Methodenartikel

Spermaverzameling en computerondersteunde spermaanalyse in het Teleost-model Japanse Medaka (Oryzias latipes)

DOI:

10.3791/64326

⸱

6 oktober 2022

 ,  , 
1Department of Preclinical Sciences and Pathology, Faculty of Veterinary Medicine, Norwegian University of Life Sciences, 2Department of Production Animal Clinical Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, Norwegian University of Life Sciences

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel beschrijft twee snelle en efficiënte methoden voor het verzamelen van sperma van het kleine modelvis medaka (Oryzias latipes), evenals een protocol voor het betrouwbaar beoordelen van de spermakwaliteit met behulp van computerondersteunde spermaanalyse (CASA).

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Japanse medaka (Oryzias latipes) is een teleostvis en een opkomend gewerveld model voor ecotoxicologie, ontwikkelings-, genetica- en fysiologieonderzoek. Medaka wordt ook op grote schaal gebruikt om de voortplanting van gewervelde dieren te onderzoeken, wat een essentiële biologische functie is omdat het een soort in staat stelt om te bestendigen. De kwaliteit van het sperma is een belangrijke indicator voor de mannelijke vruchtbaarheid en dus het succes van de voortplanting. Technieken voor het extraheren van sperma- en spermaanalyse zijn goed gedocumenteerd voor veel soorten, waaronder teleostvissen. Het verzamelen van sperma is relatief eenvoudig in grotere vissen, maar kan ingewikkelder zijn in kleine modelvissen omdat ze minder sperma produceren en delicater zijn. Dit artikel beschrijft daarom twee methoden voor het verzamelen van sperma in de kleine modelvis, Japanse medaka: teelballendissectie en buikmassage. Dit artikel toont aan dat beide benaderingen haalbaar zijn voor medaka en laat zien dat buikmassage een herhaald aantal keren kan worden uitgevoerd, omdat de vissen snel herstellen van de procedure. Dit artikel beschrijft ook een protocol voor computerondersteunde spermaanalyse in medaka om objectief verschillende belangrijke indicatoren van medaka-spermakwaliteit te beoordelen (motiliteit, progressiviteit, duur van motiliteit, relatieve concentratie). Deze procedures, gespecificeerd voor dit nuttige kleine teleostmodel, zullen het begrip van de omgevings-, fysiologische en genetische factoren die de vruchtbaarheid bij gewervelde mannen beïnvloeden, aanzienlijk verbeteren.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Japanse medaka is een kleine, eierleggende zoetwater teleost vis afkomstig uit Oost-Azië. Medaka is een uitstekend modelsysteem voor gewervelde dieren geworden voor ecotoxicologie, ontwikkelingsgenetica, genomica en evolutionaire biologie en fysiologiestudies 1,2. Net als de populaire zebravissen zijn ze relatief gemakkelijk te kweken en zeer resistent tegen veel voorkomende visziekten 1,2. Er zijn verschillende voordelen van het gebruik van medaka als model, waaronder een korte generatietijd, transparante embryo's 1,2 en een gesequenced genoom3. In tegenstelling tot zebravissen heeft medaka een geslachtsbepalend gen4 en een hoge temperatuur (van 4-40 °C) en zoutgehalte (euryhaliene soort) tolerantie5. Ook zijn veel genetische en anatomische hulpmiddelen, evenals protocollen 6,7,8,9,10,11,12, ontwikkeld in medaka om de studie van de biologie te vergemakkelijken.

Voortplanting is een essentiële fysiologische functie omdat het een soort in staat stelt om te bestendigen. Gewervelde reproductie vereist een groot aantal nauwkeurig georkestreerde gebeurtenissen, waaronder de productie van eicellen bij vrouwen en de productie van sperma bij mannen. Sperma zijn unieke cellen, geproduceerd door het complexe proces van spermatogenese, waarbij er een aantal controlepunten zijn om de levering van een hoogwaardig product te garanderen13. Gametenkwaliteit is een focus geworden in aquacultuur- en vispopulatiestudies vanwege de impact op het succes van de bevruchting en de overleving van larven. De kwaliteit van het sperma is daarom een belangrijke indicator voor de mannelijke vruchtbaarheid bij gewervelde dieren.

