Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Intra-cardiale injectie van menselijke prostaatkankercellen om een botmetastase xenograft muismodel te creëren

6.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64589

⸱

4 november 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Key Laboratory of Theory and Therapy of Muscles and Bones, Ministry of Education, 3Institute of Chinese Traditional Surgery, Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor de intra-cardiale injectie van menselijke prostaatkankercellen om een muismodel met botmetastaselaesies te genereren.

Samenvatting

Als de meest voorkomende mannelijke maligniteit staat prostaatkanker (PC) op de tweede plaats in mortaliteit, voornamelijk als gevolg van een 65% -75% botmetastase. Daarom is het essentieel om het proces en de gerelateerde mechanismen van prostaatkanker botmetastase te begrijpen voor het ontwikkelen van nieuwe therapieën. Hiervoor is een diermodel van botmetastase een essentieel hulpmiddel. Hier rapporteren we gedetailleerde procedures om een botmetastase-muismodel te genereren via intra-cardiale injectie van prostaatkankercellen. Een bioluminescentiebeeldvormingssysteem kan bepalen of prostaatkankercellen nauwkeurig in het hart zijn geïnjecteerd en de metastase van kankercellen volgen, omdat het grote voordelen heeft bij het volgen van de ontwikkeling van metastatische laesies. Dit model repliceert de natuurlijke ontwikkeling van gedissemineerde kankercellen om micrometastasen in het bot te vormen en imiteert het pathologische proces van botmetastasen van prostaatkanker. Het biedt een effectief hulpmiddel voor verdere verkenning van de moleculaire mechanismen en de in vivo therapeutische effecten van deze ziekte.

Inleiding

Prostaatkanker is de meest voorkomende kanker bij mannen in 112 landen en staat op de tweede plaats voor sterfte in landen met een hogere menselijke ontwikkelingsindex 1,2. De meeste sterfgevallen bij prostaatkankerpatiënten worden veroorzaakt door metastase en ongeveer 65% -75% van de gevallen zal botmetastase ontwikkelen 3,4. Daarom zijn preventie en behandeling van botmetastasen van prostaatkanker dringend nodig om de klinische uitkomst van prostaatkankerpatiënten te verbeteren. Het diermodel van botmetastase is een onmisbaar hulpmiddel voor het verkennen van het meertrapsproces en de moleculaire mechanismen die betrokken zijn bij elke fase van botmetastasen van prostaatkanker, waardoor therapeutische doelen worden geïdentificeerd en nieuwe therapieën worden ontwikkeld5.

De meest voorkomende methoden om experimentele diermodellen van prostaatkanker botmetastase te genereren, zijn de orthotopie, intradiafyse (zoals intra-tibiaal) en intra-cardiale injectie van prostaatkankercellen. Het botmetastasemodel met orthotopische injectie wordt gegenereerd door prostaatkankercellen direct in de prostaat van een muiste injecteren 6,7. Dit experimentele diermodel heeft zeer vergelijkbare klinische kenmerken als prostaatkanker botmetastase. De uitzaaiingen gebeuren echter vooral in de oksellymfeklier en de long in plaats van in het bot 8,9. Het intra-tibiale injectiemodel voor prostaatkanker injecteert direct prostaatkankercellen in het scheenbeen met een hoge tumorvormingssnelheid in het bot (tibia)10,11; De botcortex en beenmergholte zijn echter gemakkelijk beschadigd. Bovendien kan de tibiale injectiemethode het pathologische proces van prostaatkanker botmetastase niet stimuleren, waarbij de kankercellen het bot koloniseren door circulatie. Om de circulatie, vasculaire extravasatie en metastase op afstand met een hogere botmetastasesnelheid van kankercellen te onderzoeken, is een intra-cardiale injectietechniek ontwikkeld door prostaatkankercellen rechtstreeks in de linkerkamer van de muiste injecteren 8,12,13. Dit maakt het een waardevol diermodel voor botmetastaseonderzoek8. De intra-cardiale injectiemethode toont een botmetastasesnelheid van ongeveer 75%9,14, veel hoger dan de orthotopische injectiemethode. Daarom is de intra-cardiale injectie een ideale methode om een diermodel te genereren met prostaatkanker botmetastasen.

