Methodenartikel

Teken kunstmatige membraanvoeding voor Ixodes scapularis

DOI:

10.3791/64553

⸱

30 november 2022

 ,  , 
1Division of Environmental Health Sciences, School of Public Health, University of Minnesota, 2Department of Entomology, College of Food, Agricultural and Natural Resources, University of Minnesota

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier wordt een methode gepresenteerd om teken in vitro te voeden via een kunstmatig membraansysteem om gedeeltelijke of volledige stuwing van een verscheidenheid aan tekenlevensfasen mogelijk te maken.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Teken en de bijbehorende ziekten zijn een belangrijk onderwerp van studie vanwege hun volksgezondheid en veterinaire last. De voedingsbehoeften van teken tijdens zowel studie als opfok kunnen echter experimentele vragen of het vermogen van laboratoria om teken en hun bijbehorende pathogenen te onderzoeken, beperken. Een kunstmatig membraanvoedingssysteem kan deze problemen verminderen en nieuwe onderzoeksmogelijkheden openen die misschien niet mogelijk waren met traditionele diervoedersystemen. Deze studie beschrijft een kunstmatig membraanvoedingssysteem dat is verfijnd voor voedings- en stuwingssucces voor alle ixodes scapularis-levensfasen . Bovendien kan het kunstmatige membraanvoedingssysteem dat in deze studie wordt beschreven, worden aangepast voor gebruik met andere tekensoorten door eenvoudige verfijning van de gewenste membraandikte. De voordelen van een kunstmatig membraanvoedingssysteem worden gecompenseerd door de arbeidsintensiviteit van het systeem, de extra omgevingsfactoren die van invloed kunnen zijn op het voedingssucces en de noodzaak om de techniek voor elke nieuwe soort en levensfase van teken te verfijnen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Door teken overgedragen ziekten hebben een sterke invloed op de gezondheid van mens en dier over de hele wereld en zijn verantwoordelijk voor meer dan tweederde van alle vectorgerelateerde ziekten in de VS van 2004 tot 20161. Bovendien is het aantal gevallen de afgelopen jaren toegenomen, waarbij meer mensen en vee worden getroffen door teken en de bijbehorende ziekten 2,3. Hoewel er waarschijnlijk tal van oorzaken zijn voor de stijgende trend in het aantal gevallen, is het veranderende klimaat een belangrijke factor 3,4. De voorspelde voortdurende toename van het aantal door teken overgedragen ziektegevallen onderstreept de noodzaak om nieuwe hulpmiddelen te ontwikkelen om de relaties tussen teken en de ziekteverwekkers die ze overbrengen te onderzoeken.

Het is bekend dat teken tijdens het voeden veranderingen in fysiologie en genexpressie ondergaan en dat deze veranderingen een rol spelen bij de overdracht van ziekteverwekkers 5,6. Het kan moeilijk zijn om studies uit te voeren die de effecten van volledige en gedeeltelijke voeding op de overdracht en verwerving van pathogenen onderzoeken met behulp van diermodellen, met name in situaties waarin knaagdiermodellen niet vatbaar zijn voor infectie door een bepaald pathogeen. Anaplasma phagocytophilum Variant-1 stam wordt bijvoorbeeld van nature overgedragen tussen Ixodes scapularis en herten, maar is niet in staat om muizen te infecteren, wat de tekeninfectie in het laboratorium bemoeilijkt7. Kunstmatige voedingssystemen kunnen ook worden toegepast om pathogenen zoals Borrelia burgdorferi te helpen bestuderen via het gebruik van transgene mutanten met gendeleties die transmissie of infectie remmen8. Het gebruik van een kunstmatig voedingssysteem helpt onderzoekers de rol van de genen te isoleren door infectie of overdracht alleen aan de kant van de teek toe te staan, waardoor elke gastheerrespons wordt geïsoleerd die dergelijke studies kan verstoren.