Drie nuttige factoren voor het beoordelen van de kwaliteit van het sperma van vissen zijn beweeglijkheid, progressiviteit en levensduur. Procentuele beweeglijkheid en progressieve beweeglijkheid zijn veel voorkomende indicatoren van de spermakwaliteit, omdat progressieve beweging noodzakelijk is voor en sterk correleert met bevruchtingssucces14,15. De duur van de beweging is ook een belangrijke indicator bij vissen, omdat sperma bij de meeste teleostsoorten minder dan 2 minuten volledig beweeglijk blijft en het traject van sperma over het algemeen minder lineair is dan bij zoogdieren15. Veel studies die de beweeglijkheid van sperma in het verleden beoordeelden, vertrouwden echter op subjectieve of semi-kwantitatieve methoden voor het analyseren van sperma15,16. De beweeglijkheid van het sperma in medaka is bijvoorbeeld in het verleden visueel geschat onder een microscoop17. Het is ook geschat door spermabewegingen te registreren en beeldvormingssoftware te gebruiken om frames samen te voegen en zwempad en -snelheid te meten 18,19,20. Dergelijke benaderingen missen vaak robuustheid en leveren verschillende resultaten op volgens de persoon die de analyse uitvoert15,21.

Computer-assisted sperm analysis (CASA) werd in eerste instantie ontwikkeld voor zoogdieren. CASA is een snelle kwantitatieve methode om de spermakwaliteit te beoordelen door de snelheid en het traject op een geautomatiseerde manier te registreren en te meten15. Bij vissen is het in verschillende soorten gebruikt om de effecten van verschillende waterverontreinigende stoffen op de spermakwaliteit te monitoren, voor het identificeren van interessante voorlopers om het broedbestand te verbeteren, om de efficiëntie van cryopreservatie en opslag te verbeteren en om de omstandigheden voor bevruchting te optimaliseren15. Daarom is het een krachtig hulpmiddel voor het betrouwbaar beoordelen van de spermakwaliteit bij verschillende gewervelde soorten. Vanwege de belangrijke diversiteit in voortplantingsstrategieën tussen vissen, verschilt het sperma van teleostvissen echter van dat van zoogdieren en van de ene vissoort tot de andere. Teleostvissen, die voornamelijk eieren extern bevruchten door gameten in water vrij te geven, hebben sterk geconcentreerd sperma dat relatief eenvoudig van structuur is zonder acrosoom, in tegenstelling tot zoogdieren, die intern bevruchten en daarom niet hoeven te compenseren voor verdunning in water, maar wel meer viskeuze vloeistoffen moeten weerstaan14. Bovendien beweegt sperma van de meeste vissen snel, maar is het minder dan 2 minuten na activering volledig beweeglijk, hoewel er verschillende uitzonderingen zijn15,22. Omdat de beweeglijkheid bij de meeste vissen snel kan afnemen, moet uiterste voorzichtigheid worden betracht met de timing van de analyse na activering bij het bepalen van een spermaanalyseprotocol voor vissen.

Reproductie is een van de gebieden in de biologie waarin teleosts en medaka op grote schaal zijn gebruikt als modelorganismen. Inderdaad, medaka-mannetjes vertonen interessant reproductief en sociaal gedrag, zoals partnerbewakingvan 23,24. Daarnaast bestaan er verschillende transgene lijnen om de neuro-endocriene controle van de voortplanting bij deze soort te bestuderen 25,26,27. Spermabemonstering, een procedure die relatief eenvoudig is bij grotere vissen, kan ingewikkelder zijn bij kleine modelvissen omdat ze minder sperma produceren en delicater zijn. Om deze reden, de meeste studies met sperma bemonstering in medaka extract milt (vis sperma) door het verpletteren van ontleed teelballen 17,28,29,30. Een paar studies gebruiken ook een gemodificeerde buikmassage om de milt direct uit te drukken in activerend medium 18,19,20; met deze methode is het echter moeilijk om de hoeveelheid en kleur van milt geëxtraheerd te visualiseren. Bij zebravissen wordt buikmassage vaak gebruikt om milt uit te drukken, dat onmiddellijk wordt verzameld in een capillaire buis 31,32,33. Deze methode maakt het mogelijk om het volume milt te schatten, evenals observatie van de ejaculaatkleur, wat een snelle en eenvoudige indicator is van de spermakwaliteit32,33. Daarom ontbreekt een duidelijk en goed beschreven protocol voor spermaverzameling en -analyse voor medaka.