Dit werk is bedoeld om het proces te beschrijven van het vaststellen van een muismodel van prostaatkanker botmetastasen, waardoor lezers de modelvestiging kunnen visualiseren. Het huidige werk biedt gedetailleerde processen, voorzorgsmaatregelen en illustratieve foto's om een botmetastase xenograftmodel te genereren via intra-cardiale injectie van menselijke prostaatkankercellen in athymische muizen. Deze methode biedt een effectief hulpmiddel voor het verder onderzoeken van de moleculaire mechanismen en de in vivo therapeutische effecten van prostaatkanker botmetastasen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Zes tot acht weken oude mannelijke BALB/c athymische muizen (n = 10) werden gehuisvest in individueel geventileerde muizenkooien (5 muizen/kooi) in een specifiek pathogeenvrije (SPF) dierenkamer onder de omstandigheden van 12 uur licht/donker cyclus, met vrije toegang tot SPF-voer en steriel water. Muizen werden een week voor de experimenten adaptief gevoed. Alle dierproeven werden goedgekeurd door de dierenwelzijnscommissie van de Shanghai University of Traditional Chinese Medicine.

1. Celvoorbereiding

  1. Was op de dag van injectie van prostaatkankercellen 80% -90% confluent luciferase gelabeld PC-3-cellen (PC-3-luciferase) gekweekt in een celkweekschaal van 10 cm met pre-koude steriele PBS (pH 7,4) tweemaal. Trypsinize gedurende 3 minuten met 1,5 ml 0,25% trypsine en verzamel de cellen in een centrifugebuis van 15 ml na het blussen van de trypsine met 6 ml F-12-medium met 10% serum.
    OPMERKING: De PC-3-luciferase cellijn is afgeleid van de PC-3 cellijn na te zijn getransfecteerd met de pLV-luciferase vector15.
  2. Gebruik een automatische celteller en bereken de celconcentratie door 20 μL van de celsuspensie over te brengen naar de celtelplaat (zie Materiaaltabel).
  3. Centrifugeer de cellen op 800 x g bij kamertemperatuur (RT) gedurende 5 minuten.
  4. Gebruik een pipet om het supernatant weg te gooien en de celpellet in F-12-medium (zie tabel met materialen) te resuspenderen tot een uiteindelijke celdichtheid van 1 x 107 cellen / ml.
  5. Houd de cellen te allen tijde op ijs tot de injectie.
  6. Breng de cellen naar de operatiekamer en voltooi de celinjectie binnen 2 uur.
    OPMERKING: Bereid extra celsuspensies voor (meestal verdubbelde volumes indien nodig) om nauwkeurige injectiedoses te garanderen (bijvoorbeeld om de dode ruimtes in de spuiten te vermijden).

2. Chirurgie voor intra-cardiale injectie van de menselijke prostaatkankercellen

OPMERKING: Het chirurgische apparaat dat wordt gebruikt voor intra-cardiale injectie is een spuit van 1 ml (figuur 1). Zorg voor thermische ondersteuning tijdens de procedure tot het herstel van het dier van de anesthesie.

