Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een muismodel van orotracheale intubatie en beademde longischemie reperfusiechirurgie

3.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64383

⸱

9 september 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco and San Francisco General Hospital, 2Department of Physiology, School of Medicine, Tehran University of Medical Sciences, 3Department of Anesthesiology and Critical Care Medicine, Johns Hopkins University School of Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Een muischirurgisch model om reperfusie (IR) -letsel in de linkerlong te creëren met behoud van ventilatie en het vermijden van hypoxie.

Samenvatting

Ischemie reperfusie (IR) letsel is vaak het gevolg van processen die een voorbijgaande periode van onderbroken bloedstroom met zich meebrengen. In de long maakt geïsoleerde IR de experimentele studie van dit specifieke proces mogelijk met voortgezette alveolaire beademing, waardoor de samengestelde schadelijke processen van hypoxie en atelectase worden vermeden. In de klinische context wordt longischemie reperfusieletsel (ook bekend als long IRI of LIRI) veroorzaakt door tal van processen, waaronder maar niet beperkt tot longembolie, gereanimeerd hemorragisch trauma en longtransplantatie. Er zijn momenteel beperkte effectieve behandelingsopties voor LIRI. Hier presenteren we een omkeerbaar chirurgisch model van long-IR met eerst orotracheale intubatie gevolgd door unilaterale linkerlongischemie en reperfusie met geconserveerde alveolaire ventilatie of gasuitwisseling. Muizen ondergaan een linker thoracotomie, waarbij de linker longslagader wordt blootgesteld, gevisualiseerd, geïsoleerd en gecomprimeerd met behulp van een omkeerbare slipknot. De chirurgische incisie wordt vervolgens gesloten tijdens de ischemische periode en het dier wordt gewekt en geëxtubeerd. Met de muis die spontaan ademt, wordt reperfusie tot stand gebracht door de slipknot rond de longslagader vrij te maken. Dit klinisch relevante overlevingsmodel maakt de evaluatie mogelijk van long-IR-letsel, de resolutiefase, stroomafwaartse effecten op de longfunctie, evenals twee-hit modellen met experimentele pneumonie. Hoewel technisch uitdagend, kan dit model in de loop van een paar weken tot maanden onder de knie worden gehouden met een uiteindelijke overleving of succespercentage van 80% -90%.

Inleiding

Ischemie reperfusie (IR) letsel kan optreden wanneer de bloedstroom wordt hersteld naar een orgaan of weefselbed na een periode van onderbreking. In de longen kan IR geïsoleerd optreden of in combinatie met andere schadelijke processen zoals infectie, hypoxie, atelectase, volutrauma (van hoge getijdenvolumes tijdens mechanische beademing), barotrauma (hoge piek of aanhoudende druk tijdens mechanische ventilatie) of stomp (niet-penetrerend) longkneuzingsletsel 1,2,3 . Er blijven verschillende hiaten in onze kennis over de mechanismen van LIRI en de impact van gelijktijdige processen (bijvoorbeeld infectie) op LIRI-uitkomsten, en ook de behandelingsopties voor LIRI zijn beperkt. Een in vivo model van pure LIRI is nodig om de pathofysiologie van long-IR-letsel in isolatie te identificeren en om de bijdrage ervan aan elk multi-hit proces waarvan longletsel een onderdeel is, te bestuderen.

Murine lung IR-modellen kunnen worden gebruikt om de longspecifieke pathofysiologie van meerdere processen te bestuderen, waaronder longtransplantatie3, longembolie4 en longletsel na hemorragisch trauma met reanimatie5. Momenteel gebruikte modellen omvatten chirurgische longtransplantatie6, hilar clamping7, ex vivo longperfusie8 en geventileerde long IR9. Hier bieden we een gedetailleerd protocol voor een murine geventileerd long IR-model van steriel longletsel. Er zijn meerdere voordelen van deze aanpak (figuur 2), waaronder dat het minimale hypoxie en minimale atelectase induceert, en het is een overlevingschirurgiemodel dat langetermijnstudies mogelijk maakt.

