikkelingsresultaten op lange en korte termijn. Vroege diagnose is van cruciaal belang voor het identificeren van baby's die baat kunnen hebben bij interventie; Vroege diagnose is echter sterk afhankelijk van klinische criteria. Geen enkele moleculaire of radiologische test is veelbelovend gebleken voor het detecteren van vroeg hersenletsel. Studies hebben aangetoond dat magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) veranderingen in zowel de bloedstroom/ischemie als metabole verstoring kan laten zien. Ze zijn echter allemaal gebruikt om de secundaire fase van de ziekte (>12 uur) na het begin van het letsel te evalueren. Vroege diagnose is van cruciaal belang voor het snel starten van therapeutische hypothermie bij in aanmerking komende zuigelingen, die momenteel wordt aanbevolen om binnen 6 uur na de geboorte te worden gestart. Het rattenmodel van hypoxisch-ischemisch letsel werd ontwikkeld in 1981 en is gevalideerd en uitgebreid gebruikt om veranderingen in hersenperfusie, markers voor hersenletsel en morfologie te bestuderen. Het is echter voornamelijk gebruikt als een "laat model", waarbij de verwonding enkele dagen na de eerste ischemische belediging wordt geëvalueerd. Het is bekend dat het model een slechte gevoeligheid heeft bij het evalueren van betrouwbare en reproduceerbare vroege cerebrale veranderingen. Het doel van deze studie was het ontwikkelen van een betrouwbaar model voor het bestuderen van vroege grove morfologische en radiologische markers van HIE met behulp van pathologische kleuring en cerebrale magnetische resonantie beeldvorming/magnetische resonantie spectroscopie.

Inleiding

Hypoxische ischemische encefalopathie (HIE) is een verwoestende aandoening die het gevolg is van verschillende factoren bij pasgeboren baby's1. Perinatale verstikking en/of de verstoring van de cerebrale bloedstroom kan leiden tot focale of globale ischemische veranderingen in de hersenen2. Het incidentiepercentage is ongeveer 1,6 op de 1.000 levendgeborenen, maar kan oplopen tot 12,1 op de 1.000 levendgeborenen in ontwikkelingslanden3. Deze aandoening resulteert in een hoge mortaliteit (20%-50%), terwijl 25% van degenen die overleven waarschijnlijk lijden aan een langdurige neurale handicap zoals mentale retardatie, epilepsie of hersenverlamming4. De enige therapeutische interventie waarvan bewezen is dat deze effectief is bij licht tot matig letsel, is therapeutische onderkoeling, die binnen 6 uur na de geboorte moet worden gestart 5,6,7,8,9. Hoewel dit kan helpen bij het voorkomen van de metabolische veranderingen die tot secundair letsel leiden, kan er ook kans zijn op bijwerkingen zoals hypotensie, trombocytopenie, verlengde stollingstijd, intracraniële bloeding, ritmestoornissen, vetnecrose en verstoring van de serumelektrolytenbalans 4,5. Vroege diagnose van HIE bij baby's is vaak moeilijk omdat de criteria subjectief zijn en sterk afhankelijk zijn van bevindingen van lichamelijk onderzoek, die in de loop van de tijd evolueren. Magnetische resonantiebeeldvorming kan enkele dagen tot weken na het letsel veranderingen vertonen die een weerspiegeling zijn van letsel. Morfologische veranderingen in T1/T2-MRI kunnen echter normaal zijn bij tot tweederde van de matige encefalopathie, de categorie zuigelingen die het meest waarschijnlijk baat heeft bij therapeutische hypothermie10. Volgens recente rapporten kan magnetische resonantiespectroscopie (MRS) vroege veranderingen vertonen die correleren met neonatale HIE11. Tot op heden is er echter geen standaardisatie of validatie uitgevoerd.