  1. Houd de muis in de SPF-dierenkamer. Voer alle procedures uit met gesteriliseerde apparaten in een aseptische kast.
  2. Verdoof de muis met 2% isofluraan met 98% zuurstof onder een zuurstofdebiet van 2 L/min.
    OPMERKING: Smeer een kleine hoeveelheid oftalmische zalf op de ogen van de muis om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen. Voer de hele operatie uit in een goed geventileerde ruimte. Zorg ervoor dat de muis diep verdoofd is door de tenen van de muis dicht te knijpen voordat de cel wordt geïnjecteerd. Als de reacties (bijvoorbeeld een schok of spiertrekking) blijven bestaan, wacht dan op extra tijd voordat de anesthesie effect heeft.
  3. Plaats de muis in rugligging en immobiliseer beide bovenste ledematen loodrecht van de middellijn af (figuur 2A).
  4. Immobiliseer de muis van de buik naar beneden met chirurgisch plakband. Vermijd hard drukken en de inwendige organen verplaatsen (figuur 2B).
    OPMERKING: Het handhaven van de topografische anatomie (d.w.z. fixeren met plakband) is essentieel omdat de intra-cardiale injectie blind is (d.w.z. de nauwkeurige injectieplaats op het hart is onzichtbaar voor het blote oog).
  5. Desinfecteer de huid van de thorax met een 70% ethanoldoekje.
  6. Identificeer het xiphoid-proces van de muis in de depressie aan het laagste uiteinde van het middenborstbeen door het midden van de voorste borstwand te palperen. Identificeer de halsinkeping van de muis in de centrale depressie aan de bovenrand van het manubrium door omhoog te palperen vanuit het midden van de voorste borstwand.
  7. Label het meest inferieure punt van het xiphoid-proces en de jugulaire inkeping met een markeerstift (figuur 2A). Maak een derde markering in het midden van deze twee oriëntatiepunten en iets naar rechts (links van het dier) net over het hart in de derde intercostale ruimte.
    OPMERKING: De injectieplaats bevindt zich 1-2 mm links van de middellijn en het injectiepunt bevindt zich tussen de derde en vierde rib van de muis (figuur 2A).
  8. Laad 200 μL van de celsuspensie in een spuit van 1 ml.
    OPMERKING: Houd een luchtbel in de spuit, zoals weergegeven in figuur 2C, om ervoor te zorgen dat het bloed pulseert. De celsuspensie moet grondig worden gemengd voordat deze wordt geladen.
  9. Steek verticaal een naald van 26 G door de injectieplaats (figuur 2D).
  10. Houd de hand die de spuit vasthoudt stabiel op tafel, of gebruik de andere hand om hem stabiel te houden. Zorg ervoor dat de lange as van de spuit loodrecht op de injectieplaats staat en plaats de spuit ongeveer 2 mm subcutaan.
  11. Felrode bloedpulsatie is zichtbaar in de naaldnaaf en/of celsuspensie wanneer de naaldpunt correct in de linkerkamer wordt ingebracht. Als de bloedpulsatie onzichtbaar is, bevindt de naaldpunt zich niet in het hart. Trek de naald in en vervang deze (voor het geval de bloedstolling in de naald de bloedpulsatie stopt). Steek de naald nogmaals in.
  12. Injecteer de cellen. Injecteer de celsuspensie (100 μL) zeer langzaam gedurende 40-60 s en houd de hand die de spuit vasthoudt de hele tijd stabiel.
    OPMERKING: Houd de celsuspensie in de spuit goed in de gaten en injecteer de luchtbel in de spuit niet in het hart.
  13. Oefen gedurende 15 s druk uit op de injectieplaats met een droog wattenstaafje om hemostase te garanderen wanneer de naald wordt ingetrokken.
  14. Breng de muis terug naar de schone kooi en controleer het dier totdat het volledig herstelt van de anesthesie.
  15. Stel de muis binnen 24 uur na injectie een in vivo bioluminescentiesysteem voor om ervoor te zorgen dat de kankercellen in de systemische circulatie zijn gekomen.
    OPMERKING: Correct geïnjecteerde kankercellen komen de arteriële circulatie binnen via de linker hartkamer, wat te zien is aan de bioluminescentiesignalering die zichtbaar is over het hele lichaam (zie bijvoorbeeld figuur 3A).
  16. Voer in vivo bioluminescentiebeeldvorming uit.
    1. Schakel het instrument en de computer in. Open de software wanneer de aan/uit-indicator op het instrument en de computer helderder wordt en open vervolgens het venster Beeldacquisitie .
    2. Identificeer het in vivo beeldvormingssysteem dat op de computer is aangesloten in het apparaatvenster. Plaats de af te beelden muis in rugligging in de beeldkamer. Sluit vervolgens de deur van de beeldvormingskamer.
    3. Stel de parameters in het deelvenster Instellingen in het venster Beeldacquisitie in.
      1. Stel de parameters in met Lens > Zoom > 1x, Lens > Focus > 108 en Lens > Iris > F 2.8 om de beelden duidelijk te maken.
      2. Stel het opnamekanaal in Filter&Licht: Filter&> Filter > Luminescentie, Filter&> Licht > UIT en Filter&Light > Light Intensity > Middle.
      3. Stel het type afbeelding in dat moet worden gemaakt: Imaging > Type > Single-Frame, Imaging > Exposure Time > 500 ms, Imaging > HDR-modus > Low GainMode. Klik op de knop Verkrijgen om de afbeelding te verkrijgen.
  17. Visualiseer de gemetastaseerde kankergroei met in vivo bioluminescentie.
    OPMERKING: Injecteer op elk tijdstip van de visualisatie intraperitoneaal 200 μL van het luciferinesubstraat in een muis van 20 g (150 mg / kg) en wacht 15 minuten vóór de anesthesie (2% isofluraan gemengd met 98% zuurstof in een inductiekamer). Plaats de muis op het platform van het bioluminescentiebeeldvormingssysteem. Handhaaf de anesthesie door middel van een neusmasker met 2% isofluraan.

