Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een reproduceerbaar kraakbeenimpactmodel om posttraumatische artrose bij het konijn te genereren

2.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64450

⸱

21 november 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy, Cell Biology and Physiology, Indiana University School of Medicine, 2Department of Orthopaedic Surgery, Indiana University School of Medicine, 3Indiana Center for Musculoskeletal Health, Indiana University School of Medicine, 4School of Mechanical Engineering, Purdue University, 5Large Animal Resource Center, Indiana University School of Medicine, 6Department of Mechanical and Energy Engineering, Indiana University-Purdue University Indianapolis

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Het open mediale femurcondylusimpactmodel bij konijnen is betrouwbaar voor het bestuderen van posttraumatische artrose (PTOA) en nieuwe therapeutische strategieën om PTOA-progressie te verminderen. Dit protocol genereert een geïsoleerd kraakbeendefect van de posterieure mediale femurcondylus bij konijnen met behulp van een op een wagen gebaseerde valtoren met een botshoofd.

Samenvatting

Posttraumatische artrose (PTOA) is verantwoordelijk voor 12% van alle gevallen van artrose in de Verenigde Staten. PTOA kan worden geïnitieerd door een enkele traumatische gebeurtenis, zoals een hoge impactbelasting die inwerkt op gewrichtskraakbeen, of door gewrichtsinstabiliteit, zoals optreedt bij een voorste kruisbandruptuur. Er zijn momenteel geen effectieve therapieën om PTOA te voorkomen. Het ontwikkelen van een betrouwbaar diermodel van PTOA is nodig om de mechanismen waardoor kraakbeenschade ontstaat beter te begrijpen en om nieuwe behandelingsstrategieën te onderzoeken om de progressie van PTOA te verlichten of te voorkomen. Dit protocol beschrijft een open, op een valtoren gebaseerd femurcondylusimpactmodel voor konijnen om kraakbeenschade te induceren. Dit model leverde piekbelastingen van 579,1 ± 71,1 N en piekspanningen van 81,9 ± 10,1 MPa met een time-to-peak belasting van 2,4 ± 0,5 ms. Gewrichtskraakbeen van geïmpacteerde mediale femurcondylen (MFC's) had hogere percentages apoptotische cellen (p = 0,0058) en bezat hogere Osteoarthritis Research Society International (OARSI)-scores van 3,38 ± 1,43 in vergelijking met de niet-geïmpacteerde contralaterale MFC's (0,56 ± 0,42) en andere kraakbeenoppervlakken van de geïmpacteerde knie (p < 0,0001). Er werden geen verschillen in OARSI-scores gedetecteerd tussen de niet-geïmpacteerde gewrichtsoppervlakken (p > 0,05).

Inleiding

Posttraumatische artrose (PTOA) is wereldwijd een belangrijke oorzaak van invaliditeit en is verantwoordelijk voor 12%-16% van de symptomatische artrose (OA)1. De huidige gouden standaard voor de behandeling van artrose in het eindstadium is totale knie- en heupartroplastiek2 of artrodese, zoals in het geval van tibiotalaire of subtalaire artritis in het eindstadium. Hoewel grotendeels succesvol, kan artroplastiek kostbare en morbide complicaties hebben3. Bovendien is artroplastiek minder wenselijk bij patiënten jonger dan 50 jaar, gezien de lage revisievrije implantaatoverleving van 77%-83%4,5. Momenteel zijn er geen door de FDA goedgekeurde behandelingen om de progressie van PTOA te voorkomen of te verminderen.

PTOA tast het hele gewricht aan, inclusief het synoviale weefsel, het subchondrale bot en het gewrichtskraakbeen. Het wordt gekenmerkt door gewrichtskraakbeendegeneratie, synoviale ontsteking, subchondrale botremodellering en osteofytenvorming 6,7. Het fenotype van PTOA ontwikkelt zich via een complex proces van samenspel tussen kraakbeen, synovium en subchondraal bot. De huidige opvatting is dat kraakbeenbeschadiging leidt tot het vrijkomen van extracellulaire matrix (ECM) componenten zoals type 2 collageen (COL2) en aggrecan (ACAN). Deze ECM-componentfragmenten zijn pro-inflammatoir en veroorzaken een verhoogde productie van IL-6-, IL-1β- en reactieve zuurstofsoorten. Deze mediatoren werken in op chondrocyten en veroorzaken opregulatie van matrixmetalloproteïnasen (MMP's), zoals MMP-13, die gewrichtskraakbeen afbreken en tegelijkertijd de matrixsynthese verminderen, wat leidt tot een algehele katabole omgeving voor het gewrichtskraakbeen8. Bovendien zijn er aanwijzingen voor verhoogde apoptose van chondrocyten bij primaire artrose en PTOA 9,10. Mitochondriale disfunctie treedt op na suprafysiologische belasting van kraakbeen 11,12,13,14, wat kan leiden tot verhoogde apoptose van chondrocyten 12,15. Verbeterde apoptose van chondrocyten is in verband gebracht met verhoogde proteoglycaandepletie en kraakbeenkatabolisme en er is aangetoond dat het voorafgaat aan veranderingen in kraakbeen en subchondrale botremodellering16,17,18.