Dit artikel beschrijft daarom twee methoden van spermaverzameling in de kleine modelvis Japanse medaka: teelballendissectie en buikmassage met capillaire buisjes. Het toont aan dat beide benaderingen haalbaar zijn voor medaka en laat zien dat buikmassage een herhaald aantal keren kan worden uitgevoerd, omdat de vis snel herstelt van de procedure. Het beschrijft ook een protocol voor computerondersteunde spermaanalyse in medaka om op betrouwbare wijze verschillende belangrijke indicatoren van medaka-spermakwaliteit te meten (beweeglijkheid, progressiviteit, levensduur en relatieve spermaconcentratie). Deze procedures, gespecificeerd voor dit nuttige kleine teleostmodel, zullen het begrip van de omgevings-, fysiologische en genetische factoren die de vruchtbaarheid bij gewervelde mannen beïnvloeden, aanzienlijk verbeteren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle experimenten en dierbehandeling werden uitgevoerd in overeenstemming met de aanbevelingen over het welzijn van proefdieren aan de Noorse Universiteit voor Levenswetenschappen (NMBU). De experimenten werden uitgevoerd met volwassen (6-9 maanden oude) mannelijke Japanse medaka (Hd-rR-stam) opgegroeid bij NMBU (Ås, Noorwegen). De methoden werden ook kort getest bij 9 maanden oude mannelijke Japanse medaka (CAB-stam) die is opgegroeid aan het National Research Institute for Agriculture, Food and the Environment (INRAE, Rennes, Frankrijk).

1. Voorbereiding van instrumenten en oplossingen

  1. Bereid anesthetische stockoplossing (0,6% Tricaine).
    1. Verdun 0,6 g Tricaine (MS-222) in 100 ml 10x fosfaatbufferzoutoplossing (PBS).
    2. Aliquot 2 ml van de anesthetische stamoplossing in 50 plastic buisjes van 2 ml en bewaar bij -20 °C tot gebruik voor anesthesie of euthanasie.
  2. Bereid terugwinningswater (0,9% natriumchloride [NaCl] oplossing).
    1. Voeg 27 g NaCl toe aan 3 L aquariumwater.
    2. Bewaar de oplossing bij kamertemperatuur (RT) tot gebruik.
  3. Pas indien nodig het activeringsmedium aan (Hank's gebalanceerde zoutoplossing [HBSS]).
    OPMERKING: HBSS kan commercieel worden gekocht of in het laboratorium worden gemaakt (materiaaltabel).
    1. Meet de pH van de HBSS met behulp van een pH-meter. Pas de pH indien nodig aan met zoutzuur of natriumhydroxide, zodat de uiteindelijke pH 7,1-7,3 is.
    2. Meet de osmolaliteit van de HBSS met behulp van een osmometer voor toekomstige rapportage.
      OPMERKING: Het bereik op het commerciële product is 266-294 mOsmol / kg; in de huidige studie was de osmolaliteit 287 mOsmol/kg. Het kan indien gewenst worden verdund met gedestilleerd water om de osmolaliteit te verminderen, maar dit is niet nodig omdat er geen groot verschil is in de activering van medaka-sperma in 150-300 mOsmol / kg HBSS.
    3. Bewaar de oplossing bij RT tot gebruik.
  4. Bereid de houdspons voor.
    1. Snijd een zachte spons om goed in een petrischaaltje te passen.
    2. Knip een rechte lijn in het midden van de spons die lang genoeg is om de vis (3-4 cm) en ongeveer 1 cm diep te ontvangen (figuur 1A). Deze spleet in de spons houdt de ventrale kant van de vis omhoog om de cloaca bloot te leggen.

2. Spermaverzameling

OPMERKING: Spermaverzameling kan worden bereikt door twee verschillende methoden: buikmassage of teelballendissectie.