Evenzo kunnen sommige levensfasen van teken die betrokken zijn bij ziekte en overdracht van dieren mogelijk niet worden geïnduceerd om zich te voeden met gemeenschappelijke laboratoriummodelsoorten. Ixodes scapularis-vrouwtjes moeten bijvoorbeeld worden gevoed met grotere dieren, meestal konijnen9. Hoewel vaak toegankelijk voor laboratoriumexperimenten, overtreffen de administratieve en houderijvereisten voor het gebruik van konijnen die van kleine knaagdieren en kunnen ze voor sommige laboratoria onbetaalbaar zijn. Andere tekensoorten, met name die welke van veterinair belang zijn, moeten worden gevoederd met runderen of andere grote dieren die in de meeste laboratoria niet praktisch te gebruiken zijn. In vitro voeding en infectiemethoden, zoals kunstmatige membraanvoeding, bieden alternatieven voor het gebruik van grote of exotische gastheerdieren.

Bovendien maakt het gebruik van een kunstmatig voersysteem bepaalde analyses mogelijk die mogelijk niet mogelijk zijn met traditionele diervoedingsmethoden. Een voorbeeld hiervan is dat, door de bloedbron van het voedingsmechanisme te scheiden, onderzoek van de rol die het bloed van verschillende gastheren kan hebben in B. burgdorferi-transmissie mogelijk wordt10. Dit onderzoek van gastheerbloed en de rol die bloed zelf speelt in afwezigheid van de immuunrespons van de gastheer is een belangrijke factor bij het kunnen begrijpen van pathogeentransmissiecycli en een die kunstmatige voedingssystemen kunnen helpen beantwoorden11. Het wordt ook mogelijk om de exacte transmissieaantallen van een pathogeen tijdens een feed te kwantificeren in plaats van alleen het overdrachtssucces en de vestiging in een gastheer 8,12 te onderzoeken.

Sommige van de eerste kunstmatige voedingsmembranen gemaakt voor harde teken werden gemaakt van dierenhuiden of van dieren afgeleide membranen in de jaren 1950 en 196013,14. Vanwege de biologische aard van deze membranen waren er problemen met zowel de productie van nieuwe membranen als de houdbaarheid. In de jaren 1990 werden volledig kunstmatige membranen ontwikkeld die gebruik maakten van een backing van gaas, papier of stof met siliconenimpregnatie15,16. Siliconen waren ideaal omdat de fysieke eigenschappen de rekbaarheid en lichte kleverigheid van de huid nabootsen, samen met de bio-inherente aard. Voortbouwend hierop beschreven Krober en Guerin, op wiens werk deze techniek was gebaseerd, een met siliconen geïmpregneerde rayonmembraanvoedingstechniek voor de kunstmatige voeding van I. ricinus17.

Verfijning van de methoden voor I. scapularis, een nauw verwante soort, heeft geleid tot opmerkelijke verschillen in de hardheid van siliconen die worden gebruikt bij membraanimpregnatie, het recept voor membraanproductie, afmetingen van de kamer en het aanhechtingsstimulerend middel. Hoewel de verfijningen die in deze studie zijn gerapporteerd, hebben geresulteerd in vergelijkbare membraankenmerken als die gerapporteerd door Andrade et al., die ook een op siliconen gebaseerd membraan op basis van Krober en Guerin ontwikkelden voor gebruik in I. scapularis, is er een verschil in de siliconenimpregnatiestappen, wat de flexibiliteit biedt om dit protocol te gebruiken voor onrijpe levensfasen van I. scapulularis15, 18. Deze studie beschrijft ook toevoegingen en technische wijzigingen op basis van herhaald gebruik van deze methode, best practices die resulteren in een succesvolle feed en het oplossen van problemen die zich kunnen voordoen. Deze methode is gebruikt om alle actieve levensfasen te voeden, teken te infecteren met pathogene bacteriën en teken bloot te stellen aan meerdere doseringen antibiotica 19,20. Hoewel de getoonde kunstmatige membraanvoedingsmethode voor I. scapularis is, is deze methode gemakkelijk aan te passen aan andere soorten teken met kleine wijzigingen in de membraandikte.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Het voorbereiden van de tekenmembraankamer