Zoals bij de meeste ziekten bij de mens, zijn betrouwbare en translationele modellen van PTOA nodig om de pathofysiologie van de ziekte beter te begrijpen en nieuwe therapieën te testen. Grote dieren zoals varkens en hoektanden zijn gebruikt in intra-articulaire fractuur- en impactmodellen van PTOA17,19, maar ze zijn kostbaar. Kleinere diermodellen, zoals muizen, ratten en konijnen, zijn minder duur en worden gebruikt om PTOA te bestuderen die wordt gegenereerd door gewrichtsdestabilisatie, waarbij meestal chirurgische doorsnede van de voorste kruisband (VKB) en/of verstoring van de mediale meniscus 20,21,22,23,24,25 betrokken is. Hoewel gewrichtstrauma verschillende gevolgen kan hebben, waaronder ligamentair letsel26, treedt in bijna alle gevallen mechanische overbelasting van het kraakbeen op.

Er zijn steeds meer aanwijzingen dat de pathologie achter de ontwikkeling van PTOA na ligamenteuze instabiliteit (zoals bij ACL-transsectie) en acuut chondraal letsel te wijten is aan verschillende mechanismen27. Daarom is het belangrijk om modellen voor direct letsel aan kraakbeen te ontwikkelen. Er is momenteel een beperkt aantal impactmodellen die osteochondrale of chondrale schade veroorzaken bij ratten en muizen28,29. Muizenkraakbeen is echter niet erg geschikt voor het genereren van geïsoleerde chondrale defecten. Dit komt omdat muizen gewrichtskraakbeen slechts 3-5 cellagen dik is en georganiseerde oppervlakkige, radiale en overgangskraakbeenzones mist, evenals de dikke verkalkte kraakbeenlaag die wordt aangetroffen bij mensen en grotere dieren. Muizenmodellen vertonen ook spontane oplossing van gedeeltelijke kraakbeendefecten30,31. Daarom hebben we het konijn gekozen voor dit impactmodel, omdat de dikte en organisatie van het kraakbeen vergelijkbaar zijn met die van mensen, en het is het kleinste diermodel dat de levering van een consistente chondrale impact mogelijk maakt die resulteert in PTOA. Eerdere open chirurgische modellen van femurcondylusimpact bij het konijn hebben gebruik gemaakt van een slinger32, een in de hand gehouden veerbelast kraakbeenimpactieapparaat 33 en een valtoren die het mogelijk maakte konijnspecifieke impactor te creëren34. In deze studies ontbraken echter in vivo gegevens. Anderen hebben in vivo gegevens gerapporteerd met op slingers gebaseerde 35, pneumatische36 en veerbelaste37 slagapparaten10, en deze studies tonen een hoge mate van variabiliteit in piekspanning en belastingssnelheden tussen de methoden. Toch ontbreekt het veld aan een consistente aanpak om acuut kraakbeentrauma in vivo betrouwbaar te modelleren.

Het huidige protocol maakt gebruik van een op een drop-tower gebaseerd systeem om een consistente impact te leveren op de posterieure mediale condylus van de konijnenknie. Een posterieure benadering van de knie wordt gebruikt om de posterieure mediale femurcondylus bloot te leggen. Vervolgens wordt een Steinman-pin over de femurcondylen geplaatst van mediaal naar lateraal in lijn met het gewrichtsoppervlak en vastgemaakt aan het platform. Eenmaal vastgezet, wordt een belasting afgeleverd aan de posterieure mediale femurcondylus. Deze methode maakt het mogelijk om consistente kraakbeenschade toe te dienen aan het gewichtdragende oppervlak van het distale dijbeen van het konijn.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De volgende procedure werd uitgevoerd met goedkeuring van de Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Alle overlevingsoperaties werden uitgevoerd onder steriele omstandigheden, zoals uiteengezet in de NIH-richtlijnen. Pijn- en infectierisico's werden beheerst met de juiste pijnstillers en antibiotica om succesvolle resultaten te optimaliseren. Voor de huidige studie werden skeletvolwassen mannelijke Nieuw-Zeelandse witte konijnen gebruikt, met een gewicht van 3,0-4,0 kg.

1. De bouw van de dalingstoren

  1. Genereer CAD-tekeningen voor componenten van de valtoren, het basisplatform en het mechanisme om de Steinman-pin vast te zetten (aanvullende afbeeldingen 1-14).
  2. Koop in de handel verkrijgbare componenten (zie Tabel met materialen).
  3. Schaf de machineonderdelen van het apparaat aan of geef CAD-tekeningen aan een machinist voor fabricage.
    NOTITIE: Een zeer nauwkeurige machinist met gereedschapscapaciteit is vereist om de punt van het botslichaam met een diameter van 3 mm te vervaardigen (aanvullende afbeelding 1, deel 20 en aanvullende afbeeldingen 13,14). Het slagvlak van de botskop had krommingen van respectievelijk 7,14 mm en 5,56 mm in het sagittale en coronale vlak om te voldoen aan de kromming van de mediale konijnencondylus35 (aanvullende figuren 13,14).
  4. Monteer de onderdelen zodanig dat de valtoren bestaat uit een slede die op twee verticale staven beweegt via lineaire kogellagers met vaste uitlijning, en het basisplatform het konijn ondersteunt en de Steinman-pen vastzet (Figuur 1 en Figuur 2).
    OPMERKING: De dwarsbalk van de slede van dit ontwerp heeft een buigstijfheid die gelijk is aan die van een eerdere valtoren38 met een acceptabel trillingsniveau.

