Methodenartikel

Real-time dynamische verzameling van hippocampale extracellulaire vloeistof van bewuste ratten met behulp van een microdialysesysteem

3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64530

⸱

21 oktober 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Research Institute of Integrated TCM & Western Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 3School of Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4School of Ethnic Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Het protocol hier biedt een gedetailleerde real-time dynamische bemonstering van extracellulaire vloeistof uit de hippocampus van wakkere ratten met behulp van een microdialysesysteem.

Samenvatting

Een verscheidenheid aan ziekten van het centrale zenuwstelsel (CZS) zijn geassocieerd met veranderingen in de samenstelling van hippocampale extracellulaire vloeistof (HECF). Moeilijkheden bij het verkrijgen van HECF in realtime van bewuste ratten hebben echter lang de evaluatie van de progressie van de ziekte van het CZS en de effectiviteit van etnomedische therapie beperkt. Het is bemoedigend dat een hersenmicrodialysetechniek kan worden gebruikt voor continue bemonstering met de voordelen van dynamische observatie, kwantitatieve analyse en een kleine steekproefomvang. Dit maakt het mogelijk om veranderingen in het extracellulaire vloeistofgehalte voor verbindingen van traditionele kruiden en hun metabolieten in de hersenen van levende dieren te volgen. Het doel van deze studie was dus om nauwkeurig een microdialysesonde met hersenvocht te implanteren in het hippocampusgebied van Sprague Dawley (SD) -ratten met een driedimensionaal stereotaxisch apparaat in de hersenen, waardoor moleculaire gewichten groter dan 20 kDa werden afgesneden. De hoogwaardige HECF werd vervolgens verkregen van bewuste ratten met behulp van een microdialysebemonsteringscontrolesysteem met een instelbare bemonsteringsfrequentie van 2,87 nL / min - 2,98 ml / min. Kortom, ons protocol biedt een efficiënte, snelle en dynamische methode om HECF te verkrijgen bij wakkere ratten met behulp van microdialysetechnologie, die ons onbeperkte mogelijkheden biedt om de pathogenese van CZS-gerelateerde ziekten verder te onderzoeken en de werkzaamheid van geneesmiddelen te evalueren.

Inleiding

Ziekten van het centrale zenuwstelsel (CZS) met hoge morbiditeiten, zoals neurodegeneratieve ziekten, traumatisch hersenletsel, hypoxie-geïnduceerd hersenletsel op grote hoogte en ischemische beroerte, zijn cruciale oorzaken van de groeiende sterfte wereldwijd 1,2,3. Real-time monitoring van cytokines en eiwitveranderingen in specifieke hersengebieden draagt bij aan de diagnostische nauwkeurigheid van CZS-ziekten en farmacokinetische hersenstudies na medicatie. Traditioneel wetenschappelijk onderzoek maakt gebruik van hersenweefselhomogenaat of een handmatige verzameling van dierlijke interstitiële hersenvloeistof voor de detectie van specifieke stoffen en voor farmacokinetische studies. Dit heeft echter enkele tekortkomingen, zoals een beperkte steekproefomvang, het onvermogen om de veranderingen van indicatoren dynamisch waar te nemen en een ongelijke steekproefkwaliteit 4,5,6. Cerebrospinale vloeistof, een interstitiële vloeistof, beschermt de hersenen en het ruggenmerg tegen mechanische schade. De samenstelling is anders dan die van het serum vanwege het bestaan van de bloed-hersenbarrière (BBB)7. Directe analyse van cerebrospinale vloeistofmonsters is meer bevorderlijk voor het onthullen van het mechanisme van CZS-laesies en medicijnontdekking. Het is onvermijdelijk dat de monsters van het hersenvocht, handmatig rechtstreeks verkregen uit de cisterna magna en cerebrale ventrikels via een spuit, nadelen hebben van bloedverontreiniging, een willekeurige kans op monsterneming, onzekerheid van de hoeveelheid en bijna geen meervoudige ophaalmogelijkheid 8,9. Meer in het bijzonder kunnen conventionele interstitiële hersenvloeistofbemonsteringsmethoden geen monsters verkrijgen van beschadigde hersengebieden, wat de verkenning van de pathogenese van CZS-ziekten in specifieke hersengebieden en de werkzaamheidsevaluatie van gerichte etnomedische therapieën belemmert 9,10.

