Methodenartikel

Partiële heupzenuwligatie: een muismodel van chronische neuropathische pijn om het antinociceptieve effect van nieuwe therapieën te bestuderen

DOI:

10.3791/64555

⸱

6 oktober 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 2Department of Anesthesiology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 3Neuroscience Graduate Interdisciplinary Program, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 4Comprehensive Pain and Addiction Center, The University of Arizona, Tucson, 5Department of Anesthesiology and Pain Management, University of Texas Southwestern Medical Center

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Partiële heupzenuwligatie induceert langdurige chronische neuropathische pijn, gekenmerkt door overdreven reacties op thermische en mechanische stimuli. Dit muismodel van neuropathische pijn wordt vaak gebruikt om innovatieve therapieën voor pijnbestrijding te bestuderen. Dit artikel beschrijft in detail de chirurgische procedure om de standaardisatie en reproduceerbaarheid te verbeteren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het beheer van chronische pijn blijft tot op de dag van vandaag een uitdaging en de huidige behandelingen worden geassocieerd met nadelige effecten, waaronder tolerantie en verslaving. Chronische neuropathische pijn is het gevolg van laesies of ziekten in het somatosensorische systeem. Om mogelijke therapieën met verminderde bijwerkingen te onderzoeken, zijn dierpijnmodellen de gouden standaard in preklinische studies. Daarom zijn goed gekarakteriseerde en goed beschreven modellen cruciaal voor de ontwikkeling en validatie van innovatieve therapieën.

Partiële ligatie van de heupzenuw (pSNL) is een procedure die chronische neuropathische pijn bij muizen induceert, gekenmerkt door mechanische en thermische overgevoeligheid, aanhoudende pijn en veranderingen in de temperatuur van de ledematen, waardoor dit model uitstekend geschikt is om neuropathische pijn preklinisch te bestuderen. pSNL is een voordelig model om neuropathische pijn te bestuderen, omdat het veel symptomen reproduceert die worden waargenomen bij mensen met neuropathische pijn. Bovendien is de chirurgische ingreep relatief snel en eenvoudig uit te voeren. Unilaterale pSNL van één ledemaat maakt vergelijking tussen de ipsilaterale en contralaterale poten mogelijk, evenals evaluatie van centrale sensibilisatie.

Om chronische neuropathische overgevoeligheid te induceren, wordt een 9-0 niet-absorbeerbare nylondraad gebruikt om het dorsale derde deel van de heupzenuw te ligaateren. Dit artikel beschrijft de chirurgische procedure en karakteriseert de ontwikkeling van chronische neuropathische pijn door middel van meerdere veelgebruikte gedragstests. Omdat een overvloed aan innovatieve therapieën nu wordt onderzocht om chronische pijn te behandelen, biedt dit artikel cruciale concepten voor standaardisatie en een nauwkeurige beschrijving van operaties die nodig zijn om neuropathische pijn te induceren.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chronische pijn is een belangrijk probleem in de gezondheidszorg over de hele wereld en is een van de duurste gezondheidsproblemen in de Verenigde Staten. Chronische pijn wordt beter beheerd wanneer zowel farmacologische als niet-farmacologische modaliteiten op een multidisciplinaire manier worden gebruikt1. Het beheer van chronische pijn is een uitdaging en behandelt in sommige gevallen de pijn niet adequaat2. Daarom zijn nieuwe en complementaire methoden nodig om chronische pijnbestrijding te verbeteren, en diermodellen zijn cruciaal om innovatieve therapieën te onderzoeken.

