Methodenartikel

Een aangepaste techniek voor transversale aortavernauwing bij muizen

DOI:

10.3791/64386

⸱

18 augustus 2022

 ,  ,  , 
1Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Tongji Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, 2Hubei Key Laboratory of Genetics and Molecular Mechanism of Cardiological Disorders, Tongji Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige protocol beschrijft een aangepaste en vereenvoudigde techniek met een minimaal invasieve transversale aortavernauwing (TAC) procedure met behulp van een zelfgemaakt retractor. Deze procedure kan worden uitgevoerd zonder een ventilator of microscoop en introduceert drukoverbelasting, wat uiteindelijk leidt tot harthypertrofie of hartfalen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Transversale aortavernauwing (TAC) is een veelgebruikte operatie in onderzoek naar hartfalen en harthypertrofie op basis van de vorming van drukoverbelasting in muismodellen. De belangrijkste uitdaging van deze procedure is om de dwarse aortaboog duidelijk te visualiseren en het doelvat nauwkeurig te banden. Klassieke benaderingen voeren een gedeeltelijke thoracotomie uit om de transversale aortaboog bloot te leggen. Het is echter een open-borstmodel dat een vrij groot chirurgisch trauma veroorzaakt en tijdens de operatie een beademingsapparaat vereist. Om onnodig trauma te voorkomen en de operatieprocedure te vereenvoudigen, wordt de aortaboog benaderd via de proximale proportie van het borstbeen, waarbij het doelvat wordt bereikt en gebonden met behulp van een klein zelfgemaakt retractor dat een snare bevat. Deze procedure kan worden uitgevoerd zonder de borstholte binnen te gaan en heeft geen ventilator of microchirurgische operatie nodig, waardoor de muizen fysiologische ademhalingspatronen hebben, de procedure vereenvoudigen en de operatietijd aanzienlijk verkorten. Door de minder invasieve aanpak en minder operatietijd kunnen muizen minder stressreacties ondergaan en snel herstellen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hartfalen is een complex klinisch symptoom dat het gevolg is van een verminderde structuur en functie van ventriculaire vulling of het uitwerpen van bloed1. Het ziektestadium wordt voornamelijk gedefinieerd via de functieclassificatie van de New York Heart Association op basis van de ernst van de symptomen en fysieke activiteit2. Voor die patiënten met een ejectiefractie van meer dan 50% verhoogden structurele en/of functionele afwijkingen natriuretische peptiden ter ondersteuning van de diagnose van hartfalen met geconserveerde ejectiefractie (HFpEF)2. Ischemische hartziekte is een belangrijke oorzaak onder meerdere etiologieën van hartfalen. Zo wordt het myocardinfarctmodel (zoals permanente coronaire ligatie) vaak gebruikt om pathofysiologie te bestuderen na cardiale hypoperfusie of ischemie-reperfusieletsel 3,4. Naast acuut myocardletsel dragen ook andere risicofactoren zoals hypertensie, diabetes, obesitas en een familiegeschiedenis van cardiomyopathie bij aan de ontwikkeling van hartfalen. Nadat patiënten fase A (met risico op hartfalen) zijn gepasseerd en stadium B (pre-hartfalen) zijn ingegaan, treedt structurele wijziging op1. Hypertensieve patiënten gaan bijvoorbeeld eerst door adaptieve linkerventrikelhypertrofie en ontwikkelen zich vervolgens geleidelijk tot onaangepaste harthypertrofie en overgang naar hartfalen door pathologische remodellering5.

Als de terminale fase van verschillende hart- en vaatziekten, is chronisch hartfalen al tientallen jaren bestudeerd6. Meerdere muismodellen zijn op grote schaal gebruikt in onderzoek naar hartfalen, waaronder geneesmiddelinfusie (angiotensine II), metabole stoornissen (diabetes of hoogcalorisch dieet) en aortavernauwing7. Onder deze modellen gaat angiotensine II-perfusie gepaard met verschillende orgaanbijwerkingen, zoals nier7. Het induceren van metabole stoornissen vereist meestal een vrij lange periode. Oplopende aortavernauwing wordt beschouwd als beperkt relevant voor de ziekte bij de mens7.