2. Voorbereiding van dieren

  1. Weeg het konijn en verdoven het met 2,5 mg/kg alfaxalone en 0,15 mg/kg midazolam IM (zie materiaaltabel). Breng na inductie oogzalf aan op beide ogen. Handhaaf anesthesie met ~2%-3% isofluraan. Geef buprenorfine SR (0,1 mg/kg) SQ voor analgesie en perioperatieve enrofloxacine (10 mg/kg) SQ. In plaats van buprenorfine kunnen NSAID's zoals Carprofen, 4 mg/kg of Meloxicam, 0,2 – 0,3 mg/kg of Ketoprofen, 3 mg/kg worden gegeven als SQ-injecties.
  2. Scheer de achterpoot van het konijn van de enkel tot de achterhand. Extra voorzichtigheid is geboden bij het verwijderen van konijnenhaar om besmetting van de incisie te voorkomen. Het gebruik van een speciale, scherpe tondeuse voor konijnenhaar is belangrijk.
  3. Plaats het roestvrijstalen voorpootblok (aanvullende afbeelding 1, deel nr. 2 en aanvullende afbeelding 4) onder het uiteinde van het impactplatform en bedek het platform met een verwarmingskussen. Leg het konijn stern (d.w.z. liggend) op het verwarmingskussen. Plaats een gewatteerde bult onder de contralaterale heup.
    1. Zorg ervoor dat de operatieve extremiteit de knie gecentreerd heeft en op het polyethyleenblok rust (Figuur 2A1). Gebruik zijdetape om de staart voorzichtig terug te trekken boven en contralateraal ten opzichte van het operatieve uiteinde.
  4. Veeg de operatieplaats af met chloorhexidine en 70% met alcohol gedrenkt steriel gaas. Schrob de operatieplaats, beginnend bij de achterste knie, met een cirkelvormige zwaai naar buiten. Herhaal dit minstens 3 keer met verse scrubs, eindigend met 70% alcohol.
  5. Plaats een steriele handschoen over de operatievoet tot aan de enkel en wikkel deze in een steriele cohesieve wikkel.
  6. Drapeer de operatieplaats steriel met drie gordijnen: één direct onder de operatieve extremiteit en de andere twee om de rest van het lichaam te bedekken. Zet de gordijnen vast met handdoekklemmen.

3. Chirurgische blootstelling

OPMERKING: Voorafgaand aan de operatie en de impact moeten het gewicht en de valhoogte die zichtbare kraakbeenschade veroorzaken zonder subchondrale botbreuk empirisch worden bepaald voor de specifieke stam, leeftijd en geslacht van het konijn.

  1. Palpeer de positie van de knieschijf anterieur om de positie van het kniegewricht te schatten, dat zich distaal van de knieschijf bevindt. Maak met een 15-mesje een incisie van 3-4 cm langs het achterste aspect van de gestrekte knie vanaf het niveau van de bovenste pool van de patella distaal.
  2. Voer stompe en scherpe dissecties uit door de onderliggende oppervlakkige fascia. Ontwikkel het interval tussen de huid mediaal en de mediale gastrocnemius lateraal. Plaats een zelfborgend Weitlaner-oprolmechanisme in dit interval (zie Materiaaltabel).
    1. Een secundaire fasciale laag wordt zichtbaar net boven de saphena slagader en ader. Ontleed lateraal naar het saphena en trek het vaatstelsel mediaal en het posterieure gastrocsoleuscomplex lateraal terug.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat u dit vaatstelsel niet doorsnijdt. Als deze slagader beschadigd is, zorg dan voor een goede ligatie, aangezien postoperatieve hemorragische shock kan optreden.
  3. Dissectie distaal totdat een kleine mobiele fabella wordt geïdentificeerd boven de posterieure mediale femurcondylus. Voer een arthrotomie uit om de fabella superolateraal te mobiliseren, waardoor de onderliggende mediale femurcondylus bloot komt te liggen. Verwijder voorzichtig zacht weefsel door stompe en scherpe dissectie om het achterste aspect van de mediale femurcondylus bloot te leggen. Gebruik een Freeer and Cricket self-retainer (zie Tabel met materialen) om zachte weefsels op dit niveau in te trekken.
  4. Terwijl u de condylus bloot houdt, schuift u een Steinman-pin van 0,062 inch (zie Tabel met materialen) over het distale dijbeen, beginnend bij het superieure aspect van de mediale femurcondylus en gecentreerd in de anterieure-posterieure richting van de mediale femurcondylus, ongeveer 5 mm van het achterste aspect van de condylus.
    1. Drijf de draad zijdelings door het bot en de laterale huid evenwijdig aan het gewrichtsoppervlak met behulp van een Steinman-pinschroevendraaier op batterijen. Palpatie van de laterale epicondylus zorgt voor de juiste baan van de Steinman-pin.
  5. Verwijder de retractors en sluit de huid met een 3-0 polysorb-hechting (zie Materiaaltabel) op een lopende manier. Bedek de incisie met steriel gaas.