Redenen om dit model van LIRI te kiezen boven andere modellen zoals de hilar clamping en ex vivo perfusiemodellen zijn de volgende: dit model minimaliseert de inflammatoire bijdragen van atelectase, mechanische ventilatie en hypoxie; het behoudt cyclische ventilatie; het onderhoudt een intact in vivo bloedsomloop immuunsysteem dat kan reageren op de IR-verwonding; en ten slotte, als overlevingsprocedure, maakt het de analyse op langere termijn mogelijk van de mechanismen van secundaire letselgeneratie (2-hitmodellen) en letseloplossing. Over het algemeen geloven we dat dit geventileerde long IR-model de "zuiverste" vorm van IR-letsel biedt die experimenteel kan worden bestudeerd.

Andere publicaties hebben het gebruik van orotracheale intubatie van muizen beschreven om IT-injecties of installaties uit te voeren10,11, maar niet als uitgangspunt voor een overlevingsoperatie zoals in dit model. De plaatsing van een orotracheale buis maakt het mogelijk om longchirurgie uit te voeren door de instorting van de operatieve long mogelijk te maken. Het maakt ook de herflatie van de long aan het einde van de procedure mogelijk, wat van cruciaal belang is voor de pneumothorax en voor het vermogen van de muis om terug te keren naar spontane ventilatie aan het einde van de procedures. Ten slotte is het verwijderen van de beveiligde orotracheale buis een eenvoudige procedure die, in tegenstelling tot een invasieve tracheotomie, compatibel is met een overlevingsoperatie. Dit maakt onderzoek op langere termijn mogelijk dat gericht is op het begrijpen van de progressie en oplossing van LIRI en bijbehorende aandoeningen, evenals het creëren van chronische letselmodellen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle hieronder beschreven procedures en stappen zijn goedgekeurd door de institutional animal care and use committee (IACUC) van de University of California San Francisco. Elke muizenstam kan worden gebruikt, hoewel sommige stammen een robuustere ir-ontstekingsreactie van de longen hebben in vergelijking met andere12. Muizen die ongeveer 12-15 weken oud (30-40 g) of ouder zijn, verdragen en overleven de LONG IR-operatie beter dan jongere muizen. Zowel mannelijke als vrouwelijke muizen kunnen voor deze operaties worden gebruikt.

