Methodenartikel

Hersenventrikelmicro-injecties van lipopolysaccharide in larvale zebravissen om neuro-inflammatie en neurotoxiciteit te beoordelen

DOI:

10.3791/64313

⸱

23 augustus 2022

 , 
1State Key Laboratory of Quality Research in Chinese Medicine and Institute of Chinese Medical Sciences, University of Macau, Avenida da Universidade, 2Department of Pharmaceutical Sciences, Faculty of Health Sciences, University of Macau, Avenida da Universidade

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol demonstreert de micro-injectie van lipopolysaccharide in het ventriculaire gebied van de hersenen in een zebravislarvemodel om de resulterende neuro-inflammatoire respons en neurotoxiciteit te bestuderen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuro-inflammatie is een belangrijke speler bij verschillende neurologische aandoeningen, waaronder neurodegeneratieve ziekten. Daarom is het van groot belang om alternatieve in vivo neuro-inflammatiemodellen te onderzoeken en te ontwikkelen om de rol van neuro-inflammatie bij neurodegeneratie te begrijpen. In deze studie werd een larvaal zebravismodel van neuro-inflammatie gemedieerd door ventriculaire microinjectie van lipopolysaccharide (LPS) ontwikkeld en gevalideerd. De transgene zebravislijnen elavl3:mCherry, ETvmat2:GFP en mpo:EGFP werden gebruikt voor real-time kwantificering van de levensvatbaarheid van hersenneuronen door fluorescentie live imaging geïntegreerd met fluorescentie intensiteitsanalyse. Het locomotorische gedrag van zebravislarven werd automatisch vastgelegd met behulp van een videotrackingrecorder. Het gehalte aan stikstofmonoxide (NO) en de mRNA-expressieniveaus van inflammatoire cytokines, waaronder interleukine-6 (IL-6), interleukine-1β (IL-1β) en menselijke tumornecrosefactor α (TNF-α) werden onderzocht om de LPS-geïnduceerde immuunrespons in de larvale zebraviskop te beoordelen. Na 24 uur na de hersenventrikelinjectie van LPS werden verlies van neuronen en locomotiedeficiëntie waargenomen bij zebravislarven. Bovendien verhoogde LPS-geïnduceerde neuro-inflammatie de NO-afgifte en de mRNA-expressie van IL-6, IL-1β en TNF-α in het hoofd van 6 dagen na de bevruchting (dpf) zebravislarven, en resulteerde in de rekrutering van neutrofielen in de hersenen van zebravissen. In deze studie werd injectie van zebravissen met LPS in een concentratie van 2,5-5 mg/ml bij 5 dpf bepaald als de optimale conditie voor deze farmacologische neuro-inflammatietest. Dit protocol presenteert een nieuwe, snelle en efficiënte methodologie voor micro-injectie van LPS in de hersenen om LPS-gemedieerde neuro-inflammatie en neurotoxiciteit in een zebravislarve te induceren, wat nuttig is voor het bestuderen van neuro-inflammatie en ook kan worden gebruikt als een high-throughput in vivo screening assay voor geneesmiddelen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuro-inflammatie is beschreven als een cruciale anti-neurogene factor die betrokken is bij de pathogenese van verschillende neurodegeneratieve ziekten van het centrale zenuwstelsel (CZS)1. Na pathologische beledigingen kan neuro-inflammatie leiden tot verschillende nadelige gevolgen, waaronder remming van neurogenese en inductie van neuronale celdood 2,3. In het proces dat ten grondslag ligt aan de respons op ontstekingsinductie, worden meerdere inflammatoire cytokines (zoals TNF-α, IL-1β en IL-6) uitgescheiden in de extracellulaire ruimte en fungeren als cruciale componenten in neurondood en de onderdrukking van neurogenese 4,5,6.