TAC is een betrouwbaar model dat de afterload verhoogt en cardiale hypertrofie en hartfalen induceert8. Open-chest TAC-model werd voor het eerst beschreven door Rockman et al. en werd gebruikt in tal van laboratoria over de hele wereld9. Deze klassieke TAC-procedure veroorzaakt echter een vrij groot trauma bij muizen en verandert hun normale gedrag, wat een lange hersteltijd kan duren en verdere behandeling kan verstoren10. Andere aangepaste TAC-procedures met gesloten borstkas verminderden enkele invasieve stappen, maar vereisten microchirurgische vaardigheden of mechanische beademing10,11.

Het huidige protocol beschrijft een stapsgewijze methode met een minimaal invasieve benadering van de aortaboog met behulp van een zelfgemaakt retractor via een 3 mm middellijnincisie van de bovenrand van het borstbeen. Dit model heeft geen microchirurgische vaardigheid, mechanische beademing of het doorsnijden van de ribben nodig, waardoor een snelle, chirurgische traumabeperkte, ongecompliceerde, goedkope manier wordt geboden om TAC-chirurgie uit te voeren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige protocol is goedgekeurd door de ethische commissie van het Tongji-ziekenhuis, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, Wuhan, China. Deze procedure wordt uitgevoerd op mannelijke volwassen C57 / BL6-muizen (>10 weken oud). Alle chirurgische instrumenten werden voor de operatie gesteriliseerd door autoclaveren.

1. Voorbereiding van chirurgisch instrument

  1. Bereid een spuit van 5 ml voor en knijp de punt van de naald af met een naaldhouder om deze stomp te maken.
  2. Maak een naald van 27 G klaar en stomp deze af met een naaldhouder. Het snijden van de punt van de naald met een oogheelkundige schaar is een alternatieve manier om de naald af te stompen.
  3. Buig de punt van de naald van 27 G 90°.
    OPMERKING: Deze naald zal worden gebruikt als een afstandhouder om te binden met de aorta voor vaatvernauwing.
  4. Gebruik een in de handel verkregen ijzerdraad (medische kwaliteit, 0,5 mm in diameter, zie materiaaltabel) en touw rond de naald (figuur 1A). Vorm een kleine valstrik of lus aan de stompe punt van de naald (figuur 1B).
    OPMERKING: Dit herbruikbare instrument fungeert als een speciaal zelfgemaakt oprolmechanisme en maakt het mogelijk om zijden hechting onder de aorta in de laatste stappen door te geven.
  5. Autoclaaf alle chirurgische hulpmiddelen vóór de operatie (inclusief het speciale oprolmechanisme dat hierboven is gemaakt) om ze te steriliseren.

2. Voorbereiding van dieren

  1. Verdoof de muis via intraperitoneale injectie van pentobarbital natriumoplossing (50 mg/kg, zie tabel met materialen) volgens het lichaamsgewicht. Injecteer subcutaan 100 μL 0,5% lidocaïne lokaal in het operatiegebied.
  2. Controleer of de muis volledig verdoofd is door met de punt van de tang in de teen van de muis te knijpen.
  3. Breng oogheelkundige zalf aan op beide ogen om uitdroging te voorkomen terwijl u onder narcose bent.
  4. Verwijder het haar uit de keel en bovenste borst met ontharingscrème of een tondeuse.
  5. Desinfecteer het onbehaarde gebied met drie afwisselende scrubs van jodium en 70% ethanol in concentrische cirkels die naar buiten bewegen.
  6. Plaats de muis in rugligging op een verwarmingskussen bedekt met een steriel gordijn met de kop naar de operator gericht. Bevestig de ledematen met plakband en snijtanden met een hechting van 4-0 (figuur 2A).
  7. Plaats een rectale sonde (zie materiaaltabel) om de lichaamstemperatuur tijdens de operatie te controleren. Houd de lichaamstemperatuur gedurende de hele operatie op 37 °C.
  8. Trek een paar steriele handschoenen aan.
    OPMERKING: Zodra de steriele handschoenen zijn aangetrokken, mag u geen andere niet-gesteriliseerde gebieden of voorwerpen aanraken.
  9. Knip een gat (1-1,5 cm in diameter) in een nieuw steriel wegwerpgordijn met een gesteriliseerde oogheelkundige schaar. Plaats het steriele gordijn over de muis en zorg ervoor dat het onbehaarde operatieveld zichtbaar is door het gat.
    OPMERKING: Met deze stap kan de operator voorkomen dat andere niet-gesteriliseerde gebieden worden aangeraakt, wat helpt bij het handhaven van steriele omstandigheden tijdens de operatie.