Veel onderzoekers vertrouwen op diermodellen om mogelijke diagnostische of therapeutische interventies voor cerebrovasculair letsel te evalueren. De meest gebruikte methode om een infarct te creëren is het afbinden van de middelste hersenslagader van knaagdieren12,13. Hoewel het vaak wordt gebruikt om ischemische beroerte bij volwassenen te bestuderen, is dit technisch uitdagend bij neonatale knaagdieren vanwege het kleine formaat en de kwetsbaarheid van de pups op de leeftijd die gelijk is aan de ziekte van pasgeborenen bij de mens. Bovendien vertegenwoordigt het niet de globale cerebrale ischemische veranderingen die waarschijnlijk bij HIE zullen worden waargenomen. Het Rice-Vanucci Model14 van unilaterale ligatie van de halsslagader bij ratten wordt sinds de jaren 1980 gebruikt als een kosteneffectief knaagdiermodel om hypoxisch-ischemisch hersenletsel te bestuderen. Er is echter een grote variabiliteit in vroege cerebrovasculaire veranderingen en een hoge mortaliteit in eerdere experimenten. De meeste onderzoeken rapporteren het hersenletsel in veranderingen op lange termijn (d.w.z. na 24 uur verwonding), die consistenter zijn. Deze studie had tot doel een aanpak te ontwikkelen om vroege (binnen 6 uur) moleculaire en radiologische veranderingen in een rattenmodel van HIE te evalueren. Het protocol is ontworpen om ischemie op een vroege leeftijd (voldragen pasgeborene-equivalent) te garanderen en om de overleving van de pups te vergroten, vooral tijdens blootstelling aan hypoxie. MRI/MRS werden gebruikt om radiologisch bewijs van veranderde stroom, veranderingen in hersenweefsel en metabole veranderingen binnen 6 uur na het letsel te evalueren. Er werd ook een grove morfologische evaluatie van de infarctgebieden uitgevoerd. Verdere validatie van de reproduceerbaarheid werd uitgevoerd door de experimenten in meerdere nesten te herhalen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele procedures werden goedgekeurd door de Oklahoma Medical Research Foundation (OMRF) Institutional Animal Care and Use Committee (protocol IACUC #17-17). Voor de huidige studie werden zwangere vrouwelijke Sprague-Dawley-rattenpups op E14 gebruikt. De dieren zijn afkomstig van een commerciële bron (zie Tabel met materialen).

1. Voorbereiding van dieren

  1. Acclimatiseer de dieren in de dierenopvang voorafgaand aan de levering van de nesten.
  2. Houd alle ratten op een 12 uur licht/donkercyclus en voer standaard ratchow.
  3. Na de bevalling van de nesten houden de pups bij hun respectievelijke moederdieren. Gebruik beide geslachten voor de experimenten.
  4. Op postnatale leeftijd 10 (P10), randomiseert u de pups naar schijn- of HIE-groepen.
    OPMERKING: De experimentele tijdlijn is afgebeeld in figuur 1. Alle experimenten werden op dezelfde dag uitgevoerd op P10.

2. Afbinden van de halsslagader (CAL) voor de experimentele HIE-groep

  1. Leg de rattenpups op een warmhoudkussen.
  2. Start anesthesie met 4% isofluraan in zuurstof (0,6 LPM) met behulp van een neuskegel totdat de knijpreflex verdwijnt. Verlaag de gasstroom tot 0,5%-2% voor het behoud van de anesthesie. Zorg ervoor dat de pups bewusteloos zijn zonder de ademhalingsaandrijving te onderdrukken.
  3. Markeer de pups op de staart ter identificatie en houd ze voorzichtig vast met tape op alle vier de ledematen.
  4. Scheer de hals en steriliseer met wattenstaafjes van 70% jodium-povidonoplossing (zie materiaaltabel).
  5. Maak met een #11-mes een incisie in de nek van 1 cm in de middellijn door de huid. Ontleed zorgvuldig de linker oorspeekselklier en fascia totdat de linker halsslagader bloot komt te liggen. Mobiliseer het bloedvat voorzichtig met behulp van hemostaten om het te bevrijden van de fascia.
  6. Gebruik een kleine hemostaat om voorzichtig twee 5-0 hechtingen (zie Tabel met materialen) rond het vat te halen, 0,5 cm uit elkaar, en bind ze stevig vast.
  7. Knip met een kleine schaar de slagader tussen de twee hechtingen door om de discontinuïteit van de bloedstroom te garanderen. Sluit de huid en fascia met 5-0 zijden hechtingen (zie Materiaaltabel).
  8. Injecteer buprenorfine (10 eenheden in 800 μl steriele normale zoutoplossing) intraperitoneaal en nog eens 800 μl normale zoutoplossing subcutaan achter in de nek om uitdroging te voorkomen.
    OPMERKING: De procedure moet binnen 10-12 minuten zijn voltooid.
  9. Breng de pups terug naar de kooien met hun moederdieren en laat de pups 1-2 uur ontwaken en herstellen.