Micro-injectie van ontstekingsmediatoren (zoals IL-1β, L-arginine en endotoxinen) in de hersenen kan neuronale celreductie en neuro-inflammatie veroorzaken 7,8,9. Lipopolysaccharide (LPS, figuur 1), een pathogeen endotoxine dat aanwezig is in de celwand van Gram-negatieve bacteriën, kan neuro-inflammatie induceren, neurodegeneratie verergeren en neurogenese bij dieren verminderen10. LPS-injectie rechtstreeks in het CZS van de muizenhersenen verhoogde niveaus van stikstofmonoxide, pro-inflammatoire cytokines en andere regulatoren11. Bovendien kan stereotaxische injectie van LPS in de lokale hersenomgeving overmatige productie van neurotoxische moleculen induceren, wat resulteert in een verminderde neuronale functie en de daaropvolgende ontwikkeling van neurodegeneratieve ziekten 10,12,13,14,15. Op het gebied van de neurowetenschappen zijn live en tijdsverloop microscopische waarnemingen van cellulaire en biologische processen in levende organismen cruciaal voor het begrijpen van de mechanismen die ten grondslag liggen aan pathogenese en farmacologische werking16. Live beeldvorming van muismodellen van neuro-inflammatie en neurotoxiciteit wordt echter fundamenteel beperkt door de beperkte optische penetratiediepte van microscopie, die functionele beeldvorming en live observatie van ontwikkelingsprocessen uitsluit 17,18,19. Daarom is de ontwikkeling van alternatieve neuro-inflammatiemodellen van groot belang om de studie van pathologische ontwikkeling en het mechanisme dat ten grondslag ligt aan neuro-inflammatie en neurodegeneratie door live beeldvorming te vergemakkelijken.

Zebravis (Danio rerio) is naar voren gekomen als een veelbelovend model om neuro-inflammatie en neurodegeneratie te bestuderen vanwege zijn evolutionair geconserveerde aangeboren immuunsysteem, optische transparantie, grote embryokoppelingsgrootte, genetische tractie en geschiktheid voor in vivo beeldvorming 19,20,21,22,23 . Eerdere protocollen hebben ofwel lps rechtstreeks geïnjecteerd in de dooier en achterhersenentrik van larvale zebravissen zonder mechanistische beoordeling, of eenvoudig LPS toegevoegd aan viswater (kweekmedium) om een dodelijke systemische immuunrespons te induceren 24,25,26,27. Hierin hebben we een protocol ontwikkeld voor micro-injectie van LPS in de hersenventrikels, om een aangeboren immuunrespons of neurotoxiciteit te activeren in de 5 dagen na de bevruchting (dpf) zebravislarven. Deze respons wordt aangetoond door neuronaal celverlies, bewegingsvermogenstekort, verhoogde afgifte van stikstofmonoxide, activering van inflammatoire genexpressie en rekrutering van neutrofielen in de hersenen van zebravissen 24 uur na injectie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

AB wild-type zebravis en transgene zebravislijnen elavl3:mCherry, ETvmat2:GFP en mpo:EGFP werden verkregen van het Institute of Chinese Medical Sciences (ICMS). Ethische goedkeuring (UMARE-030-2017) voor de dierproeven werd verleend door de Animal Research Ethics Committee, University of Macau, en het protocol volgt de richtlijnen voor institutionele dierverzorging.

1. Zebravis embryo en larvale veehouderij

  1. Genereer zebravisembryo's (200-300 embryo's per paring) door natuurlijke paarsgewijze paring zoals eerder gemeld28.
  2. Bereid eierwater (E3) middelgrote bouillon (60×) door 34,8 g NaCl, 1,6 g KCl, 5,8 g CaCl2·2H 2 O en 9,78 g MgCl 2·6H2 O inddH2O op te lossen tot een eindvolume van 2 L en stel de pH in op 7,2 met NaOHen HCl. Om de bedrijfsconcentratie van het E3-medium (1×) te bereiden, verdunt u de bouillon 60 maal in ddH2O. Bewaren bij 28,5 °C wanneer deze niet in gebruik is.
  3. Gebruik een plastic transferpipet om de zebravisembryo's over te brengen naar een schaal met E3-medium. Kweek de embryo's bij 28,5 °C in een couveuse en volg hun ontwikkeling en gezondheid. Verwijder dode embryo's en vervang onreine E3 medium door vers medium per dag.
  4. Gebruik voor zebravisbeeldvormingsexperimenten een plastic transferpipet om 0-2 uur na de bevruchting (hpf) embryo's (ongeveer 200 eieren) te verzamelen in ongeveer 15 ml 1× E3-medium dat 0,003% N-fenylthiourea (PTU) bevat.
    OPMERKING: PTU kan de vorming van melanoforen remmen tijdens embryogenese29. Behandeling van embryo's met PTU tijdens embryogenese kan de signaaldetectie in microscopie of expressie van fluorescentie verbeteren30.
  5. Onderhoud de zebravisembryo's onder de bovenstaande omstandigheden totdat embryo's het gewenste ontwikkelingslarvestadium bereiken.