3. Vernauwing van transversale aorta

  1. Maak een verticale huidincisie van 1,5 cm ter hoogte van de suprasternale inkeping (figuur 2B) met scalpelmes. Breid de huidincisie uit tot op het niveau van de sternale hoek.
    OPMERKING: De suprasternale inkeping is een inkeping aan de bovenrand van het manubrium sterni. Het is een oppervlaktesymbool dat kan worden gedetecteerd wanneer muishaar wordt verwijderd (figuur 2B). De sternale hoek is het gewricht tussen manubrium sterni en corpora sterni. Wanneer het borstbeen wordt blootgesteld, presenteert het zich als een horizontale witte lijn op het borstbeen op hetzelfde niveau van costa secunda (figuur 2C).
  2. Scheid zorgvuldig de huid en oppervlakkige fascia en leg de luchtpijp en proximale sternale bloot. Maak voorzichtig een 3-4 mm longitudinale middellijnincisie naar het borstbeen vanaf de bovenrand tot de sternale hoek (figuur 2D).
    OPMERKING: De snede mag de sternale hoek niet overschrijden, omdat er een risico bestaat op het veroorzaken van acute pneumothorax bij de muis.
  3. Til het borstbeen voorzichtig op met een tang en de thymus en arcus aortae eronder. Gebruik voorzichtig een rechte tang en ontleed het doelvat en de weefsels eromheen bot.
  4. Houd het eerder zelfgemaakte oprolmechanisme (stap 1.4) vast dat een draadstrik aan het uiteinde van de rechterhand van de gebruiker bevatte.
  5. Passeer voorzichtig de valstrik van het zelfgemaakte retractor onder de aorta tussen de linker halsslagader en de oorsprong van de rechter innominate slagader (figuur 2E).
  6. Geef het zelfgemaakte retractor door aan de linkerhand om de rechterhand te sparen voor andere instrumenten.
  7. Met een microscopisch klein pincet in de rechterhand passeer je een 7-0 zijden hechtdraad door de lus van de snare aan het einde en trek je het oprolmechanisme eruit. Hierdoor kan de zijdehechting rond de slagader worden verlaten voor verdere ligatie (figuur 2F).
    OPMERKING: Wees voorzichtig en sleep de aortaboog niet te veel van zijn oorspronkelijke positie.
  8. Plaats een naald van 27 G evenwijdig aan de aorta en bind de hechtdraad rond de naald en de aorta (figuur 2G,H).
    OPMERKING: De schijnprocedure moet hetzelfde zijn, behalve dat er geen aortaligatie is.
  9. Houd de naald van 27 G vast met een oogheelkundige tang en een andere tang die de knoop vasthoudt die aan de naald van 27 G en de aorta is vastgemaakt. Trek snel maar voorzichtig de naald van 27 G uit de ligatie (figuur 2H).
    OPMERKING: De knoop mag niet te strak zitten, anders is het niet gemakkelijk om de naald eruit te trekken. Wees voorzichtig bij het uittrekken van de naald in geval van het scheuren van de aorta.
  10. Hecht de huid met 4-0 synthetische monofilamenthechting in een onderbroken hechtpatroon (figuur 2I).

4. Postoperatieve zorg

  1. Plaats de muis op een warm kussen (zie Materiaaltabel) en wacht tot deze weer tot leven komt. Over het algemeen herleeft de muis in ongeveer 60 minuten.
    OPMERKING: Het dier mag niet onbeheerd worden achtergelaten totdat het weer voldoende bij bewustzijn is gekomen voor de hoofdsternale lighouding.
  2. Injecteer subcutaan 0,5 ml warme zoutoplossing en controleer de vloeibare homeostase van de dieren.
    OPMERKING: Deze stap voorkomt dat dieren uitdroging en hypovolemische circulatiestatus krijgen.
  3. Breng erytromycinezalf elke dag gedurende 3 dagen aan op het wondoppervlak.
  4. Voor postoperatieve pijnbehandeling, dien 1 mg / L buprenorfine lokaal anestheticum parenteraal toe aan de incisieplaats (zie tabel met materialen).
  5. Controleer de muis postoperatief op tekenen van infectie en stoornissen (ondervoeding, gebogen houding en gegolfde vacht).
    OPMERKING: Dieren die een operatie hebben ondergaan, worden niet teruggebracht naar het gezelschap van andere dieren totdat ze volledig zijn hersteld.