Hersenmicrodialyse is een techniek voor het bemonsteren van interstitiële hersenvloeistof bij wakkere dieren11. Het microdialysesysteem imiteert vasculaire permeabiliteit met behulp van een sonde die in de hersenen is geïmplanteerd. De microdialysesonde is gewapend met een semi-permeabel membraan en wordt geïmplanteerd in specifieke hersengebieden. Na perfusie met isotone kunstmatige cerebrospinale vloeistof (ACSF) kan de gedialyseerde interstitiële hersenvloeistof gunstig worden verzameld met de voordelen van kleine steekproefgroottes, continue bemonstering en dynamische observatie12,13. In termen van locatie kunnen hersenmicrodialysesondes selectief worden geïmplanteerd in hersenstructuren of schedelreservoirs van belang14. Een observatie van abnormale niveaus van een endogene stof in de hippocampale extracellulaire vloeistof (HECF) suggereert het optreden van CZS-ziekten of de pathogenese van de ziekte. Verschillende studies hebben aangetoond dat de biomarkers voor CZS-ziekten, zoals D-aminozuren bij schizofrenie, β-amyloïde en tau-eiwitten bij de ziekte van Alzheimer, neurofilament lichte ketens bij traumatisch hersenletsel en ubiquitine carboxy-terminale hydrolase L1s bij hypoxische ischemie-encefalopathie, kunnen worden geanalyseerd in hersenvocht15,16,17 . Een chemische analysemethode op basis van de microdialysebemonsteringstechniek van de hersenen kan worden gebruikt om dynamische veranderingen van exogene verbindingen te volgen, zoals actieve ingrediënten van etnogeneeskunde, die diffunderen en distribueren in specifieke hersengebieden14.

Dit artikel presenteert het specifieke proces van dynamische HECF-acquisitie bij wakkere ratten en meet de osmotische druk om de monsterkwaliteit te garanderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het experimentele protocol werd uitgevoerd in overeenstemming met de vereisten van het Comité voor het gebruik van proefdieren en het institutionele dierverzorgings- en gebruikscomité aan de Chengdu University of Traditional Chinese Medicine (recordnummer: 2021-11). Mannelijke Sprague Dawley (SD) ratten (280 ± 20 g, 6-8 weken oud) werden gebruikt voor de huidige studie.

1. Hersenmicrodialyse sonde implantatie chirurgie

  1. Gebruik respectievelijk 3% en 1,5% isofluraan voor de inductie en het onderhoud van rattenanesthesie, met behulp van een dierlijk anesthesiesysteem in een lucht-zuurstofmengsel bij 0,6 l / min. Zorg ervoor dat de ratten diep verdoofd zijn zonder zowel een pijnreflex als een hoornvliesreflex. Gebruik veterinaire zalf op de ogen om uitdroging te voorkomen terwijl u onder narcose bent.
  2. Verwijder de vacht op de schedel van de verdoofde rat met een elektrisch scheerapparaat in de voorbereidingsruimte. Bevestig vervolgens de verdoofde rat op een stereotaxische hersenzoeker. Desinfecteer de operatieplaats vóór de operatie door 3x povidon-jodium en ethanol aan te brengen op het operatiegebied met een steriel watje. Breng bupivacaïne topisch aan voor lokale analgesie. OPMERKING: Het hele proces van op microdialyse gebaseerde HECF-monsterverwerving wordt geïllustreerd in figuur 1.
  3. Maak een craniofaciale incisie van 1,5 cm in het midden met een chirurgische schaar en verwijder het botysteum met een chirurgische schaar en een oogheelkundige tang.
  4. Beschouw de bregma als de basale positie en doorboor het endocranium om een opening van 2 mm te boren op de anteroposterior (AP) positie (-2 mm), de mediolaterale (ML) positie (-3,5 mm) en de dorsoventrale (DV) positie (-3,5 mm) (het hippocampale CA1 gebied) met behulp van een craniale boor.
  5. Bevestig de katheterstijl op de grijper van een stereotaxische hersenzoeker en pas de positie van de microdialysebehuizing aan op de AP (-2 mm), ML (-3,5 mm) en DV (0 mm) posities. Pas de DV-waarde van de hersenstereolocator aan en implanteer de microdialysebehuizing in het CA1-gebied op een diepte van 3,5 mm.
    OPMERKING: Houd de temperatuur van het dier tijdens de operatie op 37 °C met behulp van een temperatuurregelaar voor het dier.
  6. Boor nog drie openingen met een diameter van 2 mm zodanig dat de drie openingen een driehoek vormen waarin de sondeopening centraal is geplaatst. Implantaat schroeft in de openingen op een diepte van 1 mm.
  7. Bevestig de sondekatheter met tandcement en gebruik een 4-0 chirurgische hechting om de huid te sluiten. Zie figuur 2 voor de plaatsing van de sonde.
  8. Plaats de rat 7 dagen in kooien om te herstellen. Infiltreer lokaal bupivacaïne (1,5 mg/kg) eenmaal daags na de operatie.  Zorg voor voedsel en water ad libitum. Gebruik 3x per dag natriumhyaluronaat oogdruppels om uitdroging na de operatie te voorkomen.
    OPMERKING: Voer alle procedures uit in een steriele operatiekamer. Laat het dier niet onbeheerd achter totdat het weer voldoende bij bewustzijn is gekomen om de sternale lighouding onder een toestand van 37 °C te handhaven. Breng het dier dat een operatie heeft ondergaan niet terug naar het gezelschap van andere dieren totdat het volledig is hersteld.