  1. Bereid een plat, niet-poreus oppervlak voor, zoals een glasvlak of een keramisch gecoate metalen basis van een armstandaard door het af te vegen met 70% ethanol en bedek het vervolgens met een enkele laag plasticfolie, waarbij u ervoor zorgt dat de plasticfolie vlak is en zonder bubbels of rimpels (zie figuur 1A).
  2. Plak 100% rayon lens reinigingspapier vast op het voorbereide oppervlak. Zorg ervoor dat het plat en enigszins strak is met tape over alle vier de zijden van het papier. Van twee stukken van 4 in x 6 in lenspapier kunnen membranen worden gemaakt met behulp van de volumes die in stap 1.3 worden beschreven.
    OPMERKING: Dit is voldoende om tot 12 voerkamers te maken (zie figuur 1B). Als het membraan voor larvale teken is, gebruik dan unryu-papier in plaats van lensreinigingspapier.
  3. Bereid het 00-10 hardheid siliconenmengsel door 5 ml van elk deel van de siliconenkit in een wegwerpcontainer te meten, de twee vloeistoffen licht te mengen voordat u 1,5 ml hexaan toevoegt. Blijf mengen totdat het mengsel homogeen en grondig gemengd is.
    OPMERKING: Als u membranen maakt voor volwassen teken, gebruik dan siliconen met een hardheid van 00-50.
  4. Gebruik een kleine wisser om het siliconenmengsel over het lenspapier te verdelen. Laat 1 minuut staan om er zeker van te zijn dat de siliconen in het lenspapier zijn gedrenkt. Schraap gestaag overtollige siliconen naar de zijkant met de wisser met behulp van een kleine hoeveelheid neerwaartse druk. Voer een tweede pass uit met de wisser, oefen geen neerwaartse druk uit, om eventuele lijnen van siliconen te verwijderen en een gladde laag te produceren.
    OPMERKING: Deze stap van de procedure kan enige oefening vereisen om membranen van optimale dikte te produceren voor elke levensfase (volwassenen: 150-200 μm; nimfen: 90-120 μm; larven: 80-100 μm). Een dikker membraan (binnen de voedingstoleranties van de levensfase) zal meestal betere resultaten opleveren door condensatie in de kamer te verminderen en de zelfherstellende eigenschap van het membraan te verbeteren.
  5. Alleen voor larven, dompel de bovenkant van de voedingskamer meerdere keren in Fluon fluorpolymeerhars (PTFE-30), zodat deze tussen de toepassingen kan drogen om een consistente laag te produceren.
    OPMERKING: De toepassing van Fluon vormt een antiaanbaklaag van fluorpolymeerhars vergelijkbaar met een antiaanbakpan. Dit vermindert het aantal larven dat naar de top van de kamer21 klimt.
  6. Laat het membraan minstens 24 uur uitharden in een stofvrije omgeving, zoals een gesloten chemische of bioveiligheidskast, voordat u doorgaat naar de volgende stap. Zie figuur 1C voor hoe het rayonlenspapier eruitziet nadat de siliconen zijn opgedroogd.
  7. Bereid het 30-hardheid siliconenmengsel om de kamers aan het membraan te bevestigen door gelijke delen siliconenmengsel A en B te mengen.
  8. Dompel de polycarbonaatkamers ongeveer een kwart inch (6 mm) in het siliconenmengsel en plaats ze vervolgens op het membraanvel, waarbij u ervoor zorgt dat u geen van de tape overlapt (figuur 1D).
  9. Laat de bevestigende siliconen minstens 24 uur uitharden voordat u naar de volgende stappen gaat.
  10. Snijd met behulp van een scalpel voorzichtig het membraan rond elk van de aangesloten kamers en snijd de randen af zodat het soepel in een put van de 6-wellplaat past zonder veel schrapen aan de zijkanten (figuur 1E). Laat voldoende materiaal buiten de kamer om de hechting van het membraan te maximaliseren.
    OPMERKING: Als er te veel buitenmateriaal overblijft, kan herhaalde verwijdering van de kamer uit de 6-wellsplaat ervoor zorgen dat het membraan gedeeltelijk loskomt van de kamer. Het repareren van losse membranen wordt beschreven in rubriek 5.
  11. Snijd een klein stukje van het overgebleven membraan uit elk van de hoeken en het midden van het membraanvel. Verwijder de plasticfolie van elk stuk. Meet de stukken met een micrometer om de gemiddelde membraandikte te bepalen.
    OPMERKING: Als de membraandikte niet binnen het tolerantiebereik voor de levensfase valt (zie stap 1.4), moeten de membranen worden weggegooid en opnieuw worden gemaakt. De papierdikte van Unryu is zeer variabel vanwege de dikke strengen vezels en dunne gebieden. Hoewel deze eigenschap larven in staat stelt om gebieden van optimale dikte te vinden, maakt het het moeilijk om de werkelijke membraandikte te bepalen.
  12. Plaats de voedingskamers samen met één O-ring per kamer in een glazen bekerglas dat gedurende ten minste 20 minuten bij 121 °C moet worden geautoclaveerd om te steriliseren. Laat de kamers afkoelen voordat u ze gebruikt.