Chronische neuropathische pijn is het gevolg van laesies of ziekten in het somatosensorische systeem, waaronder diabetes, infecties, zenuwcompressies of auto-immuunziekten3. Neuropathische pijn is afhankelijk van zowel perifere als centrale sensibilisatiemechanismen en is afkomstig van een laesie van de zenuwen. Deze pijn kan worden gekenmerkt door zowel aanraking als thermisch opgeroepen hyperalgesie en allodynie, aanhoudende pijn en veranderingen in de temperatuur van de aangedane ledemaat4. Om de mechanismen beter te begrijpen en nieuwe behandelingen te bevorderen, zijn er verschillende modellen ontwikkeld bij knaagdieren om de symptomen en oorzaken van neuropathische pijn na te bootsen5. Neuropathische pijn kan bijvoorbeeld worden geïnduceerd met chemotherapeutische middelinjecties, spinale zenuwligatie (SNL), chronisch vernauwingsletsel (CCI) van de heupzenuw, pSNL, gespaard zenuwletsel, heupzenuwtranssectie en heupzenuwtrisectie6. Met name ligatie van de heupzenuw reproduceert meerdere kenmerken van neuropathische pijn waargenomen bij mensen, zoals mechanische en thermische overgevoeligheid, of veranderingen in temperatuur van de aangedane ledemaat, kenmerkend voor complex regionaal pijnsyndroom (CRPS)7. Dit model is dus zeer geschikt voor de studie van CRPS of andere aandoeningen van zenuwletsel die chronische neuropathische pijn veroorzaken. Het model werd voor het eerst ontwikkeld door Seltzer in 19908, en wordt veel gebruikt in pijnstudies om nieuwe pijnstillende verbindingen te onderzoeken of de cognitieve effecten van chronische pijn te evalueren 9,10,11,12,13. Het model vertoont een hoge reproduceerbaarheid en de partiële ligatie behoudt gedragsreacties op perifere stimuli6.

Veel van de momenteel gebruikte modellen hebben tekortkomingen die niet zijn waargenomen in pSNL. Het CCI-model heeft een veel hogere variabiliteit van letsel tussen elk dier, afhankelijk van de knusheid van de constrictor, en autotomie verandert de achterpootcijfers waardoor het model ongeschikt wordt voor gedragsanalyse6. Het SNL-model is een veel gecompliceerdere en langere operatie die niet alleen geavanceerde technische vaardigheden vereist, maar ook een hoog risico op ernstige motorische tekortenmet zich meebrengt 3. Deze tekortkomingen worden niet gezien in het pSNL-model. Het gemak van reproduceerbaarheid, de korte duur van de operatie en het verminderde risico op motorische tekorten na de operatie maken dit model waardevol voor het bestuderen van perifere neuropathische pijn 8,14. Niettemin kan de partiële ligatieprocedure zelf variabiliteit hebben tussen experimentatoren, wat resulteert in minder consistentie in het aantal geligeerde zenuwvezels. Het presenteren van de details van de operatie is dus cruciaal om de reproduceerbaarheid tussen studies te vergroten.

Om chronische neuropathie te induceren, wordt een 9-0 niet-absorbeerbare nylon hechting gebruikt om een derde van de breedte van de heupzenuw te ligateren. Na de operatie zijn de reacties op thermische en mechanische stimuli overdreven, beginnend op dag 1 postoperatief en langer dan 50 dagen8. Hier werden zowel thermische als mechanische gevoeligheden gedurende 28 dagen geëvalueerd met behulp van Hargreaves', hete plaat en von Frey filamenttests. Alle gedragstesten toonden de consistentie van de langdurige overgevoeligheid aan. Van dit model is aangetoond dat het dosisafhankelijke effecten heeft van zowel morfine als ibuprofen, wat bevestigt dat het zeer geschikt is voor preklinische pijnstudies. Dit artikel beschrijft met name de instructies voor een uniek handgemaakt glazen gereedschap, aangeduid als 'zenuwglashaak'. Deze tool wordt gebruikt in plaats van een tang om de zenuw te manipuleren en onbedoeld extra zenuwletsel tijdens de operatie te voorkomen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Arizona en voldoen aan de richtlijnen voor het gebruik van proefdieren van de National Institutes of Health (NIH-publicatie nr. 80-23, 1966). Pathogeenvrije, volwassen C57Bl6/J-muizen (gewicht bij de test: 22-28 g) werden gehuisvest in standaard vivarium-muizenkooien (vijf muizen per kooi) in klimaatgecontroleerde kamers op een licht/donkercyclus van 12 uur en kregen ad libitum toegang tot voedsel en water. Alle gedragsexperimenten werden uitgevoerd door experimentatoren die blind waren voor de behandelingsomstandigheden.