  1. Spermaverzameling door buikmassage
    1. Bereid 0,03% anesthetische oplossing door één tube Tricaine-bouillon (0,6%) in 38 ml aquariumwater in een glazen container van 100 ml te verdunnen.
    2. Bereid de instrumenten voor, inclusief een gladde eindtang en een gekalibreerde glazen micropipette en aspiratorbuis van 10 μL (figuur 1A). Bevochtig de in stap 1.4 bereide bewaarspons met de verdovende oplossing.
    3. Bereid buizen met 36 μL van de activerende oplossing voor onmiddellijke analyse. Verwarm de activerende oplossing gedurende ten minste 5 minuten voor in een waterbad of incubator op 27 °C.
      OPMERKING: Hoewel monsters van individuele vissen kunnen worden geanalyseerd, kan individuele variatie worden verminderd door monsters van meerdere mannetjes in dezelfde activerende oplossing te poolen. Gebruik bij het poolen van monsters van meerdere vissen 36 μL activerende oplossing per vis. Deze verdunning moet mogelijk worden aangepast afhankelijk van de stam of opfokomstandigheden van de gebruikte medaka, omdat deze factoren de spermaconcentratie en het volume kunnen beïnvloeden. Het CASA-programma zal aangeven of de concentratie te hoog is om sperma te identificeren.
    4. Verdoof de vis door hem gedurende 30-90 s in een verdovingsoplossing te plaatsen.
      OPMERKING: De duur van de anesthesie moet worden aangepast omdat deze varieert afhankelijk van de grootte van de vis. Om ervoor te zorgen dat de vis volledig verdoofd is, knijp je voorzichtig in de caudale steel met een tang. Als de vis niet reageert, kan de massage worden gestart.
    5. Haal de vis uit de verdovingsoplossing en gebruik een papieren handdoek of veeg voorzichtig af om de buik van de vis te drogen. Plaats de vis in de trog van de vochtige spons ventrale kant naar boven, zodat de kieuwen worden blootgesteld aan de verdovingsoplossing in de spons (figuur 1B).
    6. Als het gebied rond de cloaca nat is, droog dan voorzichtig de onderkant van de vis met een wegwerpdoekje.
    7. Plaats de vis in de houdspons onder een ontleedmicroscoop en plaats de micropipette met een aspiratorbuis bevestigd tegen de cloaca van de vis (figuur 1C).
    8. Masseer de buik van de vis door zachtjes te knijpen met een stompe gladde tang in een rostrale tot caudale beweging terwijl je tegelijkertijd zuigt om de uitgestoten milt in de pipet te verzamelen (figuur 1D).
    9. Laat de vis uit de spons los in het herstelwater. Laat ze minstens 15 minuten in de oplossing herstellen voordat ze terugkeren naar het aquariumsysteem.
    10. Breng de milt meerdere keren over in een voorbereide buis met voorverwarmde activeringsoplossing en pipet meerdere keren op en neer door op de aspiratorbuis te zuigen en te blazen.
    11. Homogeniseer het verdunde sperma voorzichtig door vóór de analyse over de buisjes te vegen.
      OPMERKING: Analyseer voor de beste resultaten monsters onmiddellijk (bijv. 5 s) na activering. Bij medaka kan de analyse indien nodig worden uitgesteld, omdat sperma enkele uren beweeglijk blijft, maar de tijd moet consistent blijven tussen de monsters omdat de beweeglijkheid met de tijd afneemt.
  2. Spermaverzameling door teelballendissectie
    1. Bereid 0,08% euthanasie-oplossing door twee tubes Tricaine-bouillon (0,6%) te verdunnen in 26 ml aquariumwater in een glazen container van 100 ml.
    2. Bereid dissectiegereedschappen voor, waaronder stompe en fijne tangen en kleine ontleedscharen (figuur 1E).
    3. Bereid voor elk monster een buis met 120 μL activerende oplossing voor onmiddellijke analyse. Verwarm de activerende oplossing gedurende ten minste 5 minuten voor in een waterbad of incubator op 27 °C.
      OPMERKING: Hoewel monsters van individuele vissen kunnen worden geanalyseerd, kan individuele variatie worden verminderd door monsters van meerdere mannetjes in dezelfde activerende oplossing te poolen. Gebruik voor het poolen van monsters van meerdere vissen 120 μL activerende oplossing per vis. Deze verdunning moet mogelijk worden aangepast afhankelijk van de stam of opfokomstandigheden van de gebruikte medaka, omdat deze factoren de spermaconcentratie en het volume kunnen beïnvloeden. Het CASA-programma zal aangeven of de concentratie te hoog is om sperma te identificeren.
    4. Euthanaseer de vis door deze gedurende 30-90 s in de 0,08% anesthetische oplossing te plaatsen.
      OPMERKING: De duur is afhankelijk van de grootte van de vis. Om ervoor te zorgen dat de vis wordt geëuthanaseerd, wacht u tot de operculumbewegingen stoppen. De vis mag niet reageren op de aanraking van een tang.
    5. Haal de vis uit de euthanasie-oplossing en droog de vis voorzichtig af met een papieren handdoek of veeg voorzichtig af.
      OPMERKING: Bij deze stap kan de vis worden gewogen om later de gonadosomatische index (GSI, gonadaal gewicht / lichaamsgewicht) te berekenen.
    6. Plaats de vis onder een ontleedmicroscoop met de linker zijzijde naar boven gericht (figuur 1F).
    7. Knip met een kleine ontleedschaar een flap dorsaal van de cloaca en vervolgens over de ribben naar de kieuwen om de inwendige organen bloot te leggen (figuur 1G).
    8. Lokaliseer de teelballen, snijd het opzetstuk aan beide uiteinden met een fijne tang en verwijder de teelballen (figuur 1H).
      OPMERKING: Om de GSI te berekenen, kunnen de teelballen bij deze stap worden gewogen. Werk snel om uitdroging van het weefsel te voorkomen.
    9. Breng de teelballen over in een voorbereide buis met de voorverwarmde activeringsoplossing.
    10. Gebruik een tang om de teelballen meerdere keren tegen de zijkant van de buis te verpletteren om het sperma vrij te geven. Het vrijkomen van sperma kan meestal worden gevisualiseerd en zal de oplossing enigszins troebel maken.
    11. Homogeniseer het verdunde sperma voorzichtig door vóór de analyse over de buisjes te vegen.
      OPMERKING: Analyseer voor de beste resultaten monsters onmiddellijk (bijv. 5 s) na activering. Bij medaka kan de analyse indien nodig worden uitgesteld, omdat sperma enkele uren beweeglijk blijft, maar de tijd moet consistent blijven tussen de monsters omdat de beweeglijkheid met de tijd afneemt.