3. Schijnchirurgische ingreep voor de controlegroep

  1. Leg de rattenpups op een warmhoudkussen.
  2. Start anesthesie met 4% isofluraan in zuurstof (0,6 LPM) met behulp van een neuskegel totdat de knijpreflex verdwijnt. Verlaag de gasstroom tot 0,5%-2% voor het behoud van de anesthesie. Zorg ervoor dat de pups bewusteloos zijn zonder de ademhalingsaandrijving te onderdrukken.
  3. Markeer de pups op de staart ter identificatie en houd ze voorzichtig vast met tape op alle vier de ledematen.
  4. Scheer de hals en steriliseer met wattenstaafjes met 70% jodium-povidonoplossing.
  5. Maak met een #11 mes een incisie in de hals van 1 cm in de middellijn door de huid en sluit deze vervolgens met 5-0 zijden hechtingen.
  6. Volg dezelfde hydratatie, analgesie en postoperatieve zorg als voor de HI-groep (stappen 2.8-2.9).

4. Blootstelling aan hypoxie voor zowel de CAL- als de schijngroep

  1. Bereid de hypoxiekamer van helder plexiglas voor (zie materiaaltabel) door de slang aan het kamerdeksel te bevestigen om een continue luchtstroom van 6 LPM van het hypoxiegasmengsel (8% zuurstof, 92% stikstof) te bieden.
  2. Plaats een blauw absorberend kussentje in de kamer en plaats de rattenpups van beide groepen direct in de kamer. Laat de pups 45 minuten in de hypoxiekamer blijven.
  3. Dompel de kamer onder in een waterbad met continu stromend warm water om de temperatuur in de kamer op 37 °C te houden.
  4. Hydrateer de jongen met een orale zoutoplossing via een maagsonde van 600 μl voordat ze in de hypoxiekamer worden geplaatst en 600 μl aan het einde van de 45 minuten.
  5. Verwijder alle pups naar de kooien met hun moederdieren (experimenteel en schijn) en laat ze 2 uur herstellen in een kamer naast de beeldvormingsfaciliteit voor kleine dieren.

5. Magnetische resonantie beeldvorming en spectroscopie

  1. Voer MRI en MRS uit om de radiologische en metabole markers 4 uur na het einde van de ligatie van de halsslagader te identificeren en te evalueren. Voer de procedure uit onder narcose met continue cardiovasculaire monitoring in de beeldvormingsfaciliteit voor kleine dieren.
  2. Verdoof elk dier (met 1,5% isofluraan en 0,7 l/min zuurstof) en plaats het in de MR-sonde (zie materiaaltabel) in rugligging op een blauw absorberend kussen dat een verwarmingskussen bedekt. Bewaak de ademhalingsfrequentie van de dieren continu met behulp van een pneumatisch buikkussen (zie materiaaltabel).
  3. Gebruik een spoel met kopoppervlak als signaalontvanger en zend radiofrequente pulsen naar het monster via een kwadratuurvolumespoel (binnendiameter 72 mm, zie materiaaltabel).
  4. Voer MRI uit om zowel de veranderingen in de cerebrale bloedstroom (CBF) als de veranderingen in waterdiffusieconstanten (ADC) te evalueren volgens eerder gepubliceerde methoden 15,16,17. Voer MRI-morfologie (T1 en T2), diffusie en perfusie uit om de meest aangetaste en minst geperfuseerde gebieden van de hersenen te bepalen.
    OPMERKING: De gemiddelde waarden voor perfusie en diffusie (ADC) in elke groep worden vergeleken tussen de geligeerde zijde en de controlezijde (intacte zijde van de halsslagader).
  5. Voer MRS uit volgens eerder gepubliceerde methoden 15,17 en analyseer met behulp van een intern gecodeerd programma met behulp van Mathematica-software (zie Materiaaltabel).
  6. Schaal de MR-spectra in delen per miljoen (ppm) door te kalibreren tegen de waterpiek (4,78 ppm). Identificeer de belangrijkste metabole pieken in de hersenen als N-acetylaspartaat (NAA) bij 2,02 ppm, choline (Cho) bij 3,22 ppm, creatine (Cr) bij 3,02 ppm en myo-inositol bij 3,53 ppm.
    OPMERKING: De metingen van het piekgebied van de metabolieten worden gebruikt om de volgende verhoudingen te berekenen: NAA tot Cho (NAA/Cho), Cr tot Cho (Cr/Cho) en Myo-Ins tot Cho (Myo-Ins/Cho)15.