2. Voorbereiden op micro-injectie

  1. Bereid u voor op de injectie door glazen haarvaten te trekken met behulp van een micropipettetrekker (zie Materiaaltabel), volgens het vijfstappenprotocol voor het trekken van glazen capillaire buisjes (tabel 1).
  2. Open de punt van de naald (dunne glazen haarvaten [3,5 inch] met gloeidraad, OD 1,14 mm) onder een hoek met behulp van een tang (figuur 2A).
  3. Vul de naald met 0,1 ml minerale olie om ervoor te zorgen dat er geen bubbels zijn.
  4. Verwijder de schroefdop van de stalen naald van het microinjectieapparaat. Lijn het glazen naaldgat uit met de stalen naald en draai vervolgens de schroefdop vast. Monteer het geladen naaldmicro-injectieapparaat in een micromanipulator (zie Materiaaltabel).
  5. Pas de positie van het microinjectieapparaat aan, zodat de micromanipulator het apparaat flexibel onder de microscoop kan verplaatsen. Ontlaad een bepaald volume paraffineolie om de stalen naald in de capillaire glazen buis te laten komen.
  6. Laat de injectieoplossing (zoals 1× PBS of 5 mg/ml LPS) op een glazen schuif gesteriliseerd met 70% ethanol vallen en stel het microinjectieapparaat zo in dat de punt in de vloeistofdruppel wordt ingebracht. Laad ~2 μL injectie-oplossing in de naald.
  7. Stel de micromanipulator (fijnafstellingsinstellingen van omhoog, omlaag, links en rechts) zo in dat de naaldpunt van het microinjectieapparaat zich in hetzelfde gezichtsveld bevindt als de larven bij hoge vergroting (figuur 2B).

3. Zebravis monteren voor micro-injecties

OPMERKING: Zebravis hersenontwikkeling vindt plaats binnen 3 dpf en rijpt op 5 dpf met een goed ontwikkeld centraal zenuwstelsel31,32. Daarom zijn 5 dpf-larven al geschikt voor het bestuderen van LPS-gemedieerde neuronale schade en gedrags- en ontstekingsreacties.

  1. Injecteer de zebravislarven binnen ongeveer 30 minuten na het bereiken van het stadium van interesse, om de consistentie van de injectietiming te behouden.
  2. Om de zebravislarven te verdoven, combineert u tricaine met schoon aquariumwater (eindconcentratie van 0,02% w / v tricaine).
  3. Smelt een oplossing van 2% agarose in ddH2O met behulp van een magnetron. Giet de gesmolten agarose in een plastic schaal. De 2% agarose-gecoate plastic schaal kan maximaal 2 weken bij 4 °C worden bewaard.
  4. Gebruik een plastic transferpipet om verdoofde larven naar het midden van de 2% agarose-gecoate plastic schaal te transporteren. Oriënteer de gemonteerde larven met de hersenkant naar boven voor toegang tot de naald.

4. Injecteren van de hersenkamer

  1. Pas de vergroting van de microscoop aan zodat de hersenventrikelstructuur van zebravissen duidelijk wordt weergegeven in het gezichtsveld (figuur 2B).
  2. Plaats de naald voorzichtig boven het hersentectum (figuur 2C).
  3. Prik de huid van de hersenen van de zebravis met de naaldpunt langzaam door met behulp van de micromanipulator.
  4. Druk op het voetpedaal om 1 nL 1x PBS of verschillende concentraties LPS (1,0, 2,5 en 5,0 mg/ml) uit te werpen (zie materiaaltabel). Succesvolle ventrikelinjectiebeelden waarbij hersenventrikel werd geïnjecteerd met 1 nL van 1% Evans blauwe kleurstof (verdund in PBS) worden als voorbeeld getoond (figuur 2D). Breng de larven onmiddellijk na de injectie over naar het schone E3-medium. Verzamel na 24 uur de larven voor microscopische beeldvorming, locomotiefgedragstest en bepaling van andere indicatoren.