figure-protocol-1
Figuur 1: Milt collectie door abdominale massage (A-D) en teelballendissectie (E-H). (A) Instrumenten voor buikmassage: spons vasthouden, stompe gladde tang, en 10 μL wegwerp gekalibreerde glazen micropipette met aspiratorbuisassemblage; B) positie van de vis in de houdspons, met kieuwen blootgesteld aan anesthesie in de spons en cloaca naar boven gericht; (C) Positie van stompe gladde tangen op buik en micropipette tegen cloaca; (D) Milt in micropipette na zachte massage en zuigen. (E) Instrumenten voor het ontleden van teelballen: stompe tang, fijne tang en kleine ontleedschaar; F) positie van vissen voor teelballendissectie; (G) Lateraal zicht op inwendige organen; (H) Verwijder de teelballen door het opzetstuk aan beide uiteinden met een fijne tang te snijden. Schaalbalk: 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Sperma analyse met CASA systeem

  1. Het CASA-systeem (SCA Evolution) moet volgens de handleiding worden ingesteld met een microscoop met behulp van een groenfilter en 10x objectief met fasecontrast.
  2. Bereid wegwerpschuifjes van 20 μm door voorverwarmen op een verwarmingsplaat of in een incubator die is ingesteld op 27 °C gedurende ten minste 5 minuten.
  3. Open de spermaanalysesoftware en selecteer de beweeglijkheidsmodule.
  4. Stel de configuratie voor de medaka in zoals weergegeven in figuur 2B.
  5. Plaats een voorbewarmde wegwerpschuif van 20 μm telkamer onder de microscoop op een verwarmd podium dat is ingesteld op 27 °C.
  6. Pipetteer het monster in de kamer op de dia totdat het de kamer vult zonder overvulling. Veeg overtollige monsters voorzichtig weg van de ingang van de kamer met een katoenen punt of veeg voorzichtig af om zwevende cellen te voorkomen.
  7. Selecteer Analyseren om het monster onder de microscoop te bekijken.
    OPMERKING: Als het microscooppictogram rood is, moet de microscoopverlichting worden aangepast zodat het programma sperma nauwkeurig kan volgen. Pas de helderheid van de microscoop aan, zodat de staartbeweging van het sperma duidelijk te zien is. Het pictogram moet blauw zijn.
  8. Zorg ervoor dat de microscoop gefocust is en selecteer opnieuw Analyseren om het sperma in het veld op te nemen. Verplaats de dia zodat een nieuw gebied van het voorbeeld zich in het frame bevindt en herhaal dit om vast te leggen voor 3-5 verschillende gezichtsvelden. Vermijd velden met luchtbellen, celmassa's of artefacten.
  9. Selecteer Resultaten om de resultaten te bekijken.
    OPMERKING: Als de velden op de resultatenpagina rood zijn omlijnd, volgt u de aanwijzingen van het systeem om de velden te verwijderen die te veel variëren in concentratie of beweeglijkheid.
  10. Dubbelklik op een veld om de resultaten voor het individuele veld te bekijken of om handmatig te controleren op verkeerd gelabelde of niet-gevolgde spermatozoa. Klik met de rechtermuisknop op individuele spermatozoa om de beweeglijkheid opnieuw te labelen, indien nodig (figuur 2A).