1. Muis Intubatie Protocol

  1. Anesthesie en voorbereiding op intubatie
    1. Veeg de buik van de muis af met een ethanoldoekje. Verdoof de muis met een intraperitoneale injectie van tribroomethanol (250-400 mg/kg). Beoordeel de juiste diepte van de anesthesie door het ontbreken van een pedaalonttrekkingsreflex. Plaats nu of later oogsmeerzalf (stap 2.1.4).
      OPMERKING: Voor deze procedure biedt tribroomethanol (en etomidaat als alternatieve optie) een stabiel anesthetisch vlak zonder de hemodynamische omstandigheden te beïnvloeden die nodig zijn voor deze operatie. Dit verdovingsmiddel wordt slechts eenmaal gebruikt om het risico op peritoneale verklevingen te voorkomen. Isofluraan zou ook gebruikt kunnen worden, maar dat gebruiken we hier niet. De behandelaar is vrij om elk verdovingsrecept te gebruiken dat hij geschikt acht.
    2. Plaats de verdoofde muis op een intubatiestandaard of plastic steun in rugligging, opgehangen door de bovenste snijtanden op lusvormige 4-0 hechtingen (zijde of andere) over twee steunankers.
    3. Om de muis geïmmobiliseerd te houden tijdens de intubatieprocedure, plakt u het onderste deel van de borst (of beide bovenste ledematen) losjes op het platform.
    4. Plaats het fiberoptische flexibele licht voorzichtig op de luchtpijp van de muis, iets onder de stembanden. Pas het verlichtingsniveau zo aan dat alleen een donker veld zichtbaar is wanneer u in de orofarynx van de muis kijkt, behalve rood licht dat van onder de stembanden komt, wat het doel voor de uiteindelijke plaatsing van de endotracheale buis aantoont. Merk op dat stembandbewegingen zichtbaar moeten zijn met het blote oog of, indien nodig, onder vergroting.
  2. Intubatieprocedure
    1. Houd het pincet vast met de dominante hand en gebruik ze om de tong voorzichtig vast te pakken en uit de mondholte te trekken.
    2. Open de onderkaak met behulp van een tang die door de niet-dominante hand wordt vastgehouden en duw vervolgens de tang in het strottenhoofd om de epiglottis voorzichtig op te tillen. Laat op dit moment de tong los van het pincet.
    3. Zoek naar de stembanden. Ze moeten openen en sluiten volgens elke ademhaling. Houd de canule vast met de geleidingsdraad vooraf geladen en steek de punt van de draad door de stembanden.
    4. Wees heel voorzichtig om de draad niet te verplaatsen door een deel ervan vast te houden dat zich buiten de canule bevindt, maar net boven de stembanden, trek de canule terug en laat alleen de draad op zijn plaats met het distale uiteinde in de luchtpijp.
    5. Voer op dit punt een tweede visualisatie van de stembanden uit om te bevestigen dat de distaalpunt van de draad door de verlichte stembanden en in de luchtpijp blijft en zich niet in de onverlichte slokdarm bevindt.
    6. Houd de draad buiten de mond met de gebogen tang in de linkerhand, gestabiliseerd tegen een hard oppervlak, en beweeg de 20G-katheter voorzichtig met tapevleugels over de draad.
    7. Zodra het distale uiteinde van de draad uit het achterste uiteinde van de 20G-katheter of endotracheale buis komt, houdt u dat uiteinde vast met de gebogen tang en brengt u de 20G-katheter soepel in de luchtpijp.
    8. Verwijder voorzichtig de draad van het distale uiteinde van de 20G-katheter met de gebogen tang zonder de plaatsing van de katheter te ontwrichten.
    9. Sluit de katheter kort aan op de ventilator voordat u deze vastzet om de juiste plaatsing in de luchtpijp en niet in de slokdarm te bevestigen. Bevestig tracheale plaatsing door observatie van mechanische ventilatie-afhankelijke bilaterale borstwandbewegingen en de afwezigheid van inflatie van de maag.
  3. Post-intubatie
    1. Koppel de katheter los van de ventilator. Bevestig de tapevleugels (bevestigd aan de katheter) door de onderlip van de muis met behulp van een 4-0 vicryl hechtdraad om de endotracheale buis (ETT) stevig aan de muis vast te zetten tijdens alle volgende procedures / manipulaties.
      OPMERKING: Als alternatief kan zijdetape of andere tape worden gebruikt om de ETT vast te zetten, maar er moet voor worden gezorgd dat de ETT niet losraakt tijdens de verplaatsing van het dier van de intubatieslee naar het chirurgische oppervlak.
    2. Verwijder de muis voorzichtig uit de intubatieslee. Sluit de katheter kort aan op de ventilatorset met een getijdenvolume van 0,2-0,225 ml en een ademhalingsfrequentie van 120-150 ademhalingen per minuut om de juiste tracheale plaatsing van de orotracheale buis te bevestigen en verbreek vervolgens de verbinding met de muis die spontaan door de orotracheale buis ademt.
    3. Laat het dier vanaf dit punt niet onbeheerd achter totdat het weer voldoende bij bewustzijn is gekomen om aan het einde van de procedure de strengale lighouding te behouden.