5. Beeldvorming

  1. Bereid 1,5% low-melt agarose-oplossing in E3-medium en verwarm het in een magnetron om een heldere vloeistof te vormen.
  2. Gebruik een schone plastic transferpipet om de larven naar een glazen glijbaan te transporteren en verwijder zoveel mogelijk water.
  3. Gebruik een plastic transferpipet om een druppel van 1,5% low-melt agarose aan de larven toe te voegen.
    OPMERKING: Koel de low-melt agarose in de pipet een tijdje voordat u deze toevoegt om de larven niet te verwonden.
  4. Gebruik een naald van een spuit van 1 ml om de larven te oriënteren. Wacht tot de agarose afkoelt en stolt voordat u begint met beeldvorming.
  5. Observeer en fotografeer het neurongebied in de hele hersenen van Tg (ETvmat2: EGFP) en Tg (elavl3: mCherry) zebravissen, evenals de rekrutering van neutrofielen in de hersenen van Tg (mpo: EGFP) zebravissen onder een fluorescentie stereomicroscoop (zie Materiaaltabel).
    OPMERKING: Fluorescentiemicroscoopinstellingen die worden gebruikt voor beeldvorming worden hieronder weergegeven. Tg (ETvmat2: EGFP) zebravis hersenen (excitatie golflengte: 450-490 nm, emissie golflengte: 500-550 nm, visuele vergroting: 100x); Tg(elavl3:mCherry) zebravis hersenen (excitatie golflengte: 541-551 nm, emissie golflengte: 590 nm, visuele vergroting: 100x); Tg(mpo:EFGP) zebravis hersenen (excitatie golflengte: 450-490 nm, emissie golflengte: 500-550 nm, visuele vergroting: 63x).
  6. Meet en analyseer de fluorescentie-intensiteit en -lengte van het Ra-neurongebied in Tg (ETvmat2: EGFP) zebravissen en de fluorescentie-intensiteit van Tg (elavl3: mCherry) zebravishersenneuronen met behulp van ImageJ-software. Tel handmatig de neutrofielen in het hersengebied van Tg (mpo: EFGP) zebravissen.

6. Bepaling van genexpressiemarkers

  1. Ga 24 uur na LPS-hersenventrikelinjectie verder met de bepaling van genexpressiemarkers. Verdoof hiervoor zebravislarven met 0,02% tricaïne (zoals vermeld in stap 3.2).
  2. Gebruik twee spuiten van 1 ml om de kopgedeelten van de larven (40 larven per groep) te scheiden zonder de oog- en dooierzakgebieden (figuur 2E).
  3. Extraheer RNA uit de larvale kopgedeelten.
    1. Homogeniseer voor RNA-extractie het kopgedeelte met 200 μL RNA-extractiereagens (zie Materiaaltabel) met behulp van een weefselslijper (zie Materiaaltabel) bij een rotatiesnelheid van 11.000 tpm gedurende 5 s.
    2. Voer RNA-extractie uit met behulp van de chloroform-isopropanol-methode. Voeg hiervoor 40 μL chloroform toe, schud de buizen krachtig en incubeer ze bij kamertemperatuur gedurende 10 minuten. Centrifugeer de monsters bij 12.000 x g gedurende 15 minuten bij 4 °C.
    3. Breng de waterige fase over in een verse buis (ongeveer 100 μL) en voeg 100 μL isopropanol toe. Incubeer gedurende 10 minuten en centrifugeer vervolgens bij 12.000 x g gedurende 10 minuten bij 4 °C. Verwijder het supernatant.
    4. Voeg 200 μL 75% ethanol toe om de RNA-pellet te wassen. Vortex de monsters kort en centrifugeer vervolgens bij 7500 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C. Gooi het supernatant weg en was de RNA-pellet opnieuw.
    5. Droog de RNA-pellet gedurende 5-10 minuten aan de lucht en voeg vervolgens 30 μL RNase-vrij water toe om de RNA-pellet op te lossen. Controleer de zuiverheid (absorptieverhouding bij 260 nm en 280 nm) en de integriteit van RNA met behulp van een microvolumespectrofotometer (zie Materiaaltabel).
  4. Synthetiseer cDNA uit het RNA dat in stap 6.3 is geëxtraheerd, met behulp van reverse transcriptase met willekeurige primers (zie Materiaaltabel).
    1. Voeg 1 μL willekeurige primers, 1 μL dNTPs, 1 μg RNA en gedestilleerd water (totaal volume tot 12 μL) toe aan een nucleasevrije buis. Verwarm het mengsel gedurende 5 minuten tot 65 °C en koel snel af op ijs.
    2. Voeg 1 μL 0,1 M DTT, 1 μL RNase-remmer, 4 μL 5× eerstestrengbuffer en 1 μL M-MLV reverse transcriptase (totaal volume: 20 μL) toe aan de buis. Meng voorzichtig en incubeer de buis bij 25 °C gedurende 2 min, gevolgd door 42 °C gedurende 50 minuten. Activeer de reactie door gedurende 15 minuten op 70 °C te verwarmen.
  5. Voer real-time PCR uit op een qPCR-systeem (zie Tabel van materialen) met behulp van een in de handel verkrijgbare RT-qPCR-kit (zie Tabel van materialen) om de expressie van de doelgenen (IL-1β, IL-6 en TNF-α) te bepalen. Het reactiemengsel (20 μL) bevatte 10 μL SYBR groen, 0,4 μL ROX referentiekleurstof, 0,8 μL elk van de voor- en achteruit primers, 6 μL ddH2O en 2 μL template cDNA (1 μg). Voer PCR-versterking uit onder de omstandigheden: 95 °C gedurende 30 s, gevolgd door 40 cycli van 95 °C gedurende 5 s en 60 °C gedurende 34 s, en met een dissociatiefase van 95 °C gedurende 15 s, 60 °C gedurende 60 s en 95 °C gedurende 15 s.
  6. Normaliseer de mRNA-niveaus van de doelgenen naar die van een huishoudgen, rekfactor 1 α (Ef1α). Bereken de expressieniveaus voor elk doelgen met behulp van de 2−ΔΔCT-methode33. De primersequenties van elk gen worden beschreven in tabel 2.
  7. Homogeniseer voor de bepaling van stikstofmonoxide het hoofdgedeelte (verkregen in stap 6.2) in 100 μL koud PBS met behulp van een weefselslijper. Centrifugeer de resulterende PBS- en hoofdgedeeltesuspensie bij 12.000 x g gedurende 15 minuten bij 4 °C. Verzamel de lysaten en voer nitrietconcentratietest34 uit met behulp van een in de handel verkrijgbare kit (zie materiaaltabel).