2. Microdialyse systeem aansluiting en sonde controle

  1. Sluit de microdialysepomp, microspuit, waakactiviteitsapparaat en cryogene monstercollector aan volgens de instructies van de fabrikant. Installeer de microsyring met ACSF op de microdialysepomp en stel de microdialysepomp in op een snelheid van 1 μL/min om de lucht in de pijpleiding af te voeren.
  2. Verbind de pijpleiding en de microdialysesonde van de hersenen (membraan: PAES; membraanlengte: 4 mm; membraan OD: 0,5 mm; afsnijding: 20 kDa; schachtlengte: 14 mm). Gebruik de microdialysepomp met een snelheid van 1 μL/min om ACSF in de sonde te injecteren totdat het oppervlak van de sonde licht vochtig is. Dompel de sonde onder in heparinenatriuminjectieoplossing voor later gebruik.
    OPMERKING: Als een grote stroom van de ACSF uit het semipermeabele membraan van de sonde valt, zoals gezien met het blote oog onder de zwaartekracht, vervang de sonde dan door een nieuwe.

3. Verzameling van HECF van de wakkere rat

  1. Plaats de hersenmicrodialysesonde in de sondekatheter en plaats de rat in een kamer (hoogte: 360 mm; diameter: 400 mm) met vulling om ervoor te zorgen dat de ratten vrij kunnen bewegen.
  2. Sluit de pijpleiding, microspuitpomp en hersenmicrodialysesonde aan. Tuig de rat via het gat aan de bovenkant van de ratbevestiging en de roestvrijstalen zwenkwielen.
  3. Schakel de meerkanaals draairegelaar in om te voorkomen dat de microdialysepijpleidingen tijdens de vrije beweging van de rat met elkaar verweven raken. Zet de microsyringpomp aan en pomp de ACSF met een snelheid van 1 μL/min. Verzamel HECF periodiek na een evenwicht van 60 minuten van het microdialyse HECF-verzamelsysteem.
  4. Zorg ervoor dat het debiet van de HECF-monsters in de gekoelde fractiecollector consistent is met de ACSF-infusie. Verzamel 20 μL HECF en schakel automatisch over naar de volgende bemonsteringsbuis. Controleer of het tastermembraan beschadigd is bij het inbrengen van de sonde.

4. Meting van de osmotische druk voor de HECF

  1. Schakel de osmometer in en log in op het detectiesysteem. Klik op de knop Cal op het aanraakscherm en klik op de knop Res op de pagina om het vorige kalibratiegeheugen te wissen.
  2. Installeer een buis van 1,5 ml met 100 μL zuiver water zonder bellen op de meetkop. Trek de meetkop naar de bodem van de koude hydrazinecontainer.
  3. Voer het voorbeeldnummer 0 in op het aanraakscherm en bevestig om te testen. Dompel de diodenaald snel in de monsterbuis en trek deze er snel uit om kristallisatie van het monster bij een temperatuur van -6,2 °C te induceren.
  4. Wacht tot het scherm wordt weergegeven: Druk op de meting met het hoofd omhoog en klik op Cal en Cal 0 om beurten te kalibreren. Voer metingen uit met een kalibratieoplossing van 300 mOsm en meet de osmotische druk van de HECF-monsters zoals hierboven beschreven.
    OPMERKING: Veeg de meetkop na kalibratie of meting af met een zachte papieren handdoek. De HECF-monsters zonder bubbels moeten goed worden gemengd.