3. Pathologisch onderzoek

  1. Vier weken na de celinjectie, offer de muis door CO 2-inhalatie en vervolgens cervicale dislocatie.
  2. Immobiliseer de muis in rugligging. Maak een verticale incisie (ongeveer 6 cm) van de buik naar de thorax met een chirurgische schaar om alle organen in de buik en thorax bloot te leggen en grof te onderzoeken op kankerachtige laesies en / of pathologische veranderingen.
    OPMERKING: Voor een intra-cardiale kankercelinjectiestudie suggereren kankerlaesies in het mediastinum naast het hart verkeerd geïnjecteerde kankercellen (cellen die niet in de linker hartkamer worden geïnjecteerd); daarom worden deze muizen niet opgenomen in de uiteindelijke gegevensverzameling.
  3. Snijd de uitgezaaide tumoren weg met een schaar. Meet de lange diameters (a) en korte diameters (b) van de tumor met behulp van remklauwen om het tumorvolume (V) te berekenen met behulp van de formule V = 1/2 × a ×b 2, en weeg de tumor met behulp van een elektronische weegschaal.
  4. Fixeer de tumorweefsels in 10% formaline-oplossing gevolgd door inbedding in paraffine. Als alternatief, snap-freeze de tumoren in vloeibare stikstof.
  5. Snijd de botten (achterpoten, wervels en/of ribben) weg met gemetastaseerde laesies. Bevestig het monster van elke muis in een buis van 50 ml met 20 ml 10% formaline-oplossing gedurende 24 uur na het verwijderen van de huid en spieren, gevolgd door ontkalking gedurende 14 dagen in 10% EDTA-oplossing met frequente bufferwissel (elke 3 dagen).
  6. Sluit het monster in paraffine in en snijd de monsters voor het routinematige histologische onderzoek16.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Bioluminescentie beeldvorming biedt enorme voordelen bij het monitoren van de ontwikkeling van metastatische laesies voor een intra-cardiale injectiemodel. Kort na de injectie met kankercellen (binnen 24 uur) werd bioluminescentiebeeldvorming gebruikt om de kankercellen te visualiseren die de algemene circulatie binnendringen (figuur 3A). Duidelijke bioluminescentiesignalering over het hele lichaam zal worden gezien wanneer de kankercellen op de juiste manier in de arteriële circulatie worde...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Intra-cardiale injectie van menselijke prostaatkankercellen om botmetastase te genereren is een ideaal muismodel voor het verkennen van de functies en mechanismen van prostaatkanker botmetastase en het evalueren van de therapeutische werkzaamheid. Studies hebben aangetoond dat botschade hoogstwaarschijnlijk optreedt in het proximale scheenbeen en het distale dijbeen17, wat te wijten kan zijn aan hun hoge vascularisatie en metabole activiteit.