2. De tekenfeed instellen

  1. Bereid een lamp of kamer zo voor dat de lichten 16 uur branden en vervolgens 8 uur uit zijn. Als u een lamp gebruikt, zorg er dan voor dat het waterbad in de volgende stap in het donker is voor die 8 uur.
  2. Zet een waterbad op 34 °C en met steunen zodat een 6-well plaat er lichtjes in kan zitten en drijven. Gebruik kleine glazen bekers verzonken in het waterbad als ondersteuning. Gebruik een transparante hoes voor het waterbad om een licht-donkercyclus voor de teken te behouden; gebruik indien nodig een T-standaard en plasticfolie om een hoes te maken. Om het risico op besmetting te verminderen, voegt u 0,02% benzalkoniumchloride toe aan het waterbad en stelt u een ander waterbad in op 36 °C voor het verwarmen van gekoeld bloed.
  3. Verwijder de voorbereide, geautoclaveerde membraankamers, plaats de O-ring rond de kamer (figuur 1F) en vul vervolgens elke kamer met voldoende 70% ethanol om het membraan te bedekken. Laat 5 minuten in een 6-wells plaat zitten en zoek dan naar eventuele lekken tussen de kamer en het membraan en in het membraan zelf.
    OPMERKING: Als het membraan lekt, zal ethanol zich ophopen in de basis van de put. Lekkende membranen moeten worden weggegooid.
  4. Leeg de ethanol uit de kamers en laat het vervolgens aan de lucht drogen in een bioveiligheidskast of laminaire stromingskap.
    OPMERKING: Dit kan enkele minuten duren, afhankelijk van de luchtvochtigheid.
  5. Tijdens het wachten, warmte-inactiveer het complement in het bloed door gedurende 40 minuten te verwarmen op 56 °C. Vul mechanisch gedefibrineerd runderbloed aan met 2 g/L glucose.
  6. Nadat het membraan droog is, brengt u ~ 20 μL phagostimulant aan op de binnenkant van de kamer en verspreidt u het vervolgens over het oppervlak door de kamer te kantelen. Zie rubriek 6 voor instructies met betrekking tot het bereiden van een phagostimulant uit tekenfrass.
  7. Wacht tot de phagostimulant droog is voordat u de teken met een borstel of tang aan de kamer toevoegt. Werk zo snel mogelijk bij het overbrengen van de teken naar de kamer om ontsnapping te voorkomen. Zet de teken in een buis op ijs gedurende 1-2 minuten voordat je ze overbrengt om hun vermogen om te ontsnappen te vertragen. Nadat de teken zijn overgebracht, verzegelt u de bovenkant met parafilm; span de parafilm niet te veel uit, omdat de warmte van het waterbad ervoor kan zorgen dat deze scheurt.
    OPMERKING: Tangen werken het beste met nimf- en volwassen levensfasen en borstels werken het beste met larvale levensfasen.
  8. Voeg 5 ml van het warmte-geïnactiveerde bloed per put/kamer toe aan een conische buis en plaats in het waterbad ingesteld op 36 °C. Breng gekoeld bloed op zijn minst op kamertemperatuur voordat je de teken eraan blootstelt. Zet vier kamers per 6-well plaat opzij voor eenvoudige bediening van kamers. Meer kamers per plaat moeten worden vermeden, maar afhankelijk van de grootte van het waterbad kunnen meer platen worden gebruikt.
  9. Voeg 5 μL 3 mM ATP en 50 μL 100x voorraad penicilline/streptomycine/fungizone per 5 ml bloed toe aan de buis.
  10. Breng 4,5 ml van het bloed over in een putje van een 6-wellsplaat en plaats de kamer vervolgens voorzichtig in de put, waarbij de O-ringhoogte op de kamer wordt aangepast, zodat het membraan in het bloed zit, maar de bloedspiegel rond de zijkant niet over de put heen komt. Plaats de put in het bloed onder een hoek om luchtbelvorming tussen het bloed en het membraan te voorkomen.
    OPMERKING: Een voltooide plaat is weergegeven in figuur 2.
  11. Plaats het deksel van de 6-wells plaat bovenop de voedingskamers; plaats vervolgens de 6-wellsplaat met kamers in het voorbereide waterbad van 34 °C en sluit het deksel.
    OPMERKING: Het deksel aan de bovenkant helpt voorkomen dat gecondenseerd water in contact komt met de parafilm en het bloed in de putten verdunt.