1. Basislijn: de maat voor mechanische gevoeligheid

  1. Laat ze bij aankomst van de muizen 1 week wennen aan de dierenfaciliteit. Wen de dieren vervolgens aan het hanteren van experimentatoren gedurende ≥7 dagen daarna.
  2. Wen de muizen voorafgaand aan het testen gedurende 1 uur aan het von Frey-testapparaat door ze in doorzichtige plexiglasdozen te plaatsen, op een gaas, in dezelfde ruimte als de testruimte - bij voorkeur met de experimentator aanwezig in de kamer tijdens de gewenning.
  3. Stel de drempelwaarde voor het terugtrekken van de voorpoot vast via de "up-and-down"-methode met behulp van von Frey-filamenten beschreven in aanvullende tabel S1, te beginnen met de 3,61 (3,9 mN) gloeidraad.
    1. Meet de onttrekkingsreactie op het onderzoeken van de mid-plantaire achterpoot met een reeks gekalibreerde fijne (von Frey) monofilamenten. Breng elke gloeidraad eenmaal loodrecht aan op het plantaire oppervlak van de pSNL ipsilaterale achterpoot van de dieren die in hangende gaaskooien worden gehouden. Evalueer de mechanische gevoeligheid met behulp van de "up-and-down" -methode15: bepaal de onttrekkingsdrempel door de stimulussterkte achtereenvolgens te verhogen of te verlagen, overeenkomend met de grootte van de gloeidraad. Breng elk filament één keer sequentieel aan.
      OPMERKING: De experimentator moet voorkomen dat een van de voetzolen wordt gestimuleerd om consistente resultaten tussen de dieren te verkrijgen.
    2. Als het dier bijvoorbeeld niet reageert op het 3,61-filament, gebruik dan het dikkere 4,08-filament (9,8 mN) (een reactie wordt visueel opgemerkt als terugtrekken, schudden of likken van de aangetaste poot); als het dier de eerste keer reageerde, gebruik dan de dunnere 3,22 (1,6 mN) gloeidraad. Blijf afnemende of steeds dikkere filamenten gebruiken, afhankelijk van of het dier respectievelijk positieve of negatieve daaropvolgende reacties had. Rapporteer negatieve en positieve reacties in de datasheet in aanvullende tabel S1. Test dezelfde poot 4x met verschillende filamenten na de eerste positieve reactie.

2. Uitgangssituatie: de meting van de thermische gevoeligheid met behulp van de Hargreaves-test

  1. Laat ze bij aankomst van de muizen 1 week wennen aan de dierenfaciliteit. Wen de dieren vervolgens aan het hanteren van experimentatoren gedurende ≥7 dagen daarna.
  2. Wen de muizen voorafgaand aan het testen gedurende 1 uur aan het Hargreaves-testapparaat door ze in doorzichtige plexiglasdozen te plaatsen, in dezelfde ruimte als de testruimte - bij voorkeur met de experimentator aanwezig in de kamer tijdens de gewenning.
    OPMERKING: De Hargreaves-test vereist dat het dier een paar seconden stilstaat. Bij muizen is gewenning de sleutel tot een succesvol experiment. Dus als de muizen na 1 uur gewenning erg actief blijven, laat ze dan langer acclimatiseren als dat nodig is.
    1. Bepaal latenties van pootterugtrekking zoals beschreven door Hargreaves et al.16. Acclimatiseer de muizen in plexiglas behuizingen op een heldere plexiglas plaat.
    2. Richt een stralingswarmtebron (projectorlamp met hoge intensiteit) op het plantaire oppervlak van de achterpoot ipsilateraal aan de pSNL. Pas de intensiteit van de warmtebron aan om een basislijn van de latentie van de terugtrekking van de poot van ongeveer 10 s te verkrijgen. Houd vervolgens de intensiteit constant voor de rest van het experiment.
    3. Wacht tot een bewegingsmelder de stimulus en timer automatisch stopt wanneer de poot wordt teruggetrokken. Gebruik een maximale cutoff van 33,5 s om weefselschade te voorkomen.
      OPMERKING: De cut-off wordt bepaald op basis van eerdere experimenten en artikelen om extra huidbeschadiging te voorkomen11,17,18. Met de intensiteit die in deze studie wordt gebruikt, is 33,5 de cut-off, wat overeenkomt met een stimulusintensiteit van 30 (50 W) met behulp van het Hargreaves-apparaat. Het waargenomen gedrag is een reflexgedrag, geen vrijwillig gedrag.
    4. Stel de baseline paw withdrawal latencies vast met behulp van het Hargreaves-apparaat en richt op het plantaire oppervlak van de pSNL ipsilaterale achterpoot. Start thermische stimulatie en registreer ontwenningslatentie. Om te voorkomen dat de temperatuur van de warmteprikkel wordt beïnvloed, moet u eventuele urine tijdens de proeven opruimen.

