Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Hoofdimplantaten voor de neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten

2.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64324

⸱

7 september 2022

 ,  ,  , 
1Department of Neurobiology and Behavior, School of Biological Sciences, University of California Irvine, 2Department of Biomedical Engineering, School of Engineering, University of California, Irvine, 33Center for Neurobiology of Learning and Memory, University of California, Irvine

In dit artikel

Samenvatting

Een gedetailleerde nieuwe procedure voor functionele beeldvorming van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten wordt beschreven.

Samenvatting

Anesthetica, vaak gebruikt in preklinisch en fundamenteel wetenschappelijk onderzoek, hebben een depressieve invloed op de metabole, neuronale en vasculaire functies van de hersenen en kunnen neurofysiologische resultaten nadelig beïnvloeden. Het gebruik van wakkere dieren voor onderzoeksstudies is voordelig, maar vormt de grootste uitdaging om de dieren kalm en stationair te houden om bewegingsartefacten tijdens het verzamelen van gegevens te minimaliseren. Wakkere beeldvorming bij kleinere knaagdieren (bijv. Muizen) komt heel vaak voor, maar blijft schaars bij ratten omdat ratten groter en sterker zijn en een grotere neiging hebben om zich te verzetten tegen bewegingsbeperkingen en hoofdfixatie gedurende de lange duur die nodig is voor beeldvorming. Een nieuw model van neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten met behulp van aangepaste handgenaaide stroppen, 3D-geprinte hoofdimplantaten, hoofdkappen en een hoofdframe wordt beschreven. De resultaten verkregen na een enkele studie van single-whisker stimulatie suggereren een toename van de intensiteit van de opgeroepen functionele respons. De verwerving van de opgeroepen functionele respons van wakkere, hoofdvaste ratten is sneller dan die van verdoofde ratten, betrouwbaar, reproduceerbaar en kan worden gebruikt voor herhaalde longitudinale studies.

Inleiding

De meeste fundamentele, preklinische en translationele wetenschappelijke neuroimaging-onderzoeken worden verkregen van verdoofde dieren 1,2. Anesthetica vergemakkelijken experimenten, maar beïnvloeden voortdurend het metabolisme, de bloeddruk en de hartslag van de hersenen en het lichaam3. Het type anestheticum en de duur en wijze van toediening voegen verstorende variabelen toe aan de interpretatie van gegevens die kunnen bijdragen aan reproduceerbaarheid en translationele storingen4. Een belangrijk knelpunt van wakkere, hoofdvaste neuroimagingstudies bij ratten is de vereiste om de rat stationair en kalm te houden tijdens de voorbereidings- en gegevensverzamelingsprocessen. Kleine bewegingen produceren ongerechtvaardigde bewegingsartefacten, die een negatieve invloed kunnen hebben op gegevensanalyse en -interpretaties.

Een nieuw model van neuroimaging van wakkere, hoofdvaste ratten met behulp van aangepaste draagdoeken, driedimensionale (3D) geprinte hoofdimplantaten, hoofdkappen en een hoofdframe is bedacht dat verschillende voordelen biedt voor eenvoudig experimenteren. Het 3D-hoofdimplantaat is licht en bedekt een klein deel van de schedel dat nodig is voor transfixatie. De 3D-geprinte hoofdimplantaten en doppen zijn ontworpen met behulp van computer-aided design (CAD) software. De protocollen van snorharenstimulatie, data-acquisitie, data-analyse en resultaten van verdoofde ratten zijn in detail beschreven in eerder werk 5,6,7.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures waren in overeenstemming met de richtlijnen van het National Institute of Health en goedgekeurd door de University of California, Irvine Animal Care and Use Committee. Zeven mannetjes en een vrouwelijke rat (Sprague-Dawley, gewicht: 185-350 g) werden gebruikt in deze studie. Na voltooiing van de studie werden de ratten geofferd met behulp van een overdosis koolstofdioxide.