3. Het onderhouden van de voedende teken door het bloed elke 12 uur te vervangen

  1. Aliquot 5 ml van het warmte-geïnactiveerde bloed per put in een buis en warm het op in een waterbad van 36 °C. Ontdooi de ATP en penicilline/streptomycine/fungizone tegelijkertijd in het waterbad.
  2. Voeg 5 μL 3 mM ATP en 50 μL 100x voorraad penicilline/streptomycine/fungizone per put toe aan de bloedbuis. Breng 4,5 ml bloed over in een putje van een verse 6-wells plaat.
  3. Haal de 6-wells plaat met de tekenkamer uit het waterbad. Verwijder de kamer uit de put en spoel de buitenkant van de kamer en het membraan af met 10 ml steriele 1x PBS om het bloed te verwijderen.
  4. Gebruik geautoclaveerd filterpapier en dep het membraan en de kamer voorzichtig om het overtollige PBS te verwijderen. Vervang de parafilm aan de bovenkant van de kamer. Als er veel condensatie in de kamer is, dep dan de natte plekken af met geautoclaveerd filterpapier voordat u ze afsluit met verse parafilm.
  5. Plaats de tekenkamer in de nieuwe 6-wells plaat met vers bloed en pas indien nodig de O-ringhoogte aan. Herhaal stap 3.3-3.5 voor elke kamer op de plaat. Plaats het deksel van de 6-wells plaat over de bovenkanten van de kamers. Verplaats de nieuwe 6-wells plaat terug naar het waterbad van 34 °C.
  6. Herhaal stap 3.1-3.5 elke 12 uur tot het einde van de tekenvoeding. Wacht tot de teken zelf loskomen van het membraan wanneer ze worden opgezwollen of verwijder ze voorzichtig van het membraan met een zacht aanvoelend pincet terwijl ze nog steeds zijn bevestigd om gedeeltelijk opgezwollen teken te verkrijgen.