3. Uitgangssituatie: de meting van de thermische gevoeligheid met behulp van de kookplaattest

  1. Laat de dieren voorafgaand aan de test gedurende 1 uur wennen aan de testruimte.
    OPMERKING: Aangezien kamertemperatuur belangrijk is en van invloed kan zijn op de reacties op de kookplaattest, moet u ervoor zorgen dat de temperatuur van de kamer consistent rond de 22 °C ligt tijdens de gewenningsperiode en gedurende de testperiode.
  2. Stel de kookplaat in op 52 °C, omdat is aangetoond dat deze temperatuur idealiter een aversieve thermische respons opwekt19.
  3. Plaats het dier in de testkamer en start een chronometer.
  4. Observeer voor nocifensief gedrag (d.w.z. pootterugtrekking, likken, schudden). Aangezien de pSNL-operatie de achterpoot beïnvloedt, negeert u alle gedragingen die in de voorpoten worden waargenomen (vooral likken van de voorpoten).
  5. Stop de chronometer zodra nocifensief gedrag wordt waargenomen.
  6. Verwijder het dier uit de kamer en noteer de latentie van dit gedrag.
    OPMERKING: Verwijder de dieren na maximaal 30 s uit de kamer om weefselbeschadiging te voorkomen. Bovendien is het belangrijk op te merken dat het waargenomen gedrag een reflexgedrag is, geen vrijwillig gedrag.
  7. Reinig de testkamer met 70% ethanol tussen dieren om de gedragsimpact van geuren te verminderen. Om te voorkomen dat de temperatuur van de warmteprikkel wordt beïnvloed, reinigt u het apparaat van eventuele urine tussen elk getest dier.
  8. Om de resultaten te bevestigen, neemt u video's op van de dieren in de hete plaatkamer tijdens het testen voor beoordeling nadat de dieren zijn getest.
    OPMERKING: Door videoreview te gebruiken om latenties te kwantificeren, kan de experimentator de test herhaaldelijk observeren en nocifensief gedrag dat mogelijk is gemist tijdens realtime observatie nauwkeurig analyseren.

4. Preoperatieve voorbereiding

OPMERKING: Zorg ervoor dat er schone kooien beschikbaar zijn voor het herstellen van de muizen na de operatie. Reinig het operatiegebied met 70% ethanol, desinfecteer de handen met 70% ethanol, gebruik steriele handschoenen, draag de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) (laboratoriumjas, haarnetje, schoenovertrekken) en oefen steriele technieken tijdens de operatie.

  1. Bereid de gereedschappen (aanvullende figuur S1) en aanvullende middelen (gaas) voor op gebruik bij operaties door ze vooraf te autoclaveren.
  2. Induceer anesthesie met behulp van vluchtig isofluraan en pas indien nodig aan om een chirurgisch vlak te behouden. Zorg ervoor dat de zuurstof een passend debiet heeft.
  3. Om ervoor te zorgen dat het dier wordt verdoofd, knijpt u de tenen op een achterpoot met een pincet om de afwezigheid van een pootreflex te garanderen en controleert u de knipperreflex van het hoornvlies voordat u smerende oftalmische zalf aanbrengt.
    OPMERKING: Analgetica kunnen niet worden aangeboden in deze studie omdat ze de pijnroute kunnen veranderen die bedoeld is om te worden geanalyseerd of zelfs het gedrag dat wordt gemeten in overeenstemming met pijnonderzoeksdoelen20,21,22 kunnen neutraliseren en ongeldig maken.
  4. Bij het kiezen aan welke kant de operatie moet worden uitgevoerd (links wordt hier gedemonstreerd), scheer je het achterbeen van het dier rond het dijgebied, inferieur naar de patella, superieur naar de heup en boven het dijbeen. Veeg 3x met chloorhexidine in één richting met drie afzonderlijke gaasjes, afgewisseld met warme steriele zoutoplossing.
    OPMERKING: Zorg er in de toekomst voor dat elk dier de operatie aan dezelfde kant laat uitvoeren om de consistentie te behouden.
  5. Laat het been door een spleet van 10 cm x 10 cm glijden die is gemaakt in een steriel gordijn van 10 cm x 10 cm om een steriel veld rond het been naar keuze te creëren.