Aangezien botmetastase een ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Alle auteurs verklaren geen concurrerende financiële belangen te hebben.

Dankbetuigingen

Dit werk wordt ondersteund door subsidies van het National Key R&D Program of China (2018YFC1704300 en 2020YFE0201600), de National Nature Science Foundation (81973877 en 82174408), de onderzoeksprojecten binnen het budget van de Shanghai University of Traditional Chinese Medicine (2021LK047) en het Shanghai Collaborative Innovation Center of Industrial Transformation of Hospital TCM Preparation.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 mL spuiten en naaldenShandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd20200411De cellen werden geïnjecteerd in de ventrikels van muizen
AnesthesieapparaatShenzhen RWD Life Technology Co., LtdR500IPApparatuur voor het anesthetiseren van muizen
Automatische celtellerShanghai Simo Biological Technology Co., LtdIC1000Voor het tellen van cellen
BALB/c athymische muizenShanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd.Mannetje6-8 weken oude, mannelijke muizen
Bioluminescentie beeldvormingssysteemShanghai Baitai Technology Co., LtdVieworksVoor het volgen van tumorgroei en longmetastasen als de geïnjecteerde cellen gelabeld zijn met luciferase
Centrifugebuis (15 mL, 50 mL)Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd430790, Corning
EDTA-oplossingWuhan Xavier Biotechnology Co., LtdG1105Voor decalcificatie van botweefsel
F-12 mediumShanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd21700075, GIBCOCelcultuurmedium
Formaline-oplossingShanghai YueNian Biotechnology Co., LtdBL539AVoor het fixeren van het specimen van elke muis
IsofluraanShenzhen RWD Life Technology Co., LtdVETEASYVoor anesthesie
Lipofectamine 2000Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd11668027, Thermo fisherPlasmid transfectiereagens
PC-3 cellijnCell Bank of Chinese Academy of SciencesTCHu 158Prostaatkanker cellijn
Fosfaat-gebufferde zoutoplossingBeyotime BiotechnologyST447Was de humane osteosarcoomcellen
Trypsine (0,25%)Shanghai YueNian Biotechnology Co., Ltd25200056, GibcoVoor het losmaken van de cellen
Vector (pLV-luciferase)Shanghai YueNian Biotechnology Co., LtdVL3613Plasmid voor transfectie
X-ray beeldvormingssysteemBrook (Beijing) Technology Co., LtdFX PROVoor het verkrijgen van röntgenbeelden om tumorgroei te detecteren
µCT80Shenzhen Fraun Technology Service Co., LtdScanco Medical AG, ZwitserlandVoor de detectie van botdestructie. De micro-CT is uitgerust met 3DCalc, kegelreconstructie, en µCT Ray V3.4A model visualisatiesoftware.