4. Antischimmelbehandeling

OPMERKING: Voer alleen uit wanneer schimmelgroei op het membraan wordt gezien. Schimmel zal zich waarschijnlijk vormen aan de bloedkant van het membraan als de voeding van voldoende duur is. De eerste indicatie van schimmelbesmetting is kleine (1-3 mm) vlokken van gecoaguleerd bloed zichtbaar op het membraan. Wanneer schimmelbesmetting wordt opgemerkt, kunnen antischimmelbehandelingen de duur van het experiment verlengen en het stuwingssucces verbeteren.

  1. Los 10.000 U nystatine per ml op in gedestilleerd water, 5 ml per voedingskamer. Filter-steriliseer met een spuitfilter van 0,1 μm.
  2. Voeg 5 ml nystatine-oplossing toe per put van een nieuwe 6-wellsplaat, één put voor elke voedingskamer.
  3. Plaats PBS-gespoelde kamers in de oplossing. Laat 10 min zitten.
  4. Spoel de behandelde membranen met PBS voordat u ze terugbrengt in vers bloed.
  5. Herhaal de antischimmelbehandeling om de 2-3 dagen (afhankelijk van de mate van schimmelbesmetting) tot de voltooiing van het experiment.

5. Losgemaakte membranen opnieuw hechten met cyanoacrylaatlijm

OPMERKING: Voer alleen uit wanneer membraanloslating wordt opgemerkt.

  1. Membranen kunnen gedeeltelijk loskomen van de voedingskamers, vooral tijdens het verwijderen van de 6-wellsplaat. Als dit gebeurt, spoel dan het bloedmembraan met PBS.
  2. Droog het getroffen gebied voorzichtig af. Het hoeft niet perfect droog te zijn, maar de aanwezigheid van vocht zorgt ervoor dat de lijm sneller uitzet.
    OPMERKING: Het opnieuw hechten van het membraan beperkt de werktijd, maar afhankelijk van de loslatingsgrootte kan een snellere insteltijd wenselijk zijn.
  3. Knijp een kleine hoeveelheid cyanoacrylaatlijm in de opening waar het membraan uit de kamer is getrokken. Houd ~2 min op zijn plaats om de lijm te laten uitharden.
  4. Plaats de kamer terug in het bloed in de 6-well plaat.

6. Phagostimulant maken

OPMERKING: Voer uit aan het einde van een feed of voordat een membraanfeed is gestart.