5. Onderhoud van het microdialysesysteem en de apparaten na bemonstering

  1. Haal de microdialysesonde van de hersenen uit de sondekatheter na beëindiging van de bemonstering. Dompel de sonde gedurende 12 uur onder in gedeïoniseerd water en spoel met gedeïoniseerd water om gestrande zoutafzettingen uit de pijpleiding en de sonde te verwijderen.
  2. Verwijder de sonde om in een 0,05% trypsine-oplossing bij 4 °C te plaatsen. Droog de pijpleidingen in een aan de lucht drogende oven op 25 °C en bewaar ze bij kamertemperatuur.
    OPMERKING: De microdialysesondes zijn duur en deze stap kan de herbruikbaarheid van de sondes vergroten. Eiwitten die zich aan het sondeoppervlak hechten, kunnen worden verteerd door trypsine-oplossing om te voorkomen dat het sondemembraan wordt geblokkeerd door eiwitten, en trypsine had geen effect op het sondemateriaal.

6. Behandeling van dieren na bemonstering

  1. Na bemonstering de ratten pijnloos euthanaseren door ze 1,5% isofluraan te laten inademen, gevolgd door een overdosis van 5% isofluraan in overeenstemming met de dierethiek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Volgens het bovenstaande experimentele protocol en de in tabel 1 vastgestelde bemonsteringsparameters werd waterachtige, kleurloze en transparante ratten-HECF verkregen met de ingestelde bemonsteringssnelheid (figuur 1K). De osmotische druk van de verkregen rat HECF was 290-310 mOsm/L, wat indirect de kwaliteit van de monsters18,19 kan garanderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De pathogenese van CZS-ziekten is nog steeds niet volledig begrepen, wat de ontwikkeling van nieuwe therapieën en geneesmiddelen belemmert. Studies hebben aangetoond dat de meeste CZS-ziekten nauw verwant zijn aan hippocampuslaesies20,21,22. De voorgestelde hersenmicrodialysetechniek kan zich richten op specifieke delen van de hersenen, met name de hippocampus, waardoor het zich onderscheidt van de traditionele benadering van he...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (82104533), de Science & Technology Department van de provincie Sichuan (2021YJ0175) en de China Postdoctoral Science Foundation (2020M683273). De auteurs willen graag de heer Yuncheng Hong bedanken, een senior equipment engineer bij Tri-Angels D&H Trading Pte. Ltd. (Singapore) voor het verlenen van technische diensten voor de microdialysetechniek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
 LuchtdroogovenSuzhou Great Electronic Equipment Co., LtdGHG-9240A
Dier anesthesie systeemRayward Life Technology Co., LtdR500IE
Dier temperatuurregelaarRayward Life Technology Co., Ltd69020
Kunstmatige hersenvochtBeijing leagene biotech. Co., LtdCZ0522
Hersen microdialyse sonde CMA Microdialysis ABT56518
Katheter CMA Microdialysis ABT56518
Covance infuusharnasInstech Laboratories, Inc.CIH95
Prosthetische basisharsenShanghai Eryi Zhang Jiang Biomaterials Co., Ltd190732
Elektrisch scheerapparaatRayward Life Technology Co., LtdCP-5200
Vrije beweging tank voor dieren CMA Microdialysis ABCMA120
Heparine natrium injectieChengdu Haitong Pharmaceutical Co., LtdH51021208
JodofoorSichuan Lekang Pharmaceutical Accessories Co., Ltd202201
IsofluraanRayward Life Technology Co., LtdR510-22
Microdialyse katheter stijl CMA Microdialysis AB8011205
Microdialyse verzamellepel CMA Microdialysis AB7431100
Microdialyse verzamelbuis CMA Microdialysis ABCMA4004
Microdialyse fep slang CMA Microdialysis AB3409501
Microdialyse in vitro standaard CMA Microdialysis ABCMA130
Microdialyse micro-injectiepomp CMA Microdialysis AB788130
Microdialyse spuit (1,0 mL) CMA Microdialysis AB8309020
Microdialyse slangadapter CMA Microdialysis AB3409500
Niet-absorbeerbare chirurgische hechtdradenShanghai Tianqing Biological Materials Co., LtdS19004
Oogheelkundige pincettenRayward Life Technology Co., LtdF12016-15
OsmometerLöserOM 807
Natrium hyaluronaat oogdruppelsURSAPHARM Arzneimittel GmbHH20150150
Stereotaxisch apparaatRayward Life Technology Co., Ltd68025
Chirurgische schaarRayward Life Technology Co., LtdS14014-15
Chirurgische schaarShanghai Bingyu Fluid technology Co., LtdBY-103
Spuitnaald CMA Microdialysis ABT56518
Trypsine oplossingBoster
Biological Technology, Ltd.		PYG0107
Ultrasoon reinigingsapparaatGuangdong Goote Ultrasonic Co., LtdKMH1-240W8101