7. Zebravis locomotief gedragstest

  1. Breng na 24 uur na LPS-hersenventrikelinjectie de zebravislarven individueel over naar de putten van een vierkante microplaat met 96 putten. Voeg 300 μL E3-medium toe aan elke put en incubeer vervolgens de larven gedurende 4 uur om aan de testplaat te acclimatiseren.
  2. Breng de met larven geladen microplaat over naar de volgdoos van zebravissen (zie Materiaaltabel). Schakel de lichtbron in en incubeer de larven vervolgens gedurende 30 minuten in de testbox om de omgeving te acclimatiseren.
  3. Monitor en registreer het gedrag van de zebravis met behulp van een geautomatiseerd videovolgsysteem. Noteer 12 sessies (elk 5 min, totaal 1 uur) voor elke zebravis. Definieer de totale afstand (bestaat uit inactieve, kleine en grote afstanden) als de afstand (in mm) die elke vis heeft verplaatst tijdens een volgperiode van 60 minuten.

8. Statistische analyse

  1. Statistische analyses uitvoeren met behulp van standaard analysesoftware (zie Materiaaltabel).
  2. Voer statistische analyse uit van verschillen tussen twee groepen met behulp van gewone eenrichtings-ANOVA. Bereken de correlatiecoëfficiënt van Pearson om de sterkte van correlaties te beoordelen. P < 0,05 werd in alle analyses als significant beschouwd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De hier beschreven workflow presenteert een nieuwe, snelle en efficiënte methodologie voor het induceren van LPS-gemedieerde neuro-inflammatie en neurotoxiciteit bij zebravislarven. In dit beschreven protocol werden 5 dpf zebravissen geïnjecteerd met LPS (figuur 1) in hersenventrikels met behulp van een micro-injector (figuur 2A-C). Succesvolle injectie in de hersenkamer werd geverifieerd met behulp van 1% Evans blauwe vlek (