  1. Verzamel tekenuitwerpselen van een eerder membraanvoer of een andere bron van het voeren van teken. Bewaar de ontlasting bij -20 °C voordat u de fagostimulant maakt. Plet de pellets van tekenuitwerpselen en meng 0,1 g per 1 ml water. Voeg 1 mM tripeptide gereduceerd glutathion toe, los op en meng grondig door vortexing.
  2. Filter-steriliseer met een spuitfilter van 0,1 μm.
  3. Vries in bij -20 °C totdat het nodig is.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een succesvolle voeding hangt af van het feit of een gedeeltelijke of volledige stuwing gewenst is. Succesvol gevoede I. scapularis worden een tint gunmetal grijs voor volwassenen en maken zich zelfstandig los van het membraan. Als ze echter ten minste erwtengroot zijn, kunnen ze bij het afronden van de voeding van het membraan worden losgemaakt. Voor onvolwassen stadia van I. scapularis varieert de grootte voor volledig gezwollen teken, en omdat ze, in tegenstelling tot volwassenen, geen kleurveranderi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kunstmatige membraanvoeding van teken biedt een nuttig hulpmiddel voor een verscheidenheid aan experimentele procedures, maar zal waarschijnlijk niet voor alle toepassingen het voeren van dieren vervangen. Het onderhouden van grote kolonies teken in alle levensfasen zonder diervoeding is over het algemeen onhoudbaar. In plaats daarvan is het kunstmatige voedingssysteem waardevol voor andere doeleinden, zoals het infecteren van teken met pathogenen die niet worden ondersteund door modelgastheersers, het evalueren van de e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
00-10 Hardness SiliconeSmooth-OnEcoflex 00-10Trial size van Smooth-On Store
00-50 Hardness SiliconeSmooth-OnEcoflex 00-50Trial size van Smooth-On Store
30 Hardness SiliconeSmooth-OnMold Star 30Trial size van Smooth-On Store
6-well cell culture platesCorning Incorporated3516
Adenosine triphosphate (ATP)Millipore SigmaA1852-1VLGebazigd om een waterige oplossing van 3 mM ATP te maken die is gefilterd gesteriliseerd via 0,2 micrometer filter
Bovine bloodHemoStatDBB500Mechaans gedefibrinerend; 500 mL is meestal voldoende voor één experiment
ClingwrapFisherbrand22-305654 
Filter PaperFisherbrand09-790-2CAutoclave en laat afkoelen voor gebruik. Kan ook fijne kwaliteit gebruiken in plaats van medium
Fluon (aqueous polytetrafluoroethylene)Bioquip2871Beschikbaar bij andere bronnen zoals https://canada-ant-colony.com/products/fluon-ptfe-10ml
GlucoseMillipore SigmaG8270-100G
HexaneMillipore Sigma139386-100ML
Lens paperFisherbrand11-995100% rayon
Nystatin  Gold BiotechnologyN-750-10
ParafilmFisherbrandS37440 
Penicillin/streptomycin/fungizoneGibco15240-096Of equivalent generiek met concentratie als volgt (10.000 eenheden/mL van penicilline, 10.000 µg/mL van streptomycine en 25 µg/mL van Amfotericine B)
PhagostimulantMade in HouseVerzameld uit eerdere tekenvoedingen
Polycarbonate PipeMcMaster-Carr8585K204 Snijden tot 45 mm lengte, 1,25 inch buitendiameter, 1 inch binnendiameter. Snijden vereist een verslijtage slijpschijf.
Rubber O-ringsMcMaster-Carr9452K38 5 mm dik, 1,25 inch binnendiameter
Soft touch forcepsVWR470315-238 
Super gluecyanoacrylaatlijm
Unryu paper Art supply storesmulberry fiber 10 g/m2. Gekocht bij Wet Paint art supply store, St. Paul, MN, USA