4. Impact van de femurcondylus

  1. Verwijder het laken onder het operatieve ledemaat en bevestig de Steinman-pin aan een aanpasbaar en in hoogte verstelbaar impactplatform. Plaats eerst het in hoogte verstelbare, onderste aspect van het Steinman-penbevestigingsapparaat onder de pen (Figuur 2A2). Zorg ervoor dat de draad evenwijdig is aan de aarde op dit platform door de schroefhoogtes indien nodig aan te passen.
    1. Nadat u ervoor hebt gezorgd dat de Steinman-pen evenwijdig aan de grond is, plaatst u het bovenste op schroeven gebaseerde aspect van het veilige platform (Figuur 2A3) op het onderste op schroeven gebaseerde aspect van het in hoogte verstelbare stuk. Zorg ervoor dat de Steinman-pen stevig vastzit door de bovenste stang in het onderste in hoogte verstelbare gedeelte van het penbevestigingsplatform te schroeven (Figuur 2A2).
  2. Zodra de Steinman-pin aan het platform is bevestigd, verwijdert u de hechting en opent u de incisie opnieuw. Leg de mediale femurcondylus bloot met zelfbehoudende Weitlaner- en cricketretractors. Een extra Freer kan nodig zijn om extra zacht weefsel uit het pad van de botsmondpunt te trekken (Figuur 2B).
  3. Veeg de valtoren af met een goedgekeurd ontsmettingsmiddel. Bevestig de steriele 3 mm botskop (Figuur 2A4) aan de valtorenwagen. Breng de valtoren over het operatieve uiteinde en plaats de basis (Figuur 2A6) onder het botsplatform (Figuur 3A).
  4. Laat het botslichaam (aanvullende afbeelding 2, deel 20 en aanvullende afbeelding 13) voorzichtig op het midden van de posterieure mediale femurcondylus zakken. Zorg ervoor dat er zich geen zacht weefsel in het pad van het botslichaam bevindt.
    1. Verplaats het konijn of de toren indien nodig om ervoor te zorgen dat de botskop gecentreerd is over de achterste mediale femurcondylus (Figuur 3B). Elke keer dat het konijn wordt verplaatst of verplaatst, moet die operatieplaats worden beoordeeld op mogelijke breuken in de steriliteit en moet het gebied indien nodig opnieuw worden gesteriliseerd.
  5. Zodra het juiste traject is gegarandeerd, klemt u de toren op het platform met de tuimelklemmen (Figuur 2A5,  zie Tabel met materialen).
  6. Dien 5-10 minuten voor de impact één dosis intraveneuze alfaxalone (0,5-0,7 mg/kg) toe voor diepere anesthesie zonder de inhalatieanesthesie te verhogen.
    OPMERKING: Een gebrek aan ooglidreflex, terugtrekking van het pedaal en oorschelpreflex wijst op diepere verdoving. Deze diepere anesthesie helpt mogelijke reacties van ledematen te voorkomen tijdens plaatsing in het apparaat en tijdens de impact.
    LET OP: Als alfaxalone te snel wordt toegediend, kan het voorbijgaande apneu en hypoxie bij konijnen veroorzaken en moet het langzaam worden toegediend gedurende 1-2 minuten. Als hypoxie optreedt, zorg dan voor voldoende zuurstofvoorziening en herstel van vitale functies voordat u verder gaat.
  7. Plaats het botslichaam op de valtoren op de gewenste hoogte boven de mediale femurcondylus. Voor de huidige slede, inclusief de lagers, met een massa van 1,41 kg is dit een hoogte van 7 cm.
    OPMERKING: De hoogte van de valtoren werd bepaald aan de hand van pilotstudies op kadaverweefsel. Deze hoogte veroorzaakte zichtbare kraakbeenschade, maar geen subchondrale botbreuk voor de konijnen in deze studie.
  8. Klik op de Start-knop op de LabVIEW-data-acquisitiesoftware (aanvullend coderingsbestand 1) net voordat u de spilstop vrijmaakt (aanvullende afbeelding 2, item nr. 14) om de slede los te maken en onder de zwaartekracht te laten vallen.
    OPMERKING: De data-acquisitiesoftware verzamelt de gegevens van een load cell (Figuur 1, 6) die tussen het botslichaam en de slede is geplaatst en een versnellingsmeter (Figuur 1, 7) tijdens de botsing bij 100 kHz met behulp van een laptop die is aangesloten op een data-acquisitiemodule.
  9. Plaats het txt-bestand dat door de data-acquisitiesoftware wordt gegenereerd in dezelfde map met de Matlab-data-analysecode (Supplementary Coding File 2) en voer de data-analysecode uit om onbewerkte gegevens te filteren en impactparameters te berekenen.
  10. Zorg ervoor dat de maximale belasting is aangegeven. Het bijbehorende tijdstip wordt beschouwd als de tijd van maximale vervorming en nulsnelheid.
    OPMERKING: De code voor gegevensanalyse analyseert alle txt-bestanden in de map en rapporteert de resultaten voor elk bestand. De code bepaalt het begin en het einde van de impact op basis van wijzigingen in de laadtijdgegevens. Gegevens van de versnellingsmeter worden numeriek geïntegreerd om de snelheid te berekenen en opnieuw geïntegreerd om de verplaatsing te berekenen. De gegevensanalysecode berekent numeriek de impuls-, werk- en kinetische energie aan de hand van de volgende formules:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    figure-protocol-3
    waarbij F de door de belastingssensor gemeten kracht is, x 0 en t 0 de verplaatsing en tijd aan het begin van de botsing, en x, en t f de verplaatsing en tijd aan het einde van de botsing. De belastingssnelheid wordt numeriek berekend als het gemiddelde van dσ/dt in de belastingsfase van de botsing. De piekspanning wordt berekend door de piekbelasting te delen door het contactoppervlak van de botskop.
  11. Voer visualisatie van het kraakbeenoppervlak uit om te bepalen of er geschikte kraakbeenschade is opgetreden (Figuur 4A).