Referenties

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A. Cancer Cancerstatistics, 2021. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (1), 7-33 (2021).
  2. Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).
  3. Coleman, R. E. Skeletal complications of malignancy. Cancer. 80, 1588-1594 (1997).
  4. Macedo, F., et al. Bone metastases: An overview. Oncology Reviews. 11 (1), 321(2017).
  5. Rea, D., et al. Mouse models in prostate cancer translational research: From xenograft to PDX. BioMed Research International. 2016, 9750795(2016).
  6. Zhang, Y., et al. Real-time GFP intravital imaging of the differences in cellular and angiogenic behavior of subcutaneous and orthotopic nude-mouse models of human PC-3 prostate cancer. Journal of Cellular Biochemistry. 117 (11), 2546-2551 (2016).
  7. Stephenson, R. A., et al. Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice. Journal of the National Cancer Institute. 84 (12), 951-957 (1992).
  8. Simmons, J. K., et al. Animal models of bone metastasis. Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).
  9. Jenkins, D. E., Hornig, Y. S., Oei, Y., Dusich, J., Purchio, T. Bioluminescent human breast cancer cell lines that permit rapid and sensitive in vivo detection of mammary tumors and multiple metastases in immune deficient mice. Breast Cancer Research: BCR. 7 (4), 444-454 (2005).
  10. Corey, E., et al. Establishment and characterization of osseous prostate cancer models: intra-tibial injection of human prostate cancer cells. The Prostate. 52 (1), 20-33 (2002).
  11. Andersen, C., Bagi, C. M., Adams, S. W. Intra-tibial injection of human prostate cancer cell line CWR22 elicits osteoblastic response in immunodeficient rats. Journal of Musculoskeletal & Neuronal Interactions. 3 (2), 148-155 (2003).
  12. Sudhan, D. R., Pampo, C., Rice, L., Siemann, D. W. Cathepsin L inactivation leads to multimodal inhibition of prostate cancer cell dissemination in a preclinical bone metastasis model. International Journal of Cancer. 138 (11), 2665-2677 (2016).
  13. Jinnah, A. H., Zacks, B. C., Gwam, C. U., Kerr, B. A. Emerging and established models of bone metastasis. Cancers. 10 (6), 176(2018).
  14. Simmons, J. K., et al. Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo. The Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).
  15. Lamar, J. M., et al. SRC tyrosine kinase activates the YAP/TAZ axis and thereby drives tumor growth and metastasis. The Journal of Biological Chemistry. 294 (7), 2302-2317 (2019).
  16. Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Molecular Medicine Reports. 18 (1), 945-957 (2018).
  17. Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. Cancer Research. 48 (23), 6876-6881 (1988).
  18. Brylka, L., et al. Spine Metastases in immunocompromised mice after intracardiac injection of MDA-MB-231-SCP2 breast cancer cells. Cancers. 14 (3), 556(2022).
  19. Rahman, M. M., Veigas, J. M., Williams, P. J., Fernandes, G. DHA is a more potent inhibitor of breast cancer metastasis to bone and related osteolysis than EPA. Breast Cancer Research and Treatment. 141 (3), 341-352 (2013).
  20. Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery. Current Protocols in Pharmacology. , Chapter 14, Unit 14.15 (2010).
  21. Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804(2016).
  22. Fearon, K. C., Glass, D. J., Guttridge, D. C. Cancer cachexia: mediators, signaling, and metabolic pathways. Cell Metabolism. 16 (2), 153-166 (2012).
  23. Waning, D. L., et al. Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice. Nature Medicine. 21 (11), 1262-1271 (2015).
  24. Talbot, S. R., et al. Defining body-weight reduction as a humane endpoint: a critical appraisal. Laboratory Animals. 54 (1), 99-110 (2020).
  25. Paget, S. The distribution of secondary growths in cancer of the breast. Cancer Metastasis Reviews. 8 (2), 98-101 (1989).
  26. Yin, J. J., et al. TGF-beta signaling blockade inhibits PTHrP secretion by breast cancer cells and bone metastases development. The Journal of Clinical Investigation. 103 (2), 197-206 (1999).
  27. Schneider, A., et al. turnover mediates preferential localization of prostate cancer in the skeleton. Endocrinology. 146 (4), 1727-1736 (2005).
  28. Padalecki, S. S., et al. Chromosome 18 suppresses prostate cancer metastases. Urologic Oncology. 21 (5), 366-373 (2003).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

PC3-cellenbioluminescentie-imagingmetastatische laesiesröntgenimagingmicro-CT-scanninghematoxiline-eosin-kleuring
Intra-cardiale injectie van menselijke prostaatkankercellen om een botmetastase xenograft muismodel te creëren
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.