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een toenemende hoeveelheid epidemiologische en experimentele gegevens impliceert chronische bacteriële en virale infecties als mogelijke risicofactoren voor neurodegeneratieve ziekten36. De infectie veroorzaakt de activering van ontstekingsprocessen en immuunresponsen van de gastheer37. Zelfs als de reactie fungeert als een verdedigingsmechanisme, is overactiveerde ontsteking schadelijk voor neurogenese en staat de ontstekingsomgeving de overleving van pasgeboren neuronen n...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren geen concurrerend financieel belang te hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd ondersteund door subsidies van het Science and Technology Development Fund (FDCT) van Macao SAR (Ref. No. FDCT0058/2019/A1 en 0016/2019/AKP), Onderzoekscommissie, Universiteit van Macau (MYRG2020-00183-ICMS en CPG2022-00023-ICMS) en National Natural Science Foundation of China (nr. 81803398).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AgaroseSigma-AldrichA6361
Agarose, lage geleertemperatuurSigma-AldrichA9414
Drummond Nanoject III Programmeerbare Nanoliter InjectorDrummond Scientific3-000-207
Fluorescentie stereo microscopenLeicaM205 FA
GraphPad Prism softwareGraphPad SoftwareVer. 7.04
Lipopolysacchariden van Escherichia coli O111:B4Sigma-AldrichL3024
Manuele micromanipulatorWorld Precision InstrumentsM3301
Mineraal olieSigma-AldrichM5904
Mx3005P qPCR systeemAgilent TechnologiesMx3005P
Nanovue plus spectrofotometerBiochrom80-2140-46
Nitriet concentratie assay kitBeyotime BiotechnologyS0021M
Fosfaat-gebufferde zoutoplossingSigma-AldrichP4417
Programmeerbare Horizontale Pipet PullerWorld Precision InstrumentsPMP-102
PTU (N-Fenylthioureum)Sigma-AldrichP7629
Willekeurige primersTakara3802
SuperScript II Reverse TranscriptaseInvitrogen18064014
SYBR Premix Ex Taq II kitAccurate BiologyAG11701
De 3e Gen TgrinderTiangenOSE-Y30
Dunwandige glazen capillairen (4”) met filament, OD 1,5 mmWorld Precision InstrumentsTW150F-4
Tricaine (3-amino benzoëzuur ethylester)Sigma-AldrichA-5040
TRNzol Universeel reagensTiangenDP424
Zebravis tracking boxViewPoint Behavior Technology