figure-protocol-2
Figuur 2: SCA Evolution software screenshot. (A) Sperma tracking resultaten voor één veld. Bekijk veldgegevens aan de rechterkant en dubbelklik op spermatozoa om individuele gegevens te bekijken; (B) Resultatenoverzicht voor alle velden met configuratiemenu geopend. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Soort verkregen gegevens
Spermamotiliteitsanalyse van de SCA Evolution-software biedt gegevens over beweeglijkheid (percentage beweeglijk en immotiel sperma), evenals progressiviteit (percentage progressief en niet-progressief sperma) en snelheid (percentage snel, gemiddeld en langzaam bewegend sperma). Het combineert ook progressiviteit en snelheid (snel progressief, gemiddeld progressief, niet-progressief). Deze labels zijn gebaseerd op metingen (figuur 3A) en berekenin...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Osmolaliteit is een belangrijke factor bij de activering van vissperma36,37. Over het algemeen zijn sperma immotielen in de teelballen en worden ze beweeglijk in media die hyperosmotisch zijn ten opzichte van zaadvloeistof voor zeevissen, en hypo-osmotisch ten opzichte van zaadvloeistof voor zoetwatervissen37. Net als bloed is zaadplasma in zoetwatervissen doorgaans lager dan dat van zeevissen (ongeveer 300 mOsmol/kg vergeleken met 400 mOs...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk is gefinancierd door de Noorse University of Life Sciences en het Amerikaanse Fulbright-programma. De auteurs willen Anthony Peltier en Lourdes Carreon G Tan van NMBU bedanken voor het onderhoud van visfaciliteiten en Guillaume Gourmelin van de ISC LPGP bij INRAE (Frankrijk) voor het bieden van vis- en laboratoriumruimte om deze methoden verder te testen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1.5 mL tubesAxygenMCT-150-CElke standaardmerk kan worden gebruikt
10 µL wegwerp gekalibreerd glazen micropipet en aanzuigbuisassemblageDrummond2-000-010
10x objectief met fasecontrastNikonMRP90100
2 mL tubesAxygenMCT-200-c-sElke standaardmerk kan worden gebruikt
Blunt forcepsFine Science Tools11000-12
Blunt gladde pincettenMilliporeXX6200006P
Wegwerp 20 micron telkamer diaMicroptic20.2.25 Leja 2 kamer slides
DissectiemicroscoopOlympusSZX7Elke standaardmerk kan worden gebruikt
Fijne pincettenFine Science Tools11253-20
HBSSSigmaaldrichH8264-1L
Houdende sponszelfgemaakt
Omgekeerde microscoopNikonEclipse Ts2R
SCA EvolutionMicroptic
Kleine dissectieschaartFine Science Tools14090-09
Natriumchloride (NaCl)SigmaaldrichS9888
TischvortexLabnetC1301B
TricaineSigmaaldrichA5040