5. Echografie

  1. Bevestig succesvolle ligatie van de transversale aorta door de bloedstroomsnelheid te berekenen via een ultrageluidsbeeldvormingssysteem12,13 (24 MHz, zie materiaaltabel) 28 dagen na de operatie.
    1. Verdoof het dier met 4,5% isofluraan in 20% zuurstofverrijkte lucht en onderhoud met 0,5% isofluraan in 20% zuurstofverrijkte lucht.
    2. Plaats de muis in rugligging en bevestig de ledematen met plakband aan de elektrode.
    3. Gebruik ontharingscrème, verwijder het borsthaar en breng een ultrasoon koppelmiddel aan op de borst.
    4. Kantel het platform zo ver mogelijk naar links. Terwijl u de sonde in de verticale positie houdt, laat u deze geleidelijk langs de rechter parasternale lijn op de borst zakken met de inkeping naar de kin van het dier.
    5. Stel in de B-modus van het instrument de X- en Y-as in totdat de aortaboog en de vernauwingsplaats duidelijk zichtbaar zijn.
    6. Klik op de Pulse Wave Doppler-knop om over te schakelen naar de pulsgolfmodus.
    7. Pas het volume van de onderbroken cursormonsterdoos distaal aan op de vernauwde locatie en zoek de stenotische straal met de hoogste snelheid.
    8. Klik nogmaals op de Pulse Wave Doppler-knop om de golfvorm van de aortastroom te krijgen en de pieksnelheid te meten. Bereken de bloedstroomsnelheid volgens de piek van de golfpatronen (figuur 3A,B).
    9. Stel de imager in op de B-modus. Laat het platform in de horizontale positie rusten. Draai de sonde 30° naar de linker parasternale lijn.
    10. Pas de X- en Y-as aan om een korte asweergave te verkrijgen. Druk op de M-modus om de indicatorlijn weer te geven en klik op Cine Store om de afbeelding op te slaan voor latere meting van de hartwanddikte, kamerafmetingen en uitwerpfractie.
      OPMERKING: De formule voor het berekenen van de ejectiefractie: 100% * ((LV Vol;d - LV Vol;s) / LV Vol;d). De formule voor het berekenen van de cardiale output: Slagvolume * Hartslag (bij het eerste getekende frame) / 1000. De meeste indexen zoals ejectiefractie en cardiale output kunnen automatisch worden gemeten via de software van het ultrasone beeldvormingssysteem. LV Vol;d: diastolisch volume van de linker ventrikel. LV Vol;s: systolisch volume van de linker ventrikel.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Na een succesvolle TAC-operatie werd drukoverbelasting gedetecteerd met behulp van een echografiesysteem. Vier weken na de operatie ontwikkelen muizen een verminderde hartfunctie. In deze studie werd de werkzaamheid van TAC-chirurgie gevalideerd via ejectiefractie (EF), fractionele verkorting (FS), linkerventrikelmassa (LV-massa) en linkerventrikel inwendige diameter (LVID) van muizen die na 4 weken een TAC-operatie ondergingen. EF was significant verminderd bij TAC-muizen na 4 weken in vergelijking met schijnmu...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De inductie van aanhoudende drukoverbelasting kan geleidelijk harthypertrofie en hartfalen veroorzaken. Dit model is gebruikt in tal van laboratoria over de hele wereld14,15,16. Het protocol voorzag in een verbeterde TAC-methode die geen microchirurgische vaardigheden of mechanische beademing nodig heeft.