2. Long ischemie en reperfusie (IR) chirurgie protocol

  1. Analgesie en voorbereiding van de chirurgische site
    1. Veeg de buik van de muis af met een ethanoldoekje en injecteer buprenorfine (0,05-0,1 mg/kg) intraperitoneaal.
    2. Scheer het haar over het linker thoraxgebied tot aan het linker schouderblad. Verwijder overtollig geschoren haar met behulp van alcoholdoekjes.
      OPMERKING: Stappen 2.1.1 en 2.1.2 kunnen ook vóór de intubatie worden uitgevoerd als er bezorgdheid bestaat over het losraken van de ETT wanneer deze met zijdetape is bevestigd.
    3. Plaats de muis op een opwarmpad in een linker laterale of 3/4 gedraaide positie en sluit de tracheale buis op de ventilator aan met een getijdenvolume van 0,2-0,225 ml (~ 8 mg / kg) en een ademhalingsfrequentie van 120-150 ademhalingen per minuut. Gebruik geen extra zuurstof voor deze procedure.
    4. Breng oogsmeermiddel aan met een steriel wattenstaafje. Draai de muis naar 3/4 linkerkant naar boven en immobiliseer alle vier de ledematen en de staart met laboratoriumtape.
    5. Desinfecteer het geschoren huidgebied en de omliggende vacht met povidon-jodium en wacht tot de oplossing droog is. Bedek vervolgens het operatieveld met een steriele drape of doorzichtige plastic film en maak een rechthoekige opening in het gordijn of de plastic film voor het chirurgische veld.
  2. Chirurgische ingreep
    1. Bevestig het juiste niveau van anesthesie (geleverd door de toediening van tribroomethanol en buprenorfine zoals eerder beschreven) door de respons op teenknijpen te testen.
    2. Maak met een scherpe schaar en een grotere tang (smalle patroontang of iets dergelijks) een dwarsdoorsnede van 2 cm onder de inferieure hoek van de schoudervat in de linker laterale thorax. Gebruik de schaar en een fijnere tang (extra fijne graefe tang of iets dergelijks) om in de spierlaag te snijden en tot aan de ribben te ontleden.
    3. Identificeer de tweede intercostale ruimte en houd de tweede rib vast met de extra fijne tang. Trek de rib omhoog en gebruik een steriel # 11 of # 12 (gebogen) scalpelblad (geen handvat nodig) om de pleurale ruimte te betreden door de intercostale spieren van de2e-3e ruimte te scheiden en te snijden. Overweeg het pauzeren van de ventilatie om letsel aan de linker longtop te verminderen.
    4. Plaats drie gesteriliseerde retractors. Gebruik het kleinste/smalste retractorcephalad langs de oriëntatie van de ribben, het middelgrote retractor links langs de2e rib en het grootste retractor rechts langs het oppervlak van de3e rib.
    5. Open de borst met langzame en progressieve terugtrekking met behulp van de elastische retractorkoorden. Stel de linker longslagader (PA) bloot en identificeer deze door de linker longtop weg te bewegen met een steriel wattenstaafje.
    6. Gebruik de microtang, ultrafijne tang in de rechterhand en PA- of vatverwijdende tang in de linkerhand om voorzichtig het veld bloot te leggen en te creëren waarin de linker PA en bronchus beide zichtbaar zijn.
    7. Pak met behulp van de PA-tang de linker PA op en trek voorzichtig maar stevig omhoog en cefalad om de transparante bronchus hieronder te visualiseren. Verhoog de vergroting op de dissectiemicroscoop (zie de apparatuurlijst voor meer details) op dit punt tot maximaal (2x).
      OPMERKING: Steriliseer alle apparatuur voor gebruik. Bovendien, om de steriliteit te behouden, mogen alleen de uiteinden van chirurgische instrumenten het steriele chirurgische veld betreden.
    8. Terwijl u de PA wegtrekt van de bronchus, passeert u voorzichtig de gesloten ultrafijne tang door de ruimte tussen de linker PA en bronchus. Gebruik vervolgens deze tang om een 7-0 of 8-0 vast te houden en te trekken prolene hechting door de ruimte tussen de linker longslagader (boven) en bronchus (onder).
    9. Omcirkel de linker PA door een slipknot te binden om een occlusie in de PA te creëren. Onderbreking van de bloedstroom kan eenvoudig onder de microscoop worden gevisualiseerd. Dit markeert het begin van de ischemische periode.