5. Chirurgische ingreep

  1. Maak met een fijne chirurgische schaar (aanvullende figuur S1F) een kleine snede van 2 mm van de huid in de middellijn van het laterale aspect van de dij. Schuif de schaar in een cirkelvormige beweging onder de huid om door de fascia te breken en een speling te creëren, waardoor de incisieruimte wordt vergroot.
  2. Maak met behulp van een bindtang (aanvullende figuur S1H) een scherpe incisie verticaal in een hoek van 90° in de dijspieren, 1 cm diep.
  3. Steek de fijne kleine schaar (aanvullende figuur S1G) in dezelfde incisie, ook in een hoek van 90°, en spreid ze voorzichtig open om de spieren te scheiden. Blijf dit doen totdat de heupzenuw is gevisualiseerd.
  4. Lokaliseer de heupzenuw, die glanzend en dun kan lijken, parallel loopt aan de verticale dij, in de richting van de heup naar de knie. Verwijder de schaar en de bindtang van het lichaam voordat u verder gaat.
  5. Gebruik de extra fijne tang (aanvullende figuur S1D) en de zenuwglashaak (aanvullende figuur S1E) om de zenuw van onderaf te isoleren. Bevrijd de zenuw voorzichtig van omliggende bindweefsels op een plaats in de buurt van de trochanter van het dijbeen, die het dichtst bij de heup en het verst van de knie ligt.
  6. Laat de zenuw op de glazen staaf rusten en zorg ervoor dat het uiteinde van de staaf voorkomt dat de zenuw eraf rolt.
  7. Plaats een chirurgische knoop om 1/3 van de breedte van de heupzenuw te binden met behulp van een 9-0 nylon hechting, voordat deze zich verdeelt in de gemeenschappelijke peroneale, tibiale en surale zenuwtakken3.
    OPMERKING: De vertakking treedt op als de heupzenuw langs de knie loopt, weg van de heup. Omdat deze drie takken van de zenuw drie verschillende innervaties hebben, is het noodzakelijk om de chirurgische knoop voorafgaand aan de vertakking te plaatsen om dezelfde zenuwtekorten bij alle dieroperaties te garanderen.
  8. Zorg ervoor dat u de draden dicht bij de knoop houdt wanneer u de draden strak trekt, om niet met overmatige kracht aan de zenuw te trekken om te voorkomen dat de zenuw van de glazen staaf glijdt en verder rekletsel wordt voorkomen.
  9. Laat de zenuw voorzichtig van de glazen staaf glijden zodra de knoop is voltooid en stop deze terug op de oorspronkelijke locatie ter hoogte van de gescheiden spieren.
  10. Hecht de spierincisie met behulp van een absorbeerbare polyglycolische 5-0 hechting. Hecht de huid afzonderlijk met een niet-absorbeerbare polypropyleen 6-0-hechting.
  11. Noteer de operatie- en anesthesiestoptijd. Laat de muis wakker worden, alleen in een herstelkooi, voordat je hem terugbrengt naar een nieuwe schone kooi.
    OPMERKING: Knijp tijdens de operatie in de tenen van het dier om voldoende onderhoud van de anesthesie te bevestigen en controleer de ademhaling en lichaamsperfusie (rood, roze, bleek). Als de ademhaling aanzienlijk wordt verminderd of het dier bleek lijkt, overweeg dan om de anesthesiestroom te verminderen of de zuurstofstroom te verhogen en een spuit gevuld met zoutoplossing klaar te hebben om subcutaan te injecteren om het dier te rehydrateren. Te allen tijde moet het dier een warmtebron eronder hebben geplaatst om de lichaamswarmte te behouden.

6. Schijnchirurgie procedure voor controledieren

  1. Volg stappen 5.1-5.11 van de chirurgische procedure; Sluit stappen 5.4-5.9 uit.

7. Postoperatieve gedragstesten

OPMERKING: Zorg ervoor dat de experimentator blind is voor elke behandeling. Chronische neuropathische pijn zal zich meer dan 2 weken na de operatie ontwikkelen, waarna gedragstests kunnen worden uitgevoerd na toediening van interessante verbindingen.

  1. Gebruik de von Frey-, Hargreaves- of heteplaattest om zowel thermische als mechanische overgevoeligheid en de potentiële omkering ervan te evalueren.
  2. Verwijder elk dier uit het onderzoek als het voldoet aan de eindpuntcriteria zoals beschreven door het institutionele comité voor dierverzorging en -gebruik.
  3. Euthanaseer de dieren volgens procedures die zijn beschreven door de institutionele dierverzorgings- en gebruikscommissie aan het einde van de gedragstest.