Referenties

  1. Erkkinen, M. G., Kim, M. O., Geschwind, M. D. Clinical neurology and epidemiology of the major neurodegenerative diseases. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 033118(2018).
  2. Salehi, A., Zhang, J. H., Obenaus, A. Response of the cerebral vasculature following traumatic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (7), 2320-2339 (2017).
  3. Kurtzman, R. A. em3, Caruso, J. L. High-altitude illness death investigation. Academic Forensic Pathology. 8 (1), 83-97 (2018).
  4. Matsumoto, T., et al. Pharmacokinetic study of Ninjin'yoeito: Absorption and brain distribution of Ninjin'yoeito ingredients in mice. Journal of Ethnopharmacology. 279, 114332(2021).
  5. Mahat, M. Y., et al. An improved method of transcutaneous cisterna magna puncture for cerebrospinal fluid sampling in rats. Journal of Neuroscience Methods. 211 (2), 272-279 (2012).
  6. Ceaglio, N., et al. High performance collection of cerebrospinal fluid in rats: evaluation of erythropoietin penetration after osmotic opening of the blood-brain barrier. Journal of Neuroscience Methods. 219 (1), 70-75 (2013).
  7. Bothwell, S. W., Janigro, D., Patabendige, A. Cerebrospinal fluid dynamics and intracranial pressure elevation in neurological diseases. Fluids and Barriers of the CNS. 16 (1), 9(2019).
  8. Barthel, L., et al. A step-by-step guide for microsurgical collection of uncontaminated cerebrospinal fluid from rat cisterna magna. Journal of Neuroscience Methods. 352, 109085(2021).
  9. Zhao, Y., Yang, Y., Wang, D. X., Wang, J., Gao, W. Y. Cerebrospinal fluid amino acid metabolite signatures of diabetic cognitive dysfunction based on targeted mass spectrometry. Journal of Alzheimer's Disease. 86 (4), 1655-1665 (2022).
  10. Lim, N. K., et al. An improved method for collection of cerebrospinal fluid from anesthetized mice. Journal of Visualized Experiments. (133), e56774(2018).
  11. Hendrickx, S., et al. A sensitive capillary LC-UV method for the simultaneous analysis of olanzapine, chlorpromazine and their FMO-mediated N-oxidation products in brain microdialysates. Talanta. 162, 268-277 (2017).
  12. Chefer, V. I., Thompson, A. C., Zapata, A., Shippenberg, T. S. Overview of brain microdialysis. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 7, Unit 7.1 (2009).
  13. Hammarlund-Udenaes, M. Microdialysis as an important technique in systems pharmacology-a historical and methodological review. The AAPS Journal. 19 (5), 1294-1303 (2017).
  14. Anderzhanova, E., Wotjak, C. T. Brain microdialysis and its applications in experimental neurochemistry. Cell and Tissue Research. 354 (1), 27-39 (2013).
  15. Mohammadi, A., Rashidi, E., Amooeian, V. G. Brain, blood, cerebrospinal fluid, and serum biomarkers in schizophrenia. Psychiatry Research. 265, 25-38 (2018).
  16. Lashley, T., et al. Molecular biomarkers of Alzheimer's disease: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 11 (5), 031781(2018).
  17. Kawata, K., Tierney, R., Langford, D. Blood and cerebrospinal fluid biomarkers. Handbook of Clinical Neurology. 158, 217-233 (2018).
  18. Zhao, Q. P., et al. Protective effects of dehydrocostuslactone on rat hippocampal slice injury induced by oxygen-glucose deprivation/reoxygenation. International Journal of Molecular Medicine. 42 (2), 1190-1198 (2018).