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Xanthos, D. N., Sandkuhler, J. Neurogenic neuroinflammation: inflammatory CNS reactions in response to neuronal activity. Nature Reviews Neuroscience. 15 (1), 43-53 (2014).
  2. Fan, L. W., Pang, Y. Dysregulation of neurogenesis by neuroinflammation: key differences in neurodevelopmental and neurological disorders. Neural Regeneration Research. 12 (3), 366-371 (2017).
  3. Kwon, H. S., Koh, S. H. Neuroinflammation in neurodegenerative disorders: the roles of microglia and astrocytes. Translational Neurodegeneration. 9 (1), 42(2020).
  4. Block, M. L., Zecca, L., Hong, J. S. Microglia-mediated neurotoxicity: uncovering the molecular mechanisms. Nature Reviews Neuroscience. 8 (1), 57-69 (2007).
  5. Tan, E. K., et al. Parkinson disease and the immune system-associations, mechanisms and therapeutics. Nature Reviews Neurology. 16 (6), 303-318 (2020).
  6. Borsini, A., Zunszain, P. A., Thuret, S., Pariante, C. M. The role of inflammatory cytokines as key modulators of neurogenesis. Trends in Neurosciences. 38 (3), 145-157 (2015).
  7. Kouhsar, S. S., Karami, M., Tafreshi, A. P., Roghani, M., Nadoushan, M. R. Microinjection of l-arginine into corpus callosum cause reduction in myelin concentration and neuroinflammation. Brain Research. 1392, 93-100 (2011).
  8. Couch, Y., Davis, A. E., Sá-Pereira, I., Campbell, S. J., Anthony, D. C. Viral pre-challenge increases central nervous system inflammation after intracranial interleukin-1β injection. Journal of Neuroinflammation. 11, 178(2014).
  9. Zhao, J., et al. Neuroinflammation induced by lipopolysaccharide causes cognitive impairment in mice. Scientific Reports. 9 (1), 5790(2019).
  10. Deng, I., Corrigan, F., Zhai, G., Zhou, X. F., Bobrovskaya, L. Lipopolysaccharide animal models of Parkinson's disease: Recent progress and relevance to clinical disease. Brain Behavior and Immunity-Health. 4, 100060(2020).
  11. Hernandez Baltazar, D., et al. Does lipopolysaccharide-based neuroinflammation induce microglia polarization. Folia Neuropathologica. 58 (2), 113-122 (2020).
  12. Dutta, G., Zhang, P., Liu, B. The lipopolysaccharide Parkinson's disease animal model: mechanistic studies and drug discovery. Fundamental and Clinical Pharmacology. 22 (5), 453-464 (2008).
  13. Castaño, A., Herrera, A. J., Cano, J., Machado, A. Lipopolysaccharide intranigral injection induces inflammatory reaction and damage in nigrostriatal dopaminergic system. Journal of Neurochemistry. 70 (4), 1584-1592 (1998).
  14. Perez-Dominguez, M., Avila-Munoz, E., Dominguez-Rivas, E., Zepeda, A. The detrimental effects of lipopolysaccharide-induced neuroinflammation on adult hippocampal neurogenesis depend on the duration of the pro-inflammatory response. Neural Regeneration Research. 14 (5), 817-825 (2019).
  15. Liu, M., Bing, G. Lipopolysaccharide animal models for Parkinson's disease. Parkinson's Disease. 2011, 327089(2011).
  16. Wilt, B. A., et al. Advances in light microscopy for neuroscience. Annual Review of Neuroscience. 32, 435-506 (2009).
  17. Huang, S. H., et al. Optical volumetric brain imaging: speed, depth, and resolution enhancement. Journal of Physics D: Applied Physics. 54 (32), 323002(2021).
  18. Ahn, C., et al. Overcoming the penetration depth limit in optical microscopy: Adaptive optics and wavefront shaping. Journal of Innovative Optical Health Sciences. 12 (04), 1930002(2019).
  19. Saleem, S., Kannan, R. R. Zebrafish: an emerging real-time model system to study Alzheimer's disease and neurospecific drug discovery. Cell Death Discovery. 4, 45(2018).
  20. Hung, M. W., et al. From omics to drug metabolism and high content screen of natural product in zebrafish: a new model for discovery of neuroactive compound. Evidence-Based Complementary and Alternative. 2012, 605303(2012).
  21. Fontana, B. D., Mezzomo, N. J., Kalueff, A. V., Rosemberg, D. B. The developing utility of zebrafish models of neurological and neuropsychiatric disorders: A critical review. Experimental Neurology. 299, 157-171 (2018).
  22. Sonawane, P. M., et al. A water-soluble boronate masked benzoindocyanin fluorescent probe for the detection of endogenous mitochondrial peroxynitrite in live cells and zebrafish as inflammation models. Dyes and Pigments. 191, 109371(2021).
  23. Sonawane, P. M., et al. Phosphinate-benzoindocyanin fluorescent probe for endogenous mitochondrial peroxynitrite detection in living cells and gallbladder access in inflammatory zebrafish animal models. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 267, 120568(2022).
  24. Yang, L. L., et al. Endotoxin molecule lipopolysaccharide-induced zebrafish inflammation model: a novel screening method for anti-inflammatory drugs. Molecules. 19 (2), 2390-2409 (2014).
  25. Rojas, A. M., Shiau, C. E. Brain-localized and intravenous microinjections in the larval zebrafish to assess innate immune response. Bio-Protocol. 11 (7), 3978(2021).
  26. Brugman, S. The zebrafish as a model to study intestinal inflammation. Developmental and Comparative Immunology. 64, 82-92 (2016).