8. Data-analyse

  1. von Frey:
    1. Analyseer de gegevens met behulp van de niet-parametrische methode van Dixon, zoals beschreven door Chaplan en collega's23, en druk de gegevens uit als de gemiddelde opnamedrempel.
      1. Selecteer op de hoofdpagina van de software waarnaar wordt verwezen (zie Materiaaltabel) alle filamenten die voor het onderzoek zijn gebruikt (2.44, 2.83, 3.22, 3.61, 4.08, 4.31 en 4.56). Selecteer in het deelvenster Groep de gloeidraad die overeenkomt met de laatste simulatie. Rapporteer in het lege vak de positieve (X ) en negatieve (o) reacties. Noteer de drempels die worden gerapporteerd in het vak aan de linkerkant van het waargenomen reactiepatroon.
        OPMERKING: Een voorbeeld van patroon en kwantificering wordt weergegeven in aanvullende figuur S2.
  2. Hargreaves en hete plaat:
    1. Rapporteer de latenties in een spreadsheet voor verdere statistische analyse.
    2. Plot de resultaten als het gemiddelde van de gevoeligheden (drempels of latenties) als functie van de tijd.

9. Instructies voor het maken van de zenuwglashaak

OPMERKING: Oefen brandveiligheid tijdens dit hele proces. Draag de juiste bescherming, zoals hittebestendige handschoenen of brillen als dat nodig is.

  1. Zet de Bunsen-brander aan.
  2. Houd het ene uiteinde van de glazen staaf (A) in één hand tegen het vuur. Terwijl deze glazen staaf smelt, gebruikt u een andere glazen staaf (B) in de andere hand om het smeltglas op staaf A te geleiden en eraan te trekken. Haal glazen staaf A uit het vuur en laat het uiteinde van het gesmolten gedeelte op natuurlijke wijze naar binnen rollen om een kleine bolvorm te vormen. Gebruik de glazen staaf B om deze vorm te geleiden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chronische neuropathische pijn werd geïnduceerd door gedeeltelijke ligatie van de heupzenuw van C57Bl6/J mannelijke muizen (figuur 1A). De mechanische gevoeligheid werd geëvalueerd met behulp van von Frey-filamenten en de "up-and-down"-methode. De thermische gevoeligheid voor warmte werd geëvalueerd met behulp van de Hargreaves- en heteplaattests. Alle gegevens werden geanalyseerd met een herhaalde meting tweerichtings-ANOVA met Geisser-Greenhouse-correctie, om het effect van pSNL-chirurgie ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chronische pijnbehandeling vereist vaak langdurige medicatie, waardoor pijnbestrijding een uitdaging wordt. Preklinische modellen zijn dus een essentieel hulpmiddel om de potentiële voordelen van innovatieve therapieën te evalueren die gebaseerd zijn op farmacologische of niet-farmacologische benaderingen. De talrijke modellen van chronische neuropathische pijn brengen uitdagingen met zich mee als gevolg van verhoogde variabiliteit in de chirurgische technieken tussen verschillende onderzoekers, wat leidt tot verminderde...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen belangenverstrengeling te melden. Geen van de auteurs van het manuscript ontving enige vergoeding of enige vergoeding of honorarium op enige andere wijze. De auteurs zijn niet gelieerd aan een leverancier of farmaceutisch bedrijf dat aan deze studie is verbonden.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit onderzoek werd ondersteund door het National Center for Complementary and Integrative Health [R01AT009716, 2017] (M.M.I.), het Comprehensive Chronic Pain and Addiction Center-University of Arizona (M.M.I.), en het Medical Scientist Training Program (MSTP) aan de Universiteit van Arizona, College of Medicine, Tucson.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