5. Sluiting van de operatieplaats

  1. Verwijder de valtoren van over het operatieve uiteinde. Leg alle gebruikte chirurgische instrumenten opzij en trek nieuwe steriele handschoenen aan.
    OPMERKING: Aangezien de valtoren niet steriel is, moeten alle gereedschappen die tot aan de inslag zijn gebruikt, nu als besmet worden beschouwd.
  2. Breng opnieuw een steriel laken aan op de onderste extremiteit en verkrijg ongebruikte steriele zelfoprolmechanismen.
  3. Leg de mediale femurcondylus opnieuw bloot en irrigeer de operatieplaats grondig met 50-60 ml steriele zoutoplossing.
  4. Sluit het achterste kapsel met een 5-0 polysorb-hechtdraad, gevolgd door huidsluiting met een 4-0 monosorb-hechting (zie Materiaaltabel).
  5. Injecteer 2 ml lidocaïne/bupivacaïne voor lokale analgesie rond de incisie intradermaal.
  6. Verwijder de Steinman-pin met een powerdriverset (zie Materiaaltabel) door te oscilleren om letsel aan de weke delen te minimaliseren.
  7. Verbind de wond met een niet-klevend verband, gevolgd door plakband. Voer een röntgenfoto uit van het operatieve uiteinde om er zeker van te zijn dat er geen breuk is opgetreden en om de juiste plaatsing van de pin (Figuur 4B).

6. Postoperatieve behandeling

  1. Breng het konijn terug naar zijn kooi en houd het in de gaten op verwarmde dekens totdat het herstelt van de anesthesie (~25 min).
  2. Blijf de konijnen gedurende enkele dagen na de operatie nauwlettend volgen om ervoor te zorgen dat ze goed genezen en hun mobiliteit terugkrijgen. Enrofloxacine (10 mg/kg) gedurende 2 dagen postoperatief toedienen voor infectieprofylaxe. Dien buprenorfine SR-analgesie (0,1 mg/kg) subcutaan toe om de 2-3 dagen na de operatie en indien nodig. In plaats van buprenorfine kunnen NSAID's zoals Carprofen, 4 mg/kg SQ per dag, Meloxicam, 0,2 – 0,3 mg/kg SQ per dag tot 3 dagen of Ketoprofen, 3 mg/kg SQ per dag 3-5 dagen na de operatie en indien nodig worden toegediend.
    OPMERKING: We zijn erin geslaagd postoperatieve wonddehiscentie, als gevolg van likken of kauwen van konijnen, te voorkomen door een menselijke neonatale broek over de achterpoten te plaatsen39. Als het konijn door de broek heen kauwt, kan een Elizabethaanse halsband (zie Materiaaltabel) worden geplaatst om kauwen op de incisie te voorkomen.