1. Ontwerp van verschillende componenten

  1. Ontwerp van het hoofdimplantaat:
    1. Maak het hoofdimplantaat met behulp van CAD-software (figuur 1C) en ontwerp het om het gebied achter de bregma en grenzend aan de middellijn gecentreerd op de somatosensorische cortex in beeld te brengen. Zorg ervoor dat het hoofdimplantaat een gebied van 0,9 mm tot 1,9 mm op de schedel bedekt, weg van het beeldvormingsgebied.
    2. Gebruik slechts drie schroeven om het hoofdimplantaat op de schedel van de rat te verankeren. Ontwerp alle schroefgaten zo dat ze aan de andere kant van de middellijn in de contralaterale hemisfeer van de afgebeelde hemisfeer blijven.
    3. Plaats een staaf, van binnenuit uitgehold, in het bovenste deel van het hoofdimplantaat om draden in staat te stellen de hoofdkap aan het hoofdimplantaat te bevestigen, zoals weergegeven in figuur 1D.
  2. Ontwerp van de hoofdkap:
    1. Zorg ervoor dat de hoofdkap het beeldvormingsgebied volledig bedekt en beschermt tegen elke vorm van trauma zoals weergegeven in figuur 1A, B. Voeg een kromming toe aan de hoofdkap, zodat deze is afgestemd op de vorm van het hoofd zonder de dagelijkse activiteiten van het dier in de standaard verrijkte kooien te verstoren.
    2. Snijd de binnenkant van de hoofdkap in een bredere rechthoekige vorm, zodat het bovenste deel van het hoofdimplantaat erin past, zoals weergegeven in figuur 1E. Haaks op deze rechthoek snijdt u twee andere rechthoekige gebieden om de hoofdkap aan het hoofdimplantaat te verankeren.
    3. Haal één draad door de bovenste uitgeholde staaf van het hoofdimplantaat voor bevestiging van het hoofdkapje op de rattenkop zoals weergegeven in figuur 1E-G. Passeer de tweede draad op dezelfde manier.
      OPMERKING: Deze draden kunnen eenvoudig worden verwijderd met een tang of tang. De 3D-afdrukbestanden worden geleverd (bestandsindeling: STL) als aanvullend bestand 1 en aanvullend bestand 2.
  3. Ontwerp van het hoofdframe:
    1. Ontwerp het hoofdframe zo dat een gesneden deel door de bovenste balk van het hoofdimplantaat kan bewegen en met een klem wordt bevestigd.
    2. Hoek het andere gesneden deel om extra sterkte te bieden om de rattenkop vast te houden om de contralaterale kant volledig toegankelijk te maken voor beeldvorming. Snijd voor dit onderzoek de stalen plaat met tinsnippers om het kopframe te produceren (figuur 1H, I).
      OPMERKING: Dit onderdeel kan ook 3D-geprint worden.

2. Initiële rattenopleiding

  1. Laat ratten 2-3 dagen wennen aan de vivariumomgeving in hun kooien.
  2. Begin met het hanteren van de rat in een rustige kamer. Open de kooi en laat de experimentator zijn hand gedurende 15-20 minuten in de kooi bij de rat leggen om de rat te laten wennen.
  3. Zodra de rat kalmte vertoont door niet te schrikken of weg te rennen van de handen van de experimentator, pak je de rat voorzichtig op voor hantering. Behandel de rat elke dag 30-45 minuten voordat je gaat slingeren.

3. Sling training

  1. Train de ratten gedurende ten minste 2-3 dagen in de draagdoeken vóór de chirurgische implantatie van het hoofdimplantaat en het hoofdkapje.
  2. Rangschik de slingopstelling zoals weergegeven in figuur 2A. Reinig de sling setup met behulp van ethanoldoekjes.
    OPMERKING: Alle stroppen zijn met de hand genaaid en gemaakt van een netmateriaal aan de onderkant of aan beide zijden, zoals weergegeven in figuur 2A, B.
  3. Voor slingtraining, verdoven de ratten met behulp van 4% isofluraan voor inductie en 1% voor onderhoud totdat er geen achterpoot knijpreflex is.
  4. Plaats de ratten onder isofluraananesthesie op een flexibele plastic plaat van 20 cm x 8 cm (lengte x breedte), waarbij 10 cm x 8 cm van de plastic plaat volledig is bedekt met het zachtere deel van het klittenband.
    OPMERKING: Het verdoven van de ratten voor draagdoektraining is een optionele stap, voornamelijk gebruikt om stress en angst te verminderen.
  5. Leg de rat de eerste 2 dagen van de training knus in een babysok (maat 0-3 maanden) met het hoofd naar buiten door een klein gaatje dat aan het einde van de sok is ingesneden.
  6. Wikkel een klein stukje absorberend kussen rond het onderlichaam om de rat droog te houden en uitwerpselen te verzamelen.
  7. Wikkel de rat in een ademende katoenen doek (afmeting: 25 cm x 25 cm). Plaats de rat op een plastic vel waar klittenbandstrips op zijn gelijmd.
  8. Bevestig de rat verder aan de plastic plaat met behulp van 0,5 cm brede klittenbandstrips op een afstand van 3-6 mm van elkaar.
  9. Zet de rat vast in de draagdoek. Verwijder de gasanesthesie. Laat de rat herstellen van gasanesthesie in de draagdoek.
  10. Wanneer de rat begint te kloppen, bied dan elke 10-15 minuten een paar druppels 10% sucrose-oplossing aan als beloning.
  11. Presenteer de rat willekeurig met de sensorische stimuli die tijdens de beeldvorming zullen worden gebruikt (hier snorharenstimulatie, elke 15-25 minuten) om hem te laten wennen aan sensorische stimuli. Stimuleer de snorharen handmatig met willekeurige tussenpozen.
  12. Train de rat in de draagdoek gedurende 1 uur op dag 1, 2 uur op dag 2 en 3 uur op dag 3 zoals weergegeven in figuur 2C.