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Shima, A., Mitani, H. Medaka as a research organism: past, present and future. Mechanisms of Development. 121 (7-8), 599-604 (2004).
  2. Wittbrodt, J., Shima, A., Schartl, M. Medaka - a model organism from the far east. Nature Reviews Genetics. 3 (1), 53-64 (2001).
  3. Kasahara, M., et al. The medaka draft genome and insights into vertebrate genome evolution. Nature. 447 (7145), 714-719 (2007).
  4. Matsuda, M., et al. DMY is a Y-specific DM-domain gene required for male development in the medaka fish. Nature. 417 (6888), 559-563 (2002).
  5. Sakamoto, T., Kozaka, T., Takahashi, A., Kawauchi, H., Ando, M. Medaka (Oryzias latipes) as a model for hypoosmoregulation of euryhaline fishes. Aquaculture. 193 (3-4), 347-354 (2001).
  6. Royan, M. R., et al. 3D atlas of the pituitary gland of the model fish medaka (Oryzias latipes). Frontiers in Endocrinology. 12, 719843(2021).
  7. Fontaine, R., Hodne, K., Weltzien, F. A. Healthy brain-pituitary slices for electrophysiological investigations of pituitary cells in teleost fish. Journal of Visualized Experiments. (138), e57790(2018).
  8. Fontaine, R., Weltzien, F. -A. Labeling of blood vessels in the teleost brain and pituitary using cardiac perfusion with a dii-fixative. Journal of Visualized Experiments. (148), e59768(2019).
  9. Ager-Wick, E., et al. Preparation of a high-quality primary cell culture from fish pituitaries. Journal of Visualized Experiments. (138), e58159(2018).
  10. Porazinski, S. R., Wang, H., Furutani-Seiki, M. Microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism. Journal of Visualized Experiments. (46), e1937(2010).
  11. Wiley-Blackwell. Medaka: Biology, Management, and Experimental Protocols. , Wiley-Blackwell. (2019).
  12. Royan, M. R., et al. Gonadectomy and blood sampling procedures in the small size teleost model japanese medaka (Oryzias latipes). Journal of Visualized Experiments. (166), e62006(2020).
  13. Bhat, I. A., et al. Testicular development and spermatogenesis in fish: insights into molecular aspects and regulation of gene expression by different exogenous factors. Reviews in Aquaculture. 13 (4), 2142-2168 (2021).
  14. vander Horst, G., Garcia Alvarez, O., Garde, J. J., Soler, A. J., Jones, D. Status of sperm functionality assessment in wildlife species: From fish to primates. Animals. 11 (6), 1491(2021).
  15. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology. 130 (4), 425-433 (2001).
  16. Rurangwa, E., Kime, D. E., Ollevier, F., Nash, J. P. The measurement of sperm motility and factors affecting sperm quality in cultured fish. Aquaculture. 234 (1-4), 1-28 (2004).
  17. Yang, H., Tiersch, T. R. Sperm motility initiation and duration in a euryhaline fish, medaka (Oryzias latipes). Theriogenology. 72 (3), 386-392 (2009).
  18. Hashimoto, S., et al. Effects of ethinylestradiol on medaka (Oryzias latipes) as measured by sperm motility and fertilization success. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 56 (2), 253-259 (2009).
  19. Hara, Y., Strüssmann, C. A., Hashimoto, S. Assessment of short-term exposure to nonylphenol in Japanese medaka using sperm velocity and frequency of motile sperm. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 53 (3), 406-410 (2007).
  20. Kawana, R., Strüssmann, C. A., Hashimoto, S. Effect of p-Nonylphenol on sperm motility in Japanese medaka (Oryzias latipes). Fish Physiology and Biochemistry. 28, 213-214 (2003).
  21. Gallego, V., Herranz-Jusdado, J. G., Rozenfeld, C., Pérez, L., Asturiano, J. F. Subjective and objective assessment of fish sperm motility: when the technique and technicians matter. Fish Physiology and Biochemistry. 44 (6), 1457-1467 (2018).
  22. Browne, R. K., et al. Sperm motility of externally fertilizing fish and amphibians. Theriogenology. 83 (1), 1-13 (2015).
  23. Arias Padilla, L. F., et al. Cystic proliferation of germline stem cells is necessary to reproductive success and normal mating behavior in medaka. eLife. 10, 62757(2021).
  24. Okuyama, T., Yokoi, S., Takeuchi, H. Molecular basis of social competence in medaka fish. Development, Growth, and Differentiation. 59 (4), 211-218 (2017).
  25. Okubo, K., et al. Forebrain Gonadotropin-releasing hormone neuronal development: Insights from transgenic medaka and the relevance to X-linked Kallmann syndrome. Endocrinology. 147 (3), 1076-1084 (2006).
  26. Hodne, K., Fontaine, R., Ager-Wick, E., Weltzien, F. A. Gnrh1-induced responses are indirect in female Medaka Fsh cells, generated through cellular networks. Endocrinology. 160 (12), 3018-3032 (2019).