6. Analyse van serum en hersenweefsel

  1. Voer bloedafname uit 5,5 uur na het afbinden of schijnen van de halsslagader volgens eerder gepubliceerde methoden18.
  2. Verdoof de pups opnieuw met 4% isofluraan.
  3. Maak met een scherp #11-mes een incisie in de buik, gevolgd door een diafragmatische incisie om het hart bloot te leggen.
  4. Voer bloedafname uit via een hartpunctie zoals eerder beschreven18. Steek kort een naald van 32 g op een spuit van 1 ml in de rechter hartkamer en zuig voorzichtig 1 ml bloed op.
  5. Laat het volbloed stollen en centrifugeer vervolgens gedurende 15 minuten bij 1.000 x g bij 4 °C. Het serum wordt gescheiden in schone microcentrifugebuisjes.
  6. Onthoofd de hele kop van de pup voor de grove beoordeling van cerebrale pathologie en dompel hem vervolgens 2 minuten onder in ijs.
  7. Maak een incisie op de dorsale hoofdhuid vanaf de basis van de schedel tot het puntje van de neus en pel de schedelbeenderen rond de hersenen af. Verwijder de intacte hele hersenen in een schoon petrischaaltje.
  8. Markeer de rechterkant van de hersenen met een niet-toxische marker. Plaats de hersenen met het oppervlak van de koppoten naar boven, zodat beide hersenhelften zichtbaar zijn. Snijd met een ijskoud scheermesje de hersenen in vier gelijke secties evenwijdig aan het coronale vlak.
  9. Dompel de hersendelen onder in 2,3,5-trifenyltetrazoliumchloride (TTC, zie materiaaltabel) in een petrischaaltje bedekt met folie om fotosensibilisatie te voorkomen en incubeer gedurende 15 minuten bij 37 °C.
    OPMERKING: Infarctgebieden zijn afgebakend als witte gebieden zonder rode TTC-vlek.
  10. Als infarcten subtiel of moeilijk te detecteren zijn, injecteer dan 0,5-1 ml TTC (1%) in met fosfaat gebufferde zoutoplossing rechtstreeks in het rechterhart na abdominale incisie en thoracotomie, en laat 2 minuten doordringen voorafgaand aan de onthoofding van de pup.
  11. Bewaar het hersenweefsel en serum bij -80 °C als verdere analyse nodig is.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het huidige protocol om vroege cerebrale veranderingen na HIE te produceren en te evalueren, was eenvoudig te implementeren en maakte grove pathologische en radiologische visualisatie van hersenletsel mogelijk binnen 6 uur na belediging bij rattenpups op P10. Het experimentele plan is afgebeeld in figuur 1. Beide geslachten werden samen geanalyseerd en in elke groep werden 24 dieren uit vijf nesten onderzocht. De diersterfte was erg laag, met 99% overleving ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Een onderzoeksprotocol bij pasgeboren rattenpups werd met succes ontworpen om vroege markers van hersenletsel bij HIE te visualiseren en te analyseren. Tot op heden is er een gebrek aan objectieve beoordelingsinstrumenten om vroeg hersenletsel bij de pasgeboren populatie op te sporen. Na HI-letsel is er een fase (1-6 uur) waarin de verslechtering van het cerebrale oxidatieve metabolisme het potentieel heeft om gedeeltelijk te herstellen voordat de mitochondriale functie...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Er zijn geen belangenconflicten voor een van de auteurs.