4. Prechirurgische voorbereiding

  1. Print het hoofdimplantaat en de hoofdkap met de 3D-printer (figuur 1).
  2. Steriliseer alle chirurgische instrumenten en hoofddeksels (implantaten en doppen) door de apparatuur gedurende 10 uur onder te dompelen in het Metricide28 kiemdodend middel. Spoel gereedschappen grondig af met steriel water vlak voor de operatie.
  3. Stel de rat bloot aan 4% isofluraan en houd vervolgens op 1% -2% isofluraan totdat er geen achterpootknijpreflex is. Deze operatie kan worden uitgevoerd onder vele soorten anesthesie, zoals isofluraan, natriumpentobarbital en ketamine-xylazine.
  4. Injecteer atropine (0,05 mg/kg) intramusculair om slijmafscheidingen te verminderen om te helpen bij de ademhaling.
  5. Scheer de kop van de rat 5 mm gecentreerd rond de middellijn met behulp van een haartrimmer die begint tussen de ogen tot de achterkant van de oren.
  6. Controleer de gedeeltelijke zuurstofverzadiging en hartslag via een pulsoximeter en hartslagmetersonde die aan de achterpoot van de rat zijn bevestigd.
  7. Veeg de kop van de rat en de omgeving drie keer af met afwisselende rondes betadine en 70% alcoholdoekjes.
  8. Bevestig de rat in een stereotaxisch systeem.
  9. Plaats een met vaseline gesmeerde rectale sonde om de lichaamstemperatuur van de rat te meten en deze door het feedbacksysteem van de verwarmingsdeken te houden om onderkoeling na toediening van verdoving te voorkomen.
  10. Dien lokaal verdovingsmiddel lidocaïnehydrochloride toe in een concentratie van 20 mg/ml, 0,07 mg/kg +/-0,2 lichaamsgewicht subcutaan op de operatieplaats.
  11. Breng oogheelkundige zalf aan op beide ogen om uitdroging te voorkomen.
  12. Dien 2% lokaal verdovingsmiddel subcutaan toe over de operatieplaats.
  13. Injecteer 3 ml ringeroplossing met lactatie bij kamertemperatuur subcutaan om uitdroging te voorkomen en voeding te geven tijdens de operatie.