7. Histologische evaluatie

  1. Oogst 16 weken na de verwonding de knieën van geëuthanaseerde konijnen, fixeer ze gedurende 48 uur in 10% neutraal gebufferde formaline, gevolgd door paraffine inbedding en verdeel ze in plakjes van 5 μm dik.
  2. Na deparaffinisatie en rehydratatie de secties kleuren met safranine O fast green volgens standaardprotocollen40,41.
  3. Voer de terminale deoxynucleotidyltransferase dUTP nick end labeling (TUNEL)-test uit op de secties met behulp van de TUNEL Chromogenic Apoptosis Detection-kit volgens de instructies van de fabrikant, tegengekleurd met hematoxyline42 (zie materiaaltabel).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het succes van deze procedure werd onmiddellijk na de impact gecontroleerd door visualisatie van de condylus door de chirurg (Figuur 4A) en door radiografie om er zeker van te zijn dat er geen fractuur optrad (Figuur 4B). Er bestaat een risico op impactfalen dat leidt tot een intra-operatieve fractuur van de condylus. Dit was meestal te wijten aan een onjuiste plaatsing van de Steinman-pin (Figuur 5). Met behulp van dit model was er...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze chirurgische ingreep heeft tot doel consistente kraakbeenschade te genereren aan het dragende oppervlak van de mediale femurcondylus van het konijn in een model van PTOA. Een voordeel van deze procedure is dat de posterieure benadering van de knie directe visualisatie van de volledige posterieure mediale femurcondylus mogelijk maakt, en het kan worden uitgevoerd in ongeveer 37 minuten (tabel 2). Er moet ook worden opgemerkt dat dit een open verwondingsmodel is en kan leiden tot acute ontstekingsvera...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Roman Natoli geeft lezingen voor AO Trauma Noord-Amerika, is sectieredacteur voor Current Osteoporosis Reports en ontving royalty's voor leerboeken van Morgan en Claypool. Todd McKinley ontvangt royalty's van Innomed. De overige auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door DoD Peer Reviewed Medical Research Program - Investigator-Initiated Research Award W81XWH-20-1-0304 van de U.S. ARMY MEDICAL RESEARCH ACQUISITION ACTIVITY, door NIH NIAMS R01AR076477 en een uitgebreid musculoskeletaal T32-trainingsprogramma van de NIH (AR065971) en door NIH NIAMS Grant R01 AR069657. De auteurs willen Kevin Carr bedanken voor het ter beschikking stellen van zijn expertise op het gebied van machinale bewerking en fabricage aan dit project, en Drew Brown en het Indiana Center for Musculoskeletal Health Bone Histology Core voor hun hulp bij histologie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Flat head screwMcMaster-Carr92210A194Roestvrijstalen zeskantbout met platte kop, 8-32, 1/2"
#15 scalpel bladesMcKesson1029066McKesson-scalpel nr. 15 Roestvrijstalen / kunststof klassieke grip-handgreep steriel wegwerpbaar
1/2”-20 threaded rodMcMaster-Carr99065A1201/2”-20 gedraaide staaf
10 mL syringeMcKesson1031801Voor irrigatie; Algemeen gebruik spuit McKesson 10 mL Blister Pack Luer Lock Tip Zonder Veiligheid
3 mL syringeMcKesson1031804Voor lidocaine/bupiviacaine injectie; Algemeen gebruik spuit McKesson 3 mL Blister Pack Luer Lock Tip Zonder Veiligheid.
3-0 polysorbEthiconJ332H3-0 Vircryl, CT-2, 1/2 cirkel, 26 mm, toelopend
4-0 monosorbEthiconZ397H4-0 PDS 2, FS-2, 3/8 cirkel, 19mm, snijrand
5-0 polysorbMed Vet InternationalNC9335902Med Vet International 5-0 ETHICON COATED VICRYL C-3
AccelerometerKistler8743A5Accelerometer
Adson-Browns ForcepsWorld precision tools500177Adson-Brown Forceps, 12 cm, recht, TC-kaken, 7 x 7 tanden
AlfaxaloneJurox49480-002-01Alfaxan Multidose door Jurox : 10 mg/mL
BuprenorphinePar Pharmaceuticals42023-0179-05Buprenorfine HCL-injectie: 0,3 mg/mL
Butorphanol Zoetis54771-2033Butorphanol tartrate 10mg/ml door Zoetis
Chlorhexidine Hand ScrubBD371073BD E-Z Scrub 107 chirurgische scrubborstel/spons, 4% CHG, rood
ColletSTRYKER14023Stryker 4100-62 draad Collet 0,28-0,71''
Cordless Driver handpieceSTRYKEROR-S4300Stryker 4300 CD3 draadloze driver 3 handpiece
Cricket RetractorsNovosurgicalG3510 212x Heiss (Holzheimer) Cross Action Retractor
Dissector ScissorsJorvet labsJ0662Aesculap AG, Metzenbaum, schaar, recht 5 3/4″
Elizabethian CollarElizaSoft62054ElizaSoft Elizabethan Herstelkraag
EnrofloxacinCustom MedsEnrofloxacin gecompounded door Custom Meds
Eye OintmentPivetal 46066-753-55Pivetal Artificial Tears- onlangs teruggenomen
Face-mount shaft collarMcMaster-Carr5631T11Face-mount askraag
Fast greenMillipore SigmaF7258Fast green
FreerJorvet labsJ0226QFreer elevator
Head screw -1McMaster-Carr91251A197Zwarte oxide legeringsstaal sokkelbout, 8-32, 3/4"
Head screw -2McMaster-Carr92196A194Roestvrijstalen sokkelbout, 8-32, 1/2"
Head screw -3McMaster-Carr92196A146Roestvrijstalen sokkelbout, 8-32, 1/2"
Head screw -4McMaster-Carr92196A151Roestvrijstalen sokkelbout, 6-32, 3/4"
Hematoxylin Solution, Gill No. 1Millipore SigmaGHS132-1LHematoxyline-oplossing, Gill No. 1
Hex nutMcMaster-Carr91841A007Roestvrijstalen zeskantmoer, 6-32
Hold-down toggle clampMcMaster-Carr5126A71Hold-down toggle clamp
Impact devicen/an/aop maat gemaakt
Impact platformn/an/aop maat gemaakt
K-wiresJorvet LabsJ0250AJorVet Intramedullaire Steinman Pins, Trocar-Trocar 1/16" x 7"
Lab ViewNational Instrumentsn/an/a
Load cellKistler9712B5000Load cell
MATLABThe MathWorks Inc.n/an/a
MicroscopeLeicaDMi-8Leica DMi8 microscoop met LAS-X software
MidazolamAlmaject72611-749-10Midazolam Hydrochloride injectie: 5mg/ml door Almaject
milling machine depth stopsMcMaster-Carr2949A71Klem-op frezen machine diepte stoppen
Mobile C-armPhilips718095BV Pulsera, Mobile C-arm
Mounted linear ball bearingMcMaster-Carr9338T7Gedraaide lineaire kogellager
Needle DriverA2Z ScilabA2ZTCIN39TC Webster Naaldhouder gladde kaken 5", Premium
PentobarbitalVortech0298-9373-68Pentobarbital 390 mg/mL door Vortech
Safranin OMillipore SigmaHT90432Safranine O
Small Battery packSTRYKERNS0140366212 Kleine batterijpakket- 9,6 V
Steel rod, 2’McMaster-Carr89535K25Staaf, 2’
Sterile SalineICU Medical6139-22AquaLite Solution Pour Bottles, 250 mL
Stryker 6110-120 System 6 Battery ChargerSTRYKEROR-S6110-120