    10. Externaliseer het vrije uiteinde van de knoop via een ander toegangspunt in de voorste linker thorax met behulp van een 24G-28G naald en bevestig het uiteinde van de hechting met een klein stukje tape voor gemakkelijkere identificatie later.
    11. Blaas de long opnieuw op om zoveel mogelijk lucht uit de borstholte te verdrijven met behulp van een PEEP-klep / slang op de knaagdierventilator. Sluit vervolgens de ribbenkast met twee onderbroken 4-0 nylon hechtingen.
    12. Sluit de spier en de onderhuidse laag met een lopende 4-0 nylon hechting. Breng vervolgens twee of drie druppels topische bupivacaïne (0,5%) aan op de incisie. Gebruik een 4-0 nylon hechting om de huidlaag te sluiten met een lopende hechting.
  3. Postoperatieve zorg
    1. Wanneer de spontane ventilatie is hervat, koppelt u de endotracheale buis los van de ventilator en extubatubateert u de muis.
    2. Plaats de muis op het opwarmkussen om de lichaamstemperatuur te handhaven tijdens het vroege herstel na de anesthesie.
    3. Controleer de muis zorgvuldig terwijl u herstelt van algemene anesthesie. Trek de geëxternaliseerde slipknot voorzichtig aan het einde van de ischemische periode (30 min of 1 uur).
    4. Verplaats de muis van het opwarmkussen naar een kooi zodra deze tekenen van herstel heeft vertoond: zelfcorrectie en / of beweging.
    5. Na de periode van reperfusie (1 uur of 3 uur), euthanaseer het dier en verzamel bloed door hartpunctie en longweefsel voor verdere analyse. Verzamel voor 1 uur reperfusie plasma voor ELISA, weefsel voor RNA en eiwitanalyse; voor 3 uur reperfusie, verzamel bovendien weefsel voor histologie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Ontsteking gegenereerd door eenzijdig geventileerd steriel longisch ischemie reperfusie (IR) letsel: Na 1 uur ischemie zagen we verhoogde niveaus van cytokines in het serum en in het longweefsel door zowel ELISA als qRT-PCR die piekten op 1 uur na reperfusie en snel terugkeerden naar baseline binnen 12-24 uur na reperfusie13. Voor monsters verzameld op 3 uur na reperfusie, zagen we intense neutrofiele infiltratie in het linker longweefsel en merkten op dat de intensiteit van de ontsteking afhankel...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit manuscript beschrijft de stappen die betrokken zijn bij het uitvoeren van het geventileerde long IR-model ontwikkeld door Dodd-o et al.9. Dit model heeft geholpen bij het identificeren van moleculaire routes die betrokken zijn bij het genereren en oplossen van ontstekingen van long IR in isolatie 14,15,16,17, long IR in combinatie met co-bestaande infectie18, en long IR in relatie tot de darm-longas e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gefinancierd door afdelingsondersteuning van de afdeling Anesthesie en Perioperatieve Zorg, University of California San Francisco en San Francisco General Hospital, evenals door een NIH R01-prijs (aan AP): 1R01HL146753.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Equipment
Fiber Optic Light PipeCole-ParmerUX-41720-65Fiberoptic light pipe
Fiber Optic Light SourceAmScopeSKU: CL-HL250-BLight source for fiberoptic lights
Germinator 500Cell Point Scientific, Inc.No.5-1450Bead Sterilizer
Heating PadAIMS14-370-223Alternatieve optie
Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper)WAHL home productsSKU 09854-600BOm muishaar op chirurgische plaats te verwijderen
MicroscopeNikonSMZ-10Andere nieuwere opties beschikbaar op de bedrijfswebsite
MiniVent VentilatorHavard ApparatusModel 845Muizenventilator
Ultrasonic CleanerCole-ParmerUX-08895-05Gebruikte gereedschappen schoonmaken
Warming PadKent ScientificRT-0501Om muis warm te houden tijdens herstel na operatie
Weighing ScaleCole-ParmerUX-11003-41Weegschaal
Chirurgische gereedschappen
4-0 Silk SutureEthicon683GVoor het sluiten van spierlaag
7-0 Prolene SutureEthicon IndustryEP8734HGebruikt voor het maken van een slipknoop van de linker longslagader
Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, steriele, eenmalig gebruik)Aspen Surgical372611Voor het binnengaan van de borstholte (optie 1)
Bard-Parker (12) ScalpelAspen Surgical372612Voor het binnengaan van de borstholte (optie 2)
Extra Fine Graefe ForcepsFST11150-10Spier-/ribbenhouder
Magnetic Fixator Retraction SystemFST1. Basisplaat (Nos. 18200-03)
2. Fixators (Nos. 18200-01)
3. Retractors (Nos. 18200-05 tot 18200-12)
4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08)		Retractiesysteem voor kleine dieren
Monoject Standard Hypodermic NeedleCOVIDIEN05-561-20Voor medicatiebezorging IP
Narrow Pattern ForcepsFST11002-12Huidniveau pincet
Needle holder/Needle driverFST12565-14voor het vasthouden van naalden
NeedlesBD30511026 gauge naald voor het externeren van een slipknoop (24 of 26 gauge naald ook oké)
PA/Vessel Dilating forcepsFST00125-11Om PA vast te houden; niet-beschadigend grijper
ScissorsFST14060-09Gebruikt voor insnijden en snijden in de spierlaag tijdens operatie
Ultra Fine Dumont micro forcepsFST11295-10 (Dumont #5 forceps, Biologie tip, tipafmeting: 0,05 * 0,02 mm, 11 cm)Om door de ruimte tussen de linker longslagader en de bronchus te passeren
Reagentia
0.25% BupivacaineHospira, Inc.0409-1159-02Topische analgetica gebruikt tijdens chirurgische wondsluiting
Avertin (2,2,2-Tribromoethanol)Sigma-AldrichT48402-25GVerdovingsmiddel, gebruikt voor het verdoven van de muis voor IR-chirurgie, de concentratie gebruikt in IR-chirurgie is 250-400 mg/kg.
BuprenorfineCovetrus North America59122Analgeticum: concentratie gebruikt voor chirurgie is 0,05-0,1 mg/kg
Eye LubricantBAUSCH+LOMBSoothe Lubricant Eye OintmentVerlicht droogheid van het oog
Povidon-jood 10% oplossingMEDLINE INDUSTRIES INCSKU MDS093944H (2 FL OZ, topische antisepticum)Topische vloeistof aangebracht voor een effectief eerstehulp-antisepticum aan het begin van de operatie
Materialen
AlcoholdoekjeBD merk BD 326895voor het steriliseren van injectie- en operatiegebied
KunststoffolieKIRKLANDStretch-Tite premiumAlternatief voor het afdekken van het gesteriliseerde chirurgische veld (kosteneffectiever)
Rodent Surgical DrapesStoelting50981Steriele veld of draagdoek voor chirurgisch veld
Steriele katoenen applicatiePwi-Wnaps703033gebruikt voor het aanbrengen van oogsmeer
Top SpongesDukal CorporatonReorder # 5360Bloeden stoppen van huid/spier

Referenties

  1. Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
  2. Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
  3. Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121(2017).
  4. Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
  5. Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
  6. Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
  7. Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
  8. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
  9. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
  10. Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261(2014).
  11. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702(2011).
  12. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
  13. Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
  14. Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
  15. Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
  16. Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
  17. Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337(2017).
  18. Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159(2019).
  19. Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
  20. Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Muischirurgisch modelocclusie van de longslagadergeventileerde longletselthoracotomietechniekneutrofieleninfiltratieintratracheale instillatiesteriele longontstekingmechanische ventilatie
Een muismodel van orotracheale intubatie en beademde longischemie reperfusiechirurgie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.