5. Operatie

  1. Verwijder het deel van de huid over de operatieplaats (4 mm diameter gecentreerd rond de middellijn en het midden van het hoofd) met een scherpe chirurgische schaar. Ontleed en verwijder een deel van de huid (~ 2 mm diameter, over de linker somatosensorische cortex) tussen het oor en het oog op het tijdelijke deel van het hoofd.
  2. Verwijder met behulp van een scalpel het onderliggende huidweefsel (pericranium) om de schedel bloot te leggen. Reinig de schedel met gesteriliseerd katoenen gaas.
  3. Retract/reseceer temporale spier om de gewenste grootte voor het beeldvormingsgebied bloot te leggen [7,5 mm bij 7,5 mm voor dit onderzoek].
  4. Leg de schedel bloot op de contralaterale hemisfeer voor het hoofdimplantaat. Plaats het hoofdimplantaat op de schedel om de locatie van de verankeringsschroeven voor het implantaat te bepalen, zoals weergegeven in figuur 2D-F.
  5. Markeer de schedel voor het boren van de schroeven met India Ink met boor 1. Boor de braamgaten voor de schroeven met behulp van tandboor 3. Schroef het hoofdimplantaat op zijn plaats.
  6. Droog de schedel met steriel gaas. Breng een dunne laag weefsellijm aan rond en onder het hoofdimplantaat om het op de schedel te lijmen. Breng een laag tandcement aan om het hoofdimplantaat verder op zijn plaats te ondersteunen en laat het cement 2-3 minuten drogen.
    OPMERKING: Het gebruik van weefsellijm naast tandcement zorgt voor een sterke hold8.
  7. Met behulp van tandboor 3, dun een gebied van 7,5 mm x 7,5 mm aan de linkerkant van de schedel net achter de bregma en lateraal naar de middellijn. Dun de schedel uit tot ~50 μm zoals weergegeven in figuur 3A.
  8. Breng actuele antibiotische zalf aan op de operatieplaats en bedek deze vervolgens met een dunne laag siliconenrubber om de verdunde schedel te beschermen, zoals weergegeven in figuur 3B. Bedek de operatieplaats met behulp van de hoofdkap zoals weergegeven in figuur 3C. Bevestig het op zijn plaats met de twee kleine stukjes draden die door zowel het hoofdimplantaat als het hoofdkapje gaan, zoals weergegeven in figuur 3D, E. Breng siliconenrubber aan om de hoofdkap en schedel te bedekken om de hoofdkap verder op het hoofd van de rat te stabiliseren, zoals weergegeven in figuur 3F.
    OPMERKING: Siliconenrubber biedt extra bescherming aan verdunde schedels.
  9. Injecteer de rat subcutaan met flunixine meglumine (2,5 mg/kg) voor pijn- en ontstekingsbeheersing. Om infectie te voorkomen, injecteer enrosiet antibioticum enrofloxacine (22,7 mg / ml, 10 mg / kg +/-.01), intraperitoneaal.
  10. Verplaats de rat naar de herstelkamer om zijn lichaamstemperatuur te handhaven met een verwarmende deken en een warmtelamp. Controleer de rat continu totdat hij weer bij bewustzijn komt en sternale lighouding kan behouden.
  11. Breng de rat terug naar zijn aparte kooi zodra hij volledig is hersteld.
  12. Dien de komende 3 dagen flunixine en buprenorfine toe om ontsteking en pijn te verlichten en enrosite om infectie tweemaal daags te voorkomen.

6. Wakkere beeldvorming

  1. Verdoof de rat met 4% isofluraan voor inductie en 1% voor onderhoud wanneer er geen knijpreflex van de achterpoot is. Injecteer acepromazine (0,3-0,5 mg/kg) subcutaan.
    OPMERKING: Deze concentratie van acepromazine ligt onder milde sedatieniveaus en helpt alleen de ratten kalm te houden tijdens het beeldvormingsproces.
  2. Bevestig de rat met behulp van aangepaste stroken klittenband op de plastic plaat die tijdens de trainingsprocedures wordt gebruikt. Wikkel het onderste lichaamsdeel met een absorptiekussen en plaats de rat goed in de draagdoek.
  3. Verwijder het siliconenrubber. Verwijder de dop door de bevestigingsdraden te verwijderen. Bevestig het hoofdframe in het hoofdimplantaat zoals weergegeven in figuur 2G.
  4. Vergrendel het hoofdframe in klemmen zoals weergegeven in figuur 2H, I.
  5. Verwijder gasanesthesie. Spoel het beeldgebied 3x met zoutoplossing en reinig met nat gaas. Droog het beeldvormingsgebied en maak een put, met behulp van vaseline, rond het beeldvormingsgebied. Vul de put met gesteriliseerde zoutoplossing en dek af met een glasplaat (figuur 2E).
  6. Raadpleeg de acquisitieprocedures voor optische beeldvorming van intrinsieke signalen, het whisker-stimulatieprotocol en gegevensanalyse en -presentatie, die eerder in detail zijn besproken 6,7.
  7. Controleer tijdens het experiment de ratten op tekenen van agitatie en rusteloosheid, die verder kunnen worden verminderd door de ogen van de ratten te bedekken met een zachte doek of gaas (optioneel).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De representatieve optische beeldvormingssignalen van een enkele proef met een verdoofde rat en de opgetelde respons (van 40 verzamelde onderzoeken) van een wakkere rat worden getoond (figuur 4). De signaalintensiteit voor single-whisker stimulatie van een wakkere rat kan worden gevisualiseerd op een hogere drempel dan voor de verdoofde rat, met een sterker signaal van het wakkere dier. De C2-snorharen van ratten worden gestimuleerd bij 5 Hz gedurende 1 s en de functionele respons wordt weer...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het gebruik van wakkere, hoofdvaste rattenbeeldvorming biedt veel voordelen op het gebied van gemak en maatwerk. Met de speciaal ontworpen stroppen kunnen de ratten door ademend netmateriaal worden gewikkeld, waardoor het niet nodig is om dieren gedurende langere tijd in gesloten, plastic fixatiekamers te sluiten10,11. Ratten worden kalm en stressvrij gehouden gedurende de lange duur van opeenvolgende beeldvormingssessies met behulp van een zeer lage dosis acepro...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten bekend te maken.