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rosenberg, R., et al. Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and territories, 2004-2016. Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (17), 496-501 (2018).
  2. Busch, J. D., et al. Widespread movement of invasive cattle fever ticks (Rhipicephalus microplus) in southern Texas leads to shared local infestations on cattle and deer. Parasites & Vectors. 7, 188(2014).
  3. Süss, J., Klaus, C., Gerstengarbe, F. W., Werner, P. C. What makes ticks tick? Climate change, ticks, and tick-borne diseases. Journal of Travel Medicine. 15 (1), 39-45 (2008).
  4. Gray, J. S., Dautel, H., Estrada-Peña, A., Kahl, O., Lindgren, E. Effects of climate change on ticks and tick-borne diseases in Europe. Interdisciplinary Perspectives on Infectious Diseases. 2009, 593232(2009).
  5. Sonenshine, D. E. Biology of Ticks. , Oxford University Press. New York. (1991).
  6. Schwan, T. G., Piesman, J., Golde, W. T., Dolan, M. C., Rosa, P. A. Induction of an outer surface protein on Borrelia burgdorferi during tick feeding. Proceedings of the National Academy of Sciences. 92 (7), 2909-2913 (1995).
  7. Massung, R. F., Priestley, R. A., Miller, N. J., Mather, T. N., Levin, M. L. Inability of a variant strain of Anaplasma phagocytophilum to infect mice. The Journal of Infectious Diseases. 188 (11), 1757-1763 (2003).
  8. Koci, J., Bernard, Q., Yang, X., Pal, U. Borrelia burgdorferi surface protein Lmp1 facilitates pathogen dissemination through ticks as studied by an artificial membrane feeding system. Scientific Reports. 8 (1), 1910(2018).
  9. Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory. Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).
  10. Hart, T., Yang, X., Pal, U., Lin, Y. P. Identification of Lyme borreliae proteins promoting vertebrate host blood-specific spirochete survival in Ixodes scapularis nymphs using artificial feeding chambers. Ticks and Tick-Borne Diseases. 9 (5), 1057-1063 (2018).
  11. Hart, T. M., et al. Host tropism determination by convergent evolution of immunological evasion in the Lyme disease system. PLoS Pathogens. 17 (7), (2021).
  12. Bernard, Q., et al. Plasticity in early immune evasion strategies of a bacterial pathogen. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (16), 3788-3797 (2018).
  13. Pierce, A. E., Pierce, M. H. A note on the cultivation of Boophilus microplus (Canestrini, 1887) (Ixodidae: Acarina) on the embyonated hen egg. Australian Veterinary Journal. 32 (6), 144-146 (1956).
  14. Doube, B. M., Kemp, D. H. The influence of temperature, relative humidity and host factors on the attachment and survival of Boophilus microplus (Canestrini) larvae to skin slices. International Journal for Parasitology. 9 (5), 449-454 (1979).
  15. Kröber, T., Guerin, P. M. An in vitro feeding assay to test acaricides for control of hard ticks. Pest Management Science. 63 (1), 17-22 (2007).
  16. Kuhnert, F., Diehl, P. A., Guerin, P. M. The life-cycle of the bont tick Amblyomma hebraeum in vitro. International Journal for Parasitology. 25 (8), 887-896 (1995).
  17. Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).
  18. Andrade, J. J., Xu, G., Rich, S. M. A silicone membrane for in vitro feeding of Ixodes scapularis (Ixodida: Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 51 (4), 878-879 (2014).
  19. Oliver, J. D., et al. Infection of immature Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) by membrane feeding. Journal of Medical Entomology. 53 (2), 409-415 (2016).
  20. Oliver, J. D., et al. Growth dynamics and antibiotic elimination of symbiotic Rickettsia buchneri in the tick Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae). Applied and Environmental Microbiology. 87 (3), (2021).
  21. Graham, E. E., Poland, T. M. Efficacy of Fluon conditioning for capturing cerambycid beetles in different trap designs and persistence on panel traps over time. Journal of Economic Entomology. 105 (2), 395-401 (2012).
  22. Munderloh, U. G., Liu, Y., Wang, M., Chen, C., Kurtti, T. J. Establishment, maintenance and description of cell lines from the tick Ixodes scapularis. Journal of Parasitology. 80 (4), 533-543 (1994).
  23. Lehane, A., et al. Prevalence of single and coinfections of human pathogens in Ixodes ticks from five geographical regions in the United States, 2013-2019. Ticks and Tick-Borne Diseases. 12 (2), (2021).
  24. González, J., Bickerton, M., Toledo, A. Applications of artificial membrane feeding for ixodid ticks. Acta Tropica. 215, (2021).
  25. Król, N., et al. Evaluating transmission paths for three different Bartonella spp. in Ixodes ricinus ticks using artificial feeding. Microorganisms. 9 (5), 901(2021).
  26. Anderson, J. F., Magnarelli, L. A. Biology of ticks. Infectious Disease Clinics of North America. 22 (2), 195-215 (2008).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Tekenverzadigingblootstelling van teken aan pathogenenmembraandiktetekenlevensstadiabereiding van siliconemembraantekenvoedingssysteemtekenkweekexperimentele methoden voor teken

Gerelateerde artikelen