Referenties

  1. Thomas, A. C., Hubbard-Turner, T., Wikstrom, E. A., Palmieri-Smith, R. M. Epidemiology of posttraumatic osteoarthritis. Journal of Athletic Training. 52 (6), 491-496 (2017).
  2. Pasquale, M. K., et al. Healthcare Utilization and costs of knee or hip replacements versus pain-relief injections. American Health Drug Benefits. 8 (7), 384-394 (2015).
  3. Yao, J. J., et al. Direct Inpatient medical costs of operative treatment of periprosthetic hip and knee infections are twofold higher than those of aseptic revisions. Journal of Bone and Joint Surgery America. 103 (4), 312-318 (2021).
  4. Anatone, A. J., et al. Decreased implant survival is associated with younger patients undergoing total knee arthroplasty. HSS Journal. 18 (2), 290-296 (2022).
  5. Stone, B., Nugent, M., Young, S. W., Frampton, C., Hooper, G. J. The lifetime risk of revision following total knee arthroplasty : a New Zealand Joint Registry study. The Bone and Joint Journal. 104-B (2), 235-241 (2022).
  6. Chen, D., et al. Osteoarthritis: toward a comprehensive understanding of pathological mechanism. Bone Research. 5, 16044(2017).
  7. Robinson, W. H., et al. Low-grade inflammation as a key mediator of the pathogenesis of osteoarthritis. Nature Review Rheumatology. 12 (10), 580-592 (2016).
  8. Perez-Garcia, S., et al. Profile of matrix-remodeling proteinases in osteoarthritis: impact of fibronectin. Cells. 9 (1), 40(2019).
  9. Hashimoto, S., Ochs, R. L., Komiya, S., Lotz, M. Linkage of chondrocyte apoptosis and cartilage degradation in human osteoarthritis. Arthritis Rheumatology. 41 (9), 1632-1638 (1998).
  10. Natoli, R. M., Athanasiou, K. A. Traumatic loading of articular cartilage: Mechanical and biological responses and post-injury treatment. Biorheology. 46 (6), 451-485 (2009).
  11. Coleman, M. C., Brouillette, M. J., Andresen, N. S., Oberley-Deegan, R. E., Martin, J. M. Differential effects of superoxide dismutase mimetics after mechanical overload of articular cartilage. Antioxidants (Basel). 6 (4), 98(2017).
  12. Goodwin, W., et al. Rotenone prevents impact-induced chondrocyte death. Journal of Orthopaedic Research. 28 (8), 1057-1063 (2010).
  13. Wolff, K. J., et al. Mechanical stress and ATP synthesis are coupled by mitochondrial oxidants in articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 31 (2), 191-196 (2013).
  14. Delco, M. L., Bonnevie, E. D., Bonassar, L. J., Fortier, L. A. Mitochondrial dysfunction is an acute response of articular chondrocytes to mechanical injury. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 739-750 (2018).
  15. Coleman, M. C., Ramakrishnan, P. S., Brouillette, M. J., Martin, J. A. Injurious loading of articular cartilage compromises chondrocyte respiratory function. Arthritis Rheumatology. 68 (3), 662-671 (2016).
  16. Bobinac, D., Spanjol, J., Zoricic, S., Maric, I. Changes in articular cartilage and subchondral bone histomorphometry in osteoarthritic knee joints in humans. Bone. 32 (3), 284-290 (2003).
  17. Coleman, M. C., et al. Targeting mitochondrial responses to intra-articular fracture to prevent posttraumatic osteoarthritis. Science Translational Medicine. 10 (427), eaan5372(2018).
  18. Heraud, F., Heraud, A., Harmand, M. F. Apoptosis in normal and osteoarthritic human articular cartilage. Annals of Rheumatological Diseases. 59 (12), 959-965 (2000).
  19. Narez, G. E., Fischenich, K. M., Donahue, T. L. H. Experimental animal models of post-traumatic osteoarthritis of the knee. Orthopedic Reviews (Pavia). 12 (2), 8448(2020).
  20. Fischenich, K. M., et al. Chronic changes in the articular cartilage and meniscus following traumatic impact to the lapine knee. Journal of Biomechanics. 48 (2), 246-253 (2015).
  21. Isaac, D. I., Meyer, E. G., Kopke, K. S., Haut, R. C. Chronic changes in the rabbit tibial plateau following blunt trauma to the tibiofemoral joint. Journal of Biomechanics. 43 (9), 1682-1688 (2010).
  22. Wei, F., et al. Post-traumatic osteoarthritis in rabbits following traumatic injury and surgical reconstruction of the knee. Annals of Biomedical Engineering. 50 (2), 169-182 (2022).
  23. Terracciano, R., et al. Quantitative high-resolution 7T MRI to assess longitudinal changes in articular cartilage after anterior cruciate ligament injury in a rabbit model of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage Open. 4 (2), 100259(2022).
  24. Huang, K., Cai, H. L., Zhang, P. L., Wu, L. D. Comparison between two rabbit models of posttraumatic osteoarthritis: A longitudinal tear in the medial meniscus and anterior cruciate ligament transection. Journal of Orthopaedic Research. 38 (12), 2721-2730 (2020).
  25. Sun, Z. B., Peng, H. Experimental Study on the prevention of posttraumatic osteoarthritis in the rabbit knee using a hinged external fixator in combination with exercises. Journal of Investigative Surgery. 32 (6), 552-559 (2019).
  26. Gardner, M. J., et al. The incidence of soft tissue injury in operative tibial plateau fractures: a magnetic resonance imaging analysis of 103 patients. Journal of Orthopedic Trauma. 19 (2), 79-84 (2005).