Dankbetuigingen

We erkennen Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha en Amirsoheil Zareh voor hun hulp tijdens het trainen van de ratten en de voorbereiding van de slings. Financiering werd verstrekt door de National Institutes of Health (NIH, Grant Number: NS119852) en Leducq Foundation (Grant Number: 15CVD02).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
RatsCharles RiverSprague Dawley
IsofluraanPivetal21295098Algemeen anestheticum
Lidocaine HCl 2% injectiePhoenixL-2000-04Locaal verdovingsmiddel
Atropine sulfaat injectieVedco5098907512Help bij ademhaling
Lactated Ringer's injectieoplossingVedco50989088317
Flunixin injectieVedco6064408670Pijnmanagement
Enrosite injectie (Enrofloxacine 2,27%)VetOne501084Om infectie te voorkomen
PromAce injectie (Acepromazine maleaat)Boehringer Ingelheim136059
Animax zalfDechra Veterinary Products122-75actieve ingrediënten van nystatine 1000 eenheden per gram, neomycinesulfaat 2,5 mg per gram, thiostrepton 2500 eenheden per gram en triamcinolonacetonide 1 mg per gram
Puralube oogzalfDechra Veterinary Products211-38
Povidon-jood PVP prep padsMedlineMDS093917Betadine generiek
Isopropyl alcohol wattenstaafjesBD326895
Vetbond weefselkleefstof3M1469SB
Boor (boorkop), standaard operatorium carbideSS White Burs14829#3 boor
Schroeven, 00-90 x 1/8 platkop roestvrij staalJ.I. MorrisF0090CE125Ankerschroven
Stereotactisch systeemKopf Instruments1430
Homeotherme verwarmingsdekenHarvard Apparatus50-7220-F
Pulsoximeter & hartslagmeterKent ScientificMouseStat Jr.
PetrolatumFisher ScientificP66-1LBVaseline generiek
Draad, blank koperFisher Scientific15-545-2C20 gauge
Teets Cold Cure poederPearson DentalC73-0054 actief bestanddeel: Methyl Methacrylaat
Teets Cold Cure vloeistofPearson DentalC73-0078 actief bestanddeel: Methyl Methacrylaat
Siliconen malrubberSmooth-OnBody Double Fastsiliconen polymeer
Metricide 28 (kiemdodende stof)MetrexOct-05
India inkt, zwartPelikan301051
TandartsboorNSK DentalUltimate XL-F
3D-printerPrusa Researchi3 MK3S+
NaaiklemmenVelcro90030
Huisdier screening utillity stofJoann10173334Netwerk materiaal
Boor (boorkop), standaard operatorium carbideSS White Burs14829#1 boor

Referenties

  1. Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
  2. Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. Neuroimaging of animal models of brain disease. British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).
  3. Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Veterinary Research. 10, 310(2014).
  4. Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals. PLoS One. 10 (8), 0134205(2015).
  5. Chen-Bee, C. H., et al. Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging. Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).
  6. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).
  7. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals. Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).
  8. Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).
  9. Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).
  10. Chang, P. C., et al. Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats. Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).
  11. Stenroos, P., et al. Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit. Frontiers in Neuroscience. 12, 548(2018).
  12. Vogler, G. A. Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition). The Laboratory Rat. Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. , Academic Press. Cambridge, MA. 627-664 (2006).
  13. Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls. Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).
  14. Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents. Journal of Visualized Experiments. (107), e53064(2016).
  15. Ferris, C. F. Applications in awake animal magnetic resonance imaging. Frontiers in Neuroscience. 16, 854377(2022).
  16. Tiran, E., et al. Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).
  17. Desjardins, M., et al. Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
  18. Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function. Scientific Reports. 9, 5499(2019).
  19. Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
  20. Cao, R., et al. Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain. Neuroimage. 150, 77-87 (2017).
  21. Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).
  22. Roe, A. W. Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys. Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).
  23. Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals. Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Beeldvorming bij wakkeren dierenneuroimaging bij rattenfunctionele responsbeeldvorming door een dunne schedel3D-geprinte implantatenstereotaxisch systeemcalciumimagingfunctionele echografie
Hoofdimplantaten voor de neuroimaging van wakkere, op het hoofd gefixeerde ratten
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.