  27. Karigo, T., et al. Whole brain-pituitary in vitro preparation of the transgenic Medaka (Oryzias latipes) as a tool for analyzing the differential regulatory mechanisms of LH and FSH release. Endocrinology. 155 (2), 536-547 (2014).
  28. Kowalska, A., Kowalski, R., Zakęś, Z. The effect of selective cyclooxygenase (COX) inhibitors on japanese medaka (Oryzias latipes) reproduction parameters. World Academy of Science, Engineering and Technology. 77, 19-23 (2011).
  29. Kowalska, A., Siwicki, A. K., Kowalski, R. K. Dietary resveratrol improves immunity but reduces reproduction of broodstock medaka Oryzias latipes (Temminck & Schlegel). Fish Physiology and Biochemistry. 43 (1), 27-37 (2007).
  30. Tan, E., Yang, H., Tiersch, T. R. Determination of sperm concentration for small-bodied biomedical model fishes by use of microspectrophotometry. Zebrafish. 7 (2), 233-240 (2010).
  31. Harvey, B., Kelley, R. N., Ashwood-Smith, M. J. Cryopreservation of zebra fish spermatozoa using methanol. Canadian Journal of Zoology. 60 (8), 1867-1870 (1982).
  32. Wasden, M. B., Roberts, R. L., DeLaurier, A. Optimizing sperm collection procedures in Zebrafish. Journal of the South Carolina Academy of Science. 15 (2), 7(2017).
  33. Draper, B. W., Moens, C. B. A High-throughput method for Zebrafish sperm cryopreservation and in vitro fertilization. Journal of Visualized Experiments. (29), e1395(2009).
  34. Castellini, C., Dal Bosco, A., Ruggeri, S., Collodel, G. What is the best frame rate for evaluation of sperm motility in different species by computer-assisted sperm analysis. Fertility and Sterility. 96 (1), 24-27 (2011).
  35. Acosta, I. B., et al. Effects of exposure to cadmium in sperm cells of zebrafish, Danio rerio. Toxicology Reports. 3, 696-700 (2016).
  36. Wilson-Leedy, J. G., Kanuga, M. K., Ingermann, R. L. Influence of osmolality and ions on the activation and characteristics of zebrafish sperm motility. Theriogenology. 71 (7), 1054-1062 (2009).
  37. Alavi, S. M. H., Cosson, J. Sperm motility in fishes. (II) Effects of ions and osmolality: A review. Cell Biology International. 30 (1), 1-14 (2006).
  38. Kowalska, A., Kamaszews ki, M., Czarnowska-Kujawska, M., Podlasz, P., Kowalski, R. K. Dietary ARA improves COX activity in broodstock and offspring survival fitness of a model organism (Medaka Oryzias latipes). Animals. 10 (11), 2174(2020).
  39. Inoue, K., Takei, Y. Asian medaka fishes offer new models for studying mechanisms of seawater adaptation. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. 136 (4), 635-645 (2003).
  40. Zadmajid, V., Myers, J. N., Sørensen, S. R., Ernest Butts, I. A. Ovarian fluid and its impacts on spermatozoa performance in fish: A review. Theriogenology. 132, 144-152 (2019).
  41. Poli, F., Immler, S., Gasparini, C. Effects of ovarian fluid on sperm traits and its implications for cryptic female choice in zebrafish. Behavioral Ecology. 30 (5), 1298-1305 (2019).
  42. Cosson, J., Groison, A. L., Suquet, M., Fauvel, C., Dreanno, C., Billard, R. Studying sperm motility in marine fish: An overview on the state of the art. Journal of Applied Ichthyology. 24 (4), 460-486 (2008).
  43. Beirão, J., Soares, F., Herráez, M. P., Dinis, M. T., Cabrita, E. Sperm quality evaluation in Solea senegalensis during the reproductive season at cellular level. Theriogenology. 72 (9), 1251-1261 (2009).
  44. Beirão, J., et al. Sperm handling in aquatic animals for artificial reproduction. Theriogenology. 133, 161-178 (2019).
  45. Yang, H., Tiersch, T. R. Current status of sperm cryopreservation in biomedical research fish models: Zebrafish, medaka, and Xiphophorus. Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology. 149 (2), 224-232 (2009).
  46. Yang, H., Tiersch, T. R. Sperm cryopreservation in biomedical research fish models. Cryopreservation in Aquatic Species. 2, 439-454 (2011).
  47. Viveiros, A., Fessehaye, Y., ter Veld, M., Schulz, R., Komen, H. Hand-stripping of semen and semen quality after maturational hormone treatments, in African catfish Clarias gariepinus. Aquaculture. 213 (1-4), 373-386 (2002).
  48. Ransom, D. G., Zon, L. I. Appendix 3 collection, storage, and use of Zebrafish sperm. Methods in Cell Biology. 60, 365-372 (1998).
  49. Cosson, J. Frenetic activation of fish spermatozoa flagella entails short-term motility, portending their precocious decadence. Journal of Fish Biology. 76 (1), 240-279 (2010).
  50. Kowalski, R. K., Cejko, B. I. Sperm quality in fish: Determinants and affecting factors. Theriogenology. 135, 94-108 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Sperm CollectionComputer Assisted Sperm AnalysisJapanese MedakaTeleost FishAbdominal MassageTestes DissectionSperm MotilitySperm QualityFertility AssessmentEcotoxicology Model

Gerelateerde artikelen