Dankbetuigingen

We danken de veterinaire staf van de Oklahoma Medical Research Foundation voor hun expertise en hulp bij het aanpassen van de dierenverzorgingsprotocollen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.9% Normale zoutoplossingFisher ScientificZ1376
2,3,5-trifenyltetrazolichloride (TTC)Millipore SigmaT8877
Abdominale pneumatische kussenSA Instruments, Inc., Stony Brook, NY
Absorbeerbare onderlagen met waterdichte vochtbarrière, 58,4 x 91,4 cm, 680 mlFisher Scientific501060566
BD 30 G Naald en spuitFisher ScientificCatalogusnr.14-826-10
Biospec 7.0 Tesla/30 cm horizontal-bore magnet voor kleine dierenbeeldvormingBruker Biospin, Ettlingen, Duitsland
BuprenorfineVerstrekt door diergeneeskunde
Compacte thermometer met sondeFisher ScientificS01549
Gasmengsel 92% stikstof 8% zuurstofAirgas
HoofdopvangerBruker BioSpin MRI Gmbh, Ettlingen, Duitsland
IsofluraangasVerstrekt door diergeneeskunde
Isotemp Immersion Circulator 2100Fisher ScientificUit productieOndergedompeld in waterbadkamer met continu stromend water via slang
Loden ringkolvengewichtenVWR29700-060Waterbadgewichten om ervoor te zorgen dat de knaagdierkamer ondergedompeld blijft in het waterbad
Mathematica SoftwareWolfram Research, Champaign, IL, USAversie 6.0
Pedialyte Elektrolytendrank, Hydratie, 1 Liter, OngesmaaktPedialyteVerkrijgbaar bij CVS
Fosfaat-gebufferde zoutoplossing (DPBS, 1X), Dulbecco's formuleMillipore SigmaJ67670.AP
Kunststof doorzichtige emmerWe gebruikten een oude knaagdierverblijfkooi - dit is een goede alternatief: Cambro 182615CW135 Camwear voedselopslagbox, 18 "X 26" X 15", Model #: 182615CW135
Plexiglas KnaagdierbeperkingskamerPedialyte/CVSDiergeneeskunde verstrekte een kleine kamer die werd gebruikt om knaagdieren vast te houden. Ongeveer 6x4x4 inches
Zwangere Sprague Dawley ratten bij E14Charles RiverStamcode 400
Purdue Products Betadine SwabsticksFisher Scientific19-061617
Quadratuurvolumespoel (72-mm binnendiameter)Bruker BioSpin MRI Gmbh, Ettlingen, Duitsland
Stoelting Zijde DraadjeFisher ScientificCatalogusnr.10-000-656
Vicryl 5-0 hechtdraadFisher Scientific NC1985424