5/0, FS-2, 30" Undyed PGA Braided Polyglycolic Acid Synthetic Absorbable SutureCP Medical421Ahttps://cpmedical.com/suturesearch/product/421a-visorb-50-fs-2-30/
6/0, P-1, 18" Blue Polypropylene Monofilament Non-Absorbable SutureCP Medical8697Phttps://cpmedical.com/suturesearch/product/8697p-polypro-60-p-1-18/
9/0 (0.3 metric) Nylon Black Monofilament SutureCrestpoint OphthalmicsMANI 1407https://crestpointophthalmics.com/mani-1407-suture-trape-spatula-nylon-black-mono-box-of-12.html
Allodynia Software National Instruments, LabView 2015Quantification of mean withdrawal thresholds (Von Frey data)
C57Bl6/J muizen The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME000664https://www.jax.org/strain/000664
Castroviejo naaldhouderFine Science Tools12565-14https://www.finescience.com/en-US/Products/Wound-Closure/Needle-Holders/Castroviejo-Needle-Holder/12565-14
Cold Hot Plate TestBiosebBIO-CHPhttps://www.bioseb.com/en/pain-thermal-allodynia-hyperalgesia/563-cold-hot-plate-test.html
Verhoogd metalen gaasstandaard voor Von FreyBiosebBIO-STD2-EVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1689-elevated-metal-mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up-to-2-pvf-cages.html
Extra fijn Graefe tangFine Science Tools11152-10https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-curved-medium-point-general-purpose-forceps/16100110
Fijne Castroviejo naaldhouderSimovision/Geuder17565https://simovision.com/assets/Uploads/Brochure-Geuder-Ophthalmic-Surgical-Instruments-EN2.pdf
Fijne schaar (11,5 cm)Fine Science Tools14558-11https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-11
Fijne schaar (9 cm)Fine Science Tools14558-09https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-09
IristangFine Science Tools11064-07https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Fine-Forceps/Iris-Forceps/11064-07
Micro Adson tangFine Science Tools392487https://www.fishersci.com/shop/products/micro-adson-tissue-forceps-1x2-teeth-german-steel/13820072#?keyword=adson%20forceps
Modulaire houders voor ratten en muizenBiosebBIO-PVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html
Moretti/Effetre #240 Licht Kobalt Blauwe glazen staven 4 mmEbayN/Ahttps://www.ebay.com/itm/402389491328?hash=item5db0485e80:g:agYAAOS
w9CtfnIVJ&amdata=enc
%3AAQAHAAAAwCoqvgWRo
NTe5Vq8PWOgfE4ygWeW4tL
k81J1AFu%2Fkcbsk6pxYtJi6
digE5TL9SzlgMzYUMNDr%2B
dku2%2B%2FEvB1qXqFmebE
020SGs9LPDXLL5w21un7jrM0
9xfWYvIzBYQYh6FRWyUJngC
uuA9Bkjb9lxtZoYlg5y6PyFR2P
34xFk5xaNC5ib65M1%2Fr%2F
4w2Iw45QqsSyXH2cuUKRom0
AGBoBaIr%2BbJw1VnlMjGuc9dtx
4fbPbqoBNSWjj3RbZPOPTYS8Q
%3D%3D%7Ctkp%3ABk9SR4q6-
6LfYA
Plantaire Test voor Thermische Stimulatie - Hargreaves ApparaatUgo Basile37570https://ugobasile.com/products/categories/pain-and-inflammation/plantar-test-for-thermal-stimulation
Touch-Test Sensuele Evaluatoren, Set van 20 MonofilamentsNorth Coast MedicalNC12775-99https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html
BindtangDuckworth & Kent2-504ER8https://duckworth-and-kent.com/product/tying-forceps-9/