  27. Dilley, J. E. B. M. A., Roman, N., McKinley, T. O., Sankar, U. Post-traumatic osteoarthritis: A review of pathogenic mechanisms and novel targets for mitigation. Bone Reports. 18, 101658(2023).
  28. Seol, D., et al. Effects of knockout of the receptor for advanced glycation end-products on bone mineral density and synovitis in mice with intra-articular fractures. Journal of Orthopedic Research. 36 (9), 2439-2449 (2018).
  29. Furman, B. D., et al. Joint degeneration following closed intraarticular fracture in the mouse knee: a model of posttraumatic arthritis. Journal of Orthopedic Research. 25 (5), 578-592 (2007).
  30. Glasson, S. S., Chambers, M. G., Van Den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthritis Cartilage. 18 Suppl 3, S17-S23 (2010).
  31. McCoy, A. M. Animal models of osteoarthritis: comparisons and key considerations. Veterinary Pathology. 52 (5), 803-818 (2015).
  32. Fening, S. D., Jones, M. H., Moutzouros, V., Downs, B., Miniaci, A. Method for Delivering a controlled impact to articular cartilage in the rabbit knee. Cartilage. 1 (3), 211-216 (2010).
  33. Leucht, F., et al. Development of a new biomechanically defined single impact rabbit cartilage trauma model for in vivo-studies. Journal of Investigative Surgery. 25 (4), 235-241 (2012).
  34. Vrahas, M. S., Smith, G. A., Rosler, D. M., Baratta, R. V. Method to impact in vivo rabbit femoral cartilage with blows of quantifiable stress. Journal of Orthopedic Research. 15 (2), 314-317 (1997).
  35. Borrelli, J. Jr, Burns, M. E., Ricci, W. M., Silva, M. J. A method for delivering variable impact stresses to the articular cartilage of rabbit knees. Journal of Orthopedic Trauma. 16 (3), 182-188 (2002).
  36. Milentijevic, D., Rubel, I. F., Liew, A. S., Helfet, D. L., Torzilli, P. A. An in vivo rabbit model for cartilage trauma: a preliminary study of the influence of impact stress magnitude on chondrocyte death and matrix damage. Journal of Orthopedic Trauma. 19 (7), 466-473 (2005).
  37. Alexander, P. G., et al. An In vivo lapine model for impact-induced injury and osteoarthritic degeneration of articular cartilage. Cartilage. 3 (4), 323-333 (2012).
  38. Bonitsky, C. M., et al. Genipin crosslinking decreases the mechanical wear and biochemical degradation of impacted cartilage in vitro. Journal of Orthopedic Research. 35 (3), 558-565 (2017).
  39. Bartley, K. A., Johnson, C. H. Human Infant pants for postoperative protection during social housing of new zealand white rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 58 (4), 510-516 (2019).
  40. Lillie, R. D., Fullmer, H. M. Histopathologic technic and practical histochemistry. , 4th edn, Blakiston Division, McGraw-Hill. (1976).
  41. Armed Forces Institute of Pathology: Laboratory Methods in Histotechnology. Washington DC: American Registry of Pathology. Prophet, E., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. , (1992).
  42. Dilley, J. E., et al. CAMKK2 is upregulated in primary human osteoarthritis and its inhibition protects against chondrocyte apoptosis. Osteoarthritis and Cartilage. 31 (7), 908-918 (2023).
  43. Pritzker, K. P., et al. Osteoarthritis cartilage histopathology: grading and staging. Osteoarthritis Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).
  44. Christiansen, B. A., et al. Non-invasive mouse models of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 23 (10), 1627-1638 (2015).
  45. Borrelli, J., Zaegel, M. A., Martinez, M. D., Silva, M. J. Diminished cartilage creep properties and increased trabecular bone density following a single, sub-fracture impact of the rabbit femoral condyle. Journal of Orthopaedic Research. 28 (10), 1307-1314 (2010).
  46. Borrelli, J., Silva, M. J., Zaegel, M. A., Franz, C., Sandell, L. J. Single high-energy impact load causes posttraumatic OA in young rabbits via a decrease in cellular metabolism. Journal of Orthopedic Research. 27 (3), 347-352 (2009).
  47. Borrelli, J. Jr, Zhu, Y., Burns, M., Sandell, L., Silva, M. J. Cartilage tolerates single impact loads of as much as half the joint fracture threshold. Clinical Orthopedics and Related Research. 426, 266-273 (2004).
  48. Karnik, S., et al. Decreased SIRT1 activity is involved in the acute injury response of chondrocytes to ex vivo injurious mechanical overload. International Journal of Molecular Sciences. 24 (7), 6521(2023).
  49. Mevel, E., et al. Systemic inhibition or global deletion of CaMKK2 protects against post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 30 (1), 124-136 (2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Konijnmodel voor artrosebeschadiging van het gewrichtskraakbeenimpact op de femurale condyldrop tower techniekchondrocytenapoptoseOARSI scoringgewelstraumamodelchirurgisch protocol voor dieren
Een reproduceerbaar kraakbeenimpactmodel om posttraumatische artrose bij het konijn te genereren
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.