Referenties

  1. Douglas-Escobar, M., Weiss, M. D. Hypoxic-ischemic encephalopathy: A review for the clinician. JAMA Pediatrics. 169 (4), 397-403 (2015).
  2. Bano, S., Chaudhary, V., Garga, U. C. Neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy: A radiological review. Journal of Pediatric Neurosciences. 12 (1), 1-6 (2017).
  3. Lee, A. C., et al. Intrapartum-related neonatal encephalopathy incidence and impairment at regional and global levels for 2010 with trends from. Pediatric Research. 74, 50-72 (2013).
  4. American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Encephalopathy. Executive summary: Neonatal encephalopathy and neurologic outcome, second edition. Report of the American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Encephalopathy. Obstetrics & Gynecology. 123 (4), 896-901 (2014).
  5. Jacobs, S. E., et al. Whole-body hypothermia for term and near-term newborns with hypoxic-ischemic encephalopathy: A randomized controlled trial. Archives of Pediatrics and Adolescent. 165 (8), 692-700 (2011).
  6. Drury, P. P., Gunn, E. R., Bennet, L., Gunn, A. J. Mechanisms of hypothermic neuroprotection. Clinics in Perinatology. 41 (1), 161-175 (2014).
  7. Higgins, R. D., et al. Hypothermia and other treatment options for neonatal encephalopathy: An executive summary of the Eunice Kennedy Shriver NICHD workshop. The Journal of Pediatrics. 159 (5), 851-858 (2011).
  8. Patel, S. D., et al. Therapeutic hypothermia and hypoxia-ischemia in the term-equivalent neonatal rat: characterization of a translational preclinical model. Pediatric Research. 78 (3), 264-271 (2015).
  9. Park, W. S., et al. Hypothermia augments neuroprotective activity of mesenchymal stem cells for neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. PLoS One. 10 (3), 0120893(2015).
  10. Agut, T., et al. Early identification of brain injury in infants with hypoxic ischemic encephalopathy at high risk for severe impairments: Accuracy of MRI performed in the first days of life. BMC Pediatrics. 14, 177(2014).
  11. Guo, L., et al. Early identification of hypoxic-ischemic encephalopathy by combination of magnetic resonance (MR) imaging and proton MR spectroscopy. Experimental and Therapeutic Medicine. 12 (5), 2835-2842 (2016).
  12. Ashwal, S., Cole, D. J., Osborne, S., Osborne, T. N., Pearce, W. J. A new model of neonatal stroke: reversible middle cerebral artery occlusion in the rat pup. Pediatric neurology. 12 (3), 191-196 (1995).
  13. Larpthaveesarp, A., Gonzalez, F. F. Transient middle cerebral artery occlusion model of neonatal stroke in P10 rats. Journal of Visualized Experiments. (122), e54830(2017).
  14. Rice, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat. Annals of Neurology. 9 (2), 131-141 (1981).
  15. Bozza, F. A., et al. Sepsis-associated encephalopathy: A magnetic resonance imaging and spectroscopy study. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 30 (2), 440-448 (2010).
  16. Garteiser, P., et al. Multiparametric assessment of the anti-glioma properties of OKN007 by magnetic resonance imaging. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 31 (4), 796-806 (2010).
  17. Towner, R. A., et al. Anti-inflammatory agent, OKN-007, reverses long-term neuroinflammatory responses in a rat encephalopathy model as assessed by multi-parametric MRI: implications for aging-associated neuroinflammation. Geroscience. 41 (4), 483-494 (2019).
  18. Adeghe, A. J., Cohen, J. A better method for terminal bleeding of mice. Lab Animal. 20 (1), 70-72 (1986).
  19. Rodriguez, M., Valez, V., Cimarra, C., Blasina, F., Radi, R. Hypoxic-ischemic encephalopathy and mitochondrial dysfunction: Facts, unknowns, and challenges. Antioxiddants & Redox Signaling. 33 (4), 247-262 (2020).
  20. Vannucci, R. C., Towfighi, J. Experimental models of hypothermic circulatory arrest. Seminars in Pediatric Neurology. 6 (1), 48-54 (1999).
  21. Sarkar, S., Barks, J. D. Systemic complications and hypothermia. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 15 (5), 270-275 (2010).
  22. Chiamulera, C., Terron, A., Reggiani, A., Cristofori, P. Qualitative and quantitative analysis of the progressive cerebral damage after middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Research. 606 (2), 251-258 (1993).
  23. Hatfield, R. H., Mendelow, A. D., Perry, R. H., Alvarez, L. M., Modha, P. Triphenyltetrazolium chloride (TTC) as a marker for ischaemic changes in rat brain following permanent middle cerebral artery occlusion. Neuropathology and Applied Neurobiology. 17 (1), 61-67 (1991).
  24. Goldlust, E. J., Paczynski, R. P., He, Y. Y., Hsu, C. Y., Goldberg, M. P. Automated measurement of infarct size with scanned images of triphenyltetrazolium chloride-stained rat brains. Stroke. 27 (9), 1657-1662 (1996).
  25. Robertson, N. J., Thayyil, S., Cady, E. B., Raivich, G. Magnetic resonance spectroscopy biomarkers in term perinatal asphyxial encephalopathy: From neuropathological correlates to future clinical applications. Current Pediatric Reviews. 10 (1), 37-47 (2014).
  26. Gano, D., et al. Evolution of pattern of injury and quantitative MRI on days 1 and 3 in term newborns with hypoxic-ischemic encephalopathy. Pediatric Research. 74 (1), 82-87 (2013).
  27. da Silva, L. F., Hoefel Filho, J. R., Anes, M., Nunes, M. L. Prognostic value of 1H-MRS in neonatal encephalopathy. Pediatric Neurology. 34 (5), 360-366 (2006).
  28. van de Looij, Y., Chatagner, A., Huppi, P. S., Gruetter, R., Sizonenko, S. V. Longitudinal MR assessment of hypoxic ischemic injury in the immature rat brain. Magnetic Resonance in Medicine. 65 (2), 305-312 (2011).
  29. Shibasaki, J., et al. Changes in brain metabolite concentrations after neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Radiology. 288 (3), 840-848 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Magnetic Resonance ImagingEarly DiagnosisPathological StainingBrain PerfusionMagnetic Resonance SpectroscopyTherapeutic HypothermiaNeurodevelopmental Outcomes
Video binnenkort beschikbaar
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.