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hassett, A. L., Gevirtz, R. N. Nonpharmacologic treatment for fibromyalgia: patient education, cognitive-behavioral therapy, relaxation techniques, and complementary and alternative medicine. Rheumatic Disease Clinics of North America. 35 (2), 393-407 (2009).
  2. Hylands-White, N., Duarte, R. V., Raphael, J. H. An overview of treatment approaches for chronic pain management. Rheumatology International. 37 (1), 29-42 (2017).
  3. Campbell, J. N., Meyer, R. A. Mechanisms of neuropathic pain. Neuron. 52 (1), 77-92 (2006).
  4. Colloca, L., et al. Neuropathic pain. Nature Review Disease Primers. 3, 17002(2017).
  5. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochimica et Biophysica Acta. 1802 (10), 924-933 (2010).
  6. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and cons. International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
  7. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  8. Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43 (2), 205-218 (1990).
  9. Hasnie, F. S., Wallace, V. C., Hefner, K., Holmes, A., Rice, A. S. Mechanical and cold hypersensitivity in nerve-injured C57BL/6J mice is not associated with fear-avoidance-and depression-related behaviour. British Journal of Anaesthia. 98 (6), 816-822 (2007).
  10. Ito, H., et al. Suvorexant and mirtazapine improve chronic pain-related changes in parameters of sleep and voluntary physical performance in mice with sciatic nerve ligation. PLoS One. 17 (2), 0264386(2022).
  11. Martin, L., et al. Conotoxin contulakin-G engages a neurotensin receptor 2/R-type calcium channel (Cav2.3) pathway to mediate spinal antinociception. Pain. 163 (9), 1751-1762 (2021).
  12. Peiser-Oliver, J. M., et al. Glycinergic modulation of pain in behavioral animal models. Frontiers in Pharmacology. 13, 860903(2022).
  13. Ramiro, I. B. L., et al. Somatostatin venom analogs evolved by fish-hunting cone snails: From prey capture behavior to identifying drug leads. Science Advances. 8 (12), (2022).
  14. Chung, J. M. Encyclopedia of Pain. Schmidt, R. F., Willis, W. D. , Springer. Berlin Heidelberg. 1299-1300 (2007).
  15. Zahn, P. K., Brennan, T. J. Primary and secondary hyperalgesia in a rat model for human postoperative pain. Anesthesiology. 90 (3), 863-872 (1999).
  16. Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
  17. Yeomans, D. C., Proudfit, H. K. Characterization of the foot withdrawal response to noxious radiant heat in the rat. Pain. 59 (1), 85-94 (1994).
  18. Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of thermal pain sensation in rats and mice using the Hargreaves test. Bio-Protocol. 7 (16), 2506(2017).
  19. Hook, M. A., et al. The impact of morphine after a spinal cord injury. Behavioural brain research. 179 (2), 281-293 (2007).
  20. Loram, L. C., et al. Prior exposure to repeated morphine potentiates mechanical allodynia induced by peripheral inflammation and neuropathy. Brain, behavior, and immunity. 26 (8), 1256-1264 (2007).
  21. Green-Fulgham, S. M., et al. Oxycodone, fentanyl, and morphine amplify established neuropathic pain in male rats. Pain. 160 (11), 2634-2640 (2019).
  22. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284(2017).
  23. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  24. Jensen, T. S., Finnerup, N. B. Allodynia and hyperalgesia in neuropathic pain: clinical manifestations and mechanisms. Lancet Neurology. 13 (9), 924-935 (2014).
  25. Malmberg, A. B., Gilbert, H., McCabe, R. T., Basbaum, A. I. Powerful antinociceptive effects of the cone snail venom-derived subtype-selective NMDA receptor antagonists conantokins G and T. Pain. 101 (1-2), 109-116 (2003).
  26. Nakamura, Y., et al. Neuropathic pain in rats with a partial sciatic nerve ligation is alleviated by intravenous injection of monoclonal antibody to high mobility group box-1. PLoS One. 8 (8), 73640(2013).
  27. Sherman, K., et al. Heterogeneity in patterns of pain development after nerve injury in rats and the influence of sex. Neurobiology of Pain. 10, 100069(2021).
  28. Ba, X., et al. Cinobufacini protects against paclitaxel-induced peripheral neuropathic pain and suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation in rats. Biomedicine Pharmacotherapy. 108, 76-84 (2018).
  29. Hao, Y., et al. Huachansu suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation to prevent oxaliplatin-induced peripheral neuropathic pain in rats. Gene. 680, 43-50 (2019).
  30. Guo, J., et al. Effects of resveratrol in the signaling of neuropathic pain involving P2X3 in the dorsal root ganglion of rats. Acta Neurologica Belgica. 121 (2), 365-372 (2021).
  31. Ni, W., Zheng, X., Hu, L., Kong, C., Xu, Q. Preventing oxaliplatin-induced neuropathic pain: Using berberine to inhibit the activation of NF-kappaB and release of pro-inflammatory cytokines in dorsal root ganglions in rats. Experimental and Therapeutic Medicine. 21 (2), 135(2021).
  32. Wang, J., et al. Selective activation of metabotropic glutamate receptor 7 blocks paclitaxel-induced acute neuropathic pain and suppresses spinal glial reactivity in rats. Psychopharmacology. 238 (1), 107-119 (2021).
  33. Sun, C., Wu, G., Zhang, Z., Cao, R., Cui, S. Protein tyrosine phosphatase receptor type D regulates neuropathic pain after nerve injury via the STING-IFN-I pathway. Frontiers in Molecular Neuroscience. 15, 859166(2022).
  34. Coyle, D. E., Sehlhorst, C. S., Mascari, C. Female rats are more susceptible to the development of neuropathic pain using the partial sciatic nerve ligation (PSNL) model. Neuroscience Letters. 186 (2-3), 135-138 (1995).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Neuropathisch pijnmodelChronische pijnPijnmodel bij muizenGedragstesten voor pijnVon Frey testHargreaves testHot Plate testOperatie aan de nervus ischiadicus

Gerelateerde artikelen