De belangrijkste stap in dit protocol is het passeren van zijden hechting onder de aortaboog. Wan...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaarden dat er geen sprake is van belangenverstrengeling.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk wordt gefinancierd door de National Natural Science Foundation of China (NSFC 81822002). Wij danken alle leden die aan dit werk hebben deelgenomen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
4-0 niet-resorbeerbare hechtdraadJinhuanHM403Gebruikt voor het hechten van de huid
5 mL spuitHaifuda Technology Co., Ltd.BD-309628Gebruikt voor het maken van een snare-bevattende retractor
7-0 niet-resorbeerbare hechtdraadJinhuanHM701Gebruikt voor aorta-ligatie
DiertemperatuurmeterKaerwenFT3400Gebruikt voor het monitoren van de lichaamstemperatuur
Buprenorfine SigmaB-044Gebruikt voor post-operatieve pijnbehandeling
Ontharingscreme VeetN/AGebruikt voor het verwijderen van lichaamshaar uit het operatiegebied
VerwarmingskussenXiaochuangxinN/AGebruikt voor het handhaven van de lichaamstemperatuur
IbuprofenMCEHY-78131Gebruikt voor post-operatieve pijnbehandeling
Ijzerdraad (0,5 mm)Qing YuanIjzerdraad #26Gebruikt voor het maken van een snare-bevattende retractor
Microscopische pincettenRWDF12006-10Gebruikt voor het penetreren en scheiden van het weefsel om operatieruimte te openen
NaaldhouderRWDF12005-10Gebruikt voor het afpinnen van de punt van een maatnaald en het stomp maken ervan
Oogheelkundige pincettenRWDF14012-10 Gebruikt voor het vasthouden van huid en andere weefsels
Oogheelkundige schaarRWDS11001-08Gebruikt voor het maken van een huidsnede bij muizen
Pentobarbital-natriumSigmaP3761Gebruikt voor muisanesthesie
Steriele operatiematHale & hearty211002Gebruikt voor het plaatsen van het dier tijdens de operatie
UltrageluidbeeldvormingssysteemFujifilm visualsonicsvevo1100Gebruikt voor het meten van de bloedstroomsnelheid, de dikte van de linkerventrikelwand en de ejectiefractie, https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-1100

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Heidenreich, P. A., et al. AHA/ACC/HFSA Guideline for the Management of Heart Failure: A Report of the American College of Cardiology/American Heart Association Joint Committee on Clinical Practice Guidelines. Circulation. 145 (18), 895(2022).
  2. McDonagh, T. A., et al. ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure. European Heart Journal. 42 (36), 3599(2021).
  3. Lv, B., et al. Induction of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury in mice. Journal of Visualized Experiments. (179), e63257(2022).
  4. Curaj, A., Simsekyilmaz, S., Staudt, M., Liehn, E. Minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (99), e52197(2015).
  5. Nakamura, M., Sadoshima, J. Mechanisms of physiological and pathological cardiac hypertrophy. Nature Reviews Cardiology. 15 (7), 387-407 (2018).
  6. Wang, H., et al. Bibliometric analysis on the progress of chronic heart failure. Current Problems in Cardiology. 47 (9), 101213(2022).
  7. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  8. Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
  9. Rockman, H. A., Wachhorst, S. P., Mao, L., Ross, J. ANG II receptor blockade prevents ventricular hypertrophy and ANF gene expression with pressure overload in mice. The American Journal of Physiology. 266, 2468-2475 (1994).
  10. Eichhorn, L., et al. A closed-chest model to induce transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiments. (134), e57397(2018).
  11. Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. Technique of minimally invasive transverse aortic constriction in mice for induction of left ventricular hypertrophy. Journal of Visualized Experiments. (127), e56231(2017).
  12. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Journal of the American Society of Echocardiography. 28 (1), 1-39 (2015).
  13. Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101(2016).
  14. Wang, X., et al. ATF4 protects the heart from failure by antagonizing oxidative stress. Circulation Research. 131 (1), 91-105 (2022).
  15. Li, J., et al. GCN5-mediated regulation of pathological cardiac hypertrophy via activation of the TAK1-JNK/p38 signaling pathway. Cell Death & Disease. 13 (4), 421(2022).
  16. Syed, A. M., et al. Up-regulation of Nrf2/HO-1 and inhibition of TGF-beta1/Smad2/3 signaling axis by daphnetin alleviates transverse aortic constriction-induced cardiac remodeling in mice. Free Radical Biology and Medicine. 186, 17-30 (2022).
  17. Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K., Chow, B. K. Minimally invasive transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiments. (121), e55293(2017).
  18. Lao, Y., et al. Operating transverse aortic constriction with absorbable suture to obtain transient myocardial hypertrophy. Journal of Visualized Experiments. (163), e61686(2020).
  19. Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines. European Respiratory Journal. 17 (3), 488-494 (2001).
  20. Withaar, C., Lam, C. S. P., Schiattarella, G. G., de Boer, R. A., Meems, L. M. G. Heart failure with preserved ejection fraction in humans and mice: embracing clinical complexity in mouse models. European Heart Journal. 42 (43), 4420-4430 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Cardiale hypertrofiemodel voor hartfalenaortaboogchirurgiemuischirurgiedrukoverbelastingminimaal invasieve chirurgiezelfgemaakte retractorhechttechniekmassa van de linker ventrikel

Gerelateerde artikelen