  27. Kim, E. A., et al. Anti-inflammatory effect of Apo-9'-fucoxanthinone via inhibition of MAPKs and NF-kB signaling pathway in LPS-stimulated RAW 264.7 macrophages and zebrafish model. International Immunopharmacology. 59, 339-346 (2018).
  28. He, Y. L., et al. Angiogenic effect of motherwort (Leonurus japonicus) alkaloids and toxicity of motherwort essential oil on zebrafish embryos. Fitoterapia. 128, 36-42 (2018).
  29. Lister, J. A. Development of pigment cells in the zebrafish embryo. Microscopy Research and Technique. 58 (6), 435-441 (2002).
  30. Karlsson, J., von Hofsten, J., Olsson, P. E. Generating transparent zebrafish: a refined method to improve detection of gene expression during embryonic development. Marine Biotechnology. 3 (6), 522-527 (2001).
  31. d'Amora, M., Giordani, S. The utility of zebrafish as a model for screening developmental neurotoxicity. Frontiers in Neuroscience. 12, 976(2018).
  32. Kalueff, A. V., Stewart, A. M., Gerlai, R. Zebrafish as an emerging model for studying complex brain disorders. Trends in Pharmacological Sciences. 35 (2), 63-75 (2014).
  33. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  34. Zhang, B., et al. Effects of a dammarane-type saponin, ginsenoside Rd, in nicotine-induced vascular endothelial injury. Phytomedicine. 79, 153325(2020).
  35. Chen, Y., Li, G., Law, H. C. H., Chen, H., Lee, S. M. Determination of oxyphylla A enantiomers in the fruits of Alpinia oxyphylla by a chiral high-performance liquid chromatography-multiple reaction monitoring-mass spectrometry method and comparison of their in vivo biological activities. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 68 (40), 11170-11181 (2020).
  36. De Chiara, G., et al. Infectious agents and neurodegeneration. Molecular Neurobiology. 46 (3), 614-638 (2012).
  37. Sochocka, M., Diniz, B. S., Leszek, J. Inflammatory response in the CNS: friend or foe. Molecular Neurobiology. 54 (10), 8071-8089 (2017).
  38. Whitney, N. P., Eidem, T. M., Peng, H., Huang, Y., Zheng, J. C. Inflammation mediates varying effects in neurogenesis: relevance to the pathogenesis of brain injury and neurodegenerative disorders. Journal of Neurochemistry. 108 (6), 1343-1359 (2009).
  39. Terzi, M., et al. The use of non-steroidal anti-inflammatory drugs in neurological diseases. Journal of Chemical Neuroanatomy. 87, 12-24 (2018).
  40. Shohayeb, B., Diab, M., Ahmed, M., Ng, D. C. H. Factors that influence adult neurogenesis as potential therapy. Translational Neurodegeneration. 7, 4(2018).
  41. Sullivan, C., Kim, C. H. Zebrafish as a model for infectious disease and immune function. Fish and Shellfish Immunology. 25 (4), 341-350 (2008).
  42. Meeker, N. D., Trede, N. S. Immunology and zebrafish: spawning new models of human disease. Developmental and Comparative Immunology. 32 (7), 745-757 (2008).
  43. Morales Fenero, C. I., Colombo Flores, A. A., Camara, N. O. Inflammatory diseases modelling in zebrafish. World Journal of Experimental Medicine. 6 (1), 9-20 (2016).
  44. Mottaz, H., et al. Dose-dependent effects of morphine on lipopolysaccharide (LPS)-induced inflammation, and involvement of multixenobiotic resistance (MXR) transporters in LPS efflux in teleost fish. Environmental Pollution. 221, 105-115 (2017).
  45. Novoa, B., Bowman, T. V., Zon, L., Figueras, A. LPS response and tolerance in the zebrafish (Danio rerio). Fish and Shellfish Immunology. 26 (2), 326-331 (2009).
  46. Garcia-Alloza, M., Bacskai, B. J. Techniques for brain imaging in vivo. Neuromolecular Medicine. 6 (1), 65-78 (2004).
  47. Ford, J., et al. At a glance: An update on neuroimaging and retinal imaging in Alzheimer's disease and related research. Journal of Prevention of Alzheimer's Disease. 9 (1), 67-76 (2022).
  48. Bercier, V., Rosello, M., Del Bene, F., Revenu, C. Zebrafish as a model for the study of live in vivo processive transport in neurons. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 17(2019).
  49. Antinucci, P., Hindges, R. A crystal-clear zebrafish for in vivo imaging. Scientific Reports. 6, 29490(2016).
  50. Poureetezadi, S. J., Donahue, E. K., Wingert, R. A. A manual small molecule screen approaching high-throughput using zebrafish embryos. Journal of Visualized Experiments. (93), e52063(2014).
  51. Zon, L. I., Peterson, R. T. In vivo drug discovery in the zebrafish. Nature Reviews Drug Discovery. 4 (1), 35-44 (2005).
  52. Chi, Z., Xu, Q., Zhu, L. A review of recent advances in robotic cell microinjection. Ieee Access. 8, 8520-8532 (2020).
  53. Wang, W., Liu, X., Gelinas, D., Ciruna, B., Sun, Y. A fully automated robotic system for microinjection of zebrafish embryos. PLoS One. 2 (9), 862(2007).
  54. Fu, H. Q., et al. Prolonged neuroinflammation after lipopolysaccharide exposure in aged rats. PLoS One. 9 (8), 106331(2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Model voor neuroinflammatiezebravislarvenmicro injectie in de hersenenlipopolysaccharide injectiebeoordeling van neurotoxiciteitfluorescentie live imaginglocomotorisch gedragexpressie van inflammatoire cytokinenneutrofielenrekruteringreal time PCR

Gerelateerde artikelen