  19. Wang, X. B. Protective effects of dehydrocostuslactone on oxygen-glucose deprivation injury in rat hippocampal slices. , Ningxia Medical University. Master's thesis (2017).
  20. Coimbra-Costa, D., Alva, N., Duran, M., Carbonell, T., Rama, R. Oxidative stress and apoptosis after acute respiratory hypoxia and reoxygenation in rat brain. Redox Biology. 12, 216-225 (2017).
  21. Liu, H. Y., Chou, K. H., Chen, W. T. Migraine and the Hippocampus. Current Pain and Headache Reports. 22 (2), 13(2018).
  22. Toda, T., Parylak, S. L., Linker, S. B., Gage, F. H. The role of adult hippocampal neurogenesis in brain health and disease. Molecular Psychiatry. 24 (1), 67-87 (2019).
  23. Wang, P., Lo Cascio, F., Gao, J., Kayed, R., Huang, X. F., F, X. Binding and neurotoxicity mitigation of toxic tau oligomers by synthetic heparin like oligosaccharides. Chemical Communications. 54 (72), 10120-10123 (2018).
  24. Han, J. Y., Li, Q., Ma, Z. Z., Fan, J. Y. Effects and mechanisms of compound Chinese medicine and major ingredients on microcirculatory dysfunction and organ injury induced by ischemia/reperfusion. Pharmacology & Therapeutics. 177, 146-173 (2017).
  25. Peng, T. M., et al. Anti-inflammatory effects of traditional Chinese medicines on preclinical in vivo models of brain ischemia-reperfusion-injury: Prospects for neuroprotective drug discovery and therapy. Frontiers in Pharmacology. 10, 204(2019).
  26. König, M., Thinnes, A., Klein, J. Microdialysis and its use in behavioural studies: Focus on acetylcholine. Journal of Neuroscience Methods. 300, 206-215 (2018).
  27. Liu, M. Z., Wang, P., Yu, X. M., Dong, G. C., Yue, J. Intracerebral microdialysis coupled to LC-MS/MS for the determination tramadol and its major pharmacologically active metabolite O-desmethyltramadol in rat brain microdialysates. Drug Testing and Analysis. 9 (8), 1243-1250 (2017).
  28. de Lima Oliveira, M., et al. Cerebral microdialysis in traumatic brain injury and subarachnoid hemorrhage: state of the art. Neurocritical Care. 21 (1), 152-162 (2014).
  29. Amiridze, N., Dang, Y., Brown, O. R. Hydroxyl radicals detected via brain microdialysis in rats breathing air and during hyperbaric oxygen convulsions. Redox Report. 4 (4), 165-170 (1999).
  30. Chang, H. Y., Morrow, K., Bonacquisti, E., Zhang, W., Shah, D. K. Antibody pharmacokinetics in rat brain determined using microdialysis. MABS. 10 (6), 843-853 (2018).
  31. Wan, H. Y., et al. Pharmacokinetics of seven major active components of Mahuang decoction in rat blood and brain by LC-MS/MS coupled to microdialysis sampling. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 393 (8), 1559-1571 (2020).
  32. Zheng, H. Z., et al. Pharmacokinetic analysis of Huangqi Guizhi Wuwu decoction on blood and brain tissue in rats with normal and cerebral ischemia-reperfusion Injury by microdialysis with HPLC-MS/MS. Drug Design Development and Therapy. 14, 2877-2888 (2020).
  33. Bongaerts, J., et al. Sensitive targeted methods for brain metabolomic studies in microdialysis samples. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 161, 192-205 (2018).
  34. Zhang, Y. Q., Jiang, N., Yetisen, A. K. Brain neurochemical monitoring. Biosensors and Bioelectronics. 189, 113351(2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Hersenmicrodialysemicrodialyseprobestereotaxisch apparaatCA1 regiobemonsteringssnelheidcentraal zenuwstelseldrugseffectiviteitdynamische bemonstering

Gerelateerde artikelen