Methodenartikel

Eindeloze Wormen Het Mooiste: Huidige Methoden Voor Het Gebruik Van Nematoden Om Evolutionaire Ontwikkelingsbiologie Te Bestuderen

DOI:

10.3791/64594

10 augustus 2022

In dit artikel

Samenvatting

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BESPREKTE ARTIKELEN:

Tintori, S. C., Sloat, S. A., Rockman, M. V. Rapid isolation of wild nematodes by baermann funnel. Journal of Visualized Experiments. (179) (2022).

Crombie, T. A., Tanny, R. E., Buchanan, C. M., Roberto, N. M., Andersen, E. C. A highly scalable approach to perform ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. Journal of Visualized Experiments. (181) (2022).

Ackley, C., Washiashi, L., Krishnamurthy, R., Rothman, J. H. Large-scale gravitaxis assay of Caenorhabditis Dauer larvae. Journal of Visualized Experiments. (183) (2022).

Woronik, A., Kiontke, K., Jallad, R. S., Herrera, R. A., Fitch, D. H. A. Laser microdissection for species-agnostic single-tissue applications. Journal of Visualized Experiments. (181) (2022).

Cammalleri, S. R., Knox, J., Roy, P. J. Culturing and screening the plant parasitic nematode Ditylenchus dipsaci. Journal of Visualized Experiments. (179) (2022).

Heryanto, C., Ratnappan, R., Ohalloran, D. M., Hawdon, J. M., Eleftherianos, I. Culturing and genetically manipulating entomopathogenic nematodes. Journal of Visualized Experiments. (181) (2022).

Redactioneel

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In de jaren zestig was Sydney Brenner een pionier in het gebruik van Caenorhabditis elegans, specifiek de N2-stam geïsoleerd uit Bristol, VK, om dierlijke neurobiologie en ontwikkeling te bestuderen1. Sindsdien zijn baanbrekende ontdekkingen met deze laboratoriumreferentiestam van essentieel belang geweest voor het ontrafelen van de regulatie van fundamentele processen zoals geprogrammeerde celdood2, organogene3,4,5, veroudering6,7, gen-regulatie door niet-coderende RNA's8,9,10,11, de beschrijving van volledige seksueel dimorfe neurale connectomen12, en vele andere fenomenen in moleculaire, cel- en ontwikkelingsbiologie. Aangevuld met verschillende “omic”-studies op single-celresolutie13,14, is N2 waarschijnlijk de meest volledig beschreven metazoa. De schat aan kennis die is opgedaan door het bestuderen van N2 gedurende de afgelopen zes decennia heeft een springplank gevormd voor het verkennen van de evolutionaire diversificatie van de machinerie die de ontwikkeling moduleert in genetisch verschillende C. elegans wilde isotypes, evenals in andere nematoden-soorten. Tot nu toe zijn meer dan 500 C. elegans isotypes, elk met een uniek haplotype, geïsoleerd uit de hele wereld15. Deze vooruitgang heeft de identificatie van de genetische factoren die verantwoordelijk zijn voor variatie in kwantitatieve eigenschappen16 aanzienlijk vergemakkelijkt, inclusief laboratoriumafgeleide allelen in veel genen die een reeks gedrags- en ontwikkelingskenmerken in N2 aanpassen (bijv. referenties17,18,19,20). Daarom kan het bestuderen van wilde wormen belangrijke inzichten opleveren in hoe dieren reageren op hun omgeving op manieren die de ontwikkeling, fysiologie en gedragingen beïnvloeden, en ook de evolutionaire trajecten van de dieren verhelderen. Veel soorten in het geslacht Caenorhabditis lijken morfologisch nauwelijks te onderscheiden van C. elegans21,22, wat een sterk platform biedt om het moleculaire mechanisme van ontwikkelingssysteemdrift23,24 te bestuderen; het is echter interessant om op te merken dat de morfologie van C. elegans, die rottend plantaardig materiaal bewoont, substantieel verschilt van zijn nauwst bekende verwant, C. inopinata, die alleen op vijgen voorkomt, waarschijnlijk als gevolg van niche-aanpassing25. Intra- en interspecifieke vergelijkende studies zullen ons begrip van de evolutionaire geschiedenis van deze dieren verdiepen. Met als doel het gebruik te bevorderen van de rijke natuurlijke hulpbron die nematoden bieden om belangrijke vragen in evolutionaire ontwikkelings- en gedragsbiologie te onderzoeken, biedt deze verzameling artikelen nuttige technieken voor het isoleren, kweken en bestuderen van wilde wormen en nematoden-soorten buiten de C. elegans soort.

In deze Methoden Collectie bieden Tintori et al.26 en Crombie et al.27 complementaire benaderingen voor het isoleren van wilde nematoden. Tintori et al. beschrijven een eenvoudige, kosteneffectieve methode voor het isoleren van nematoden in het veld met behulp van de Baermann-trechter. Deze aanpak stelt onderzoekers in staat om op een onbevooroordeelde manier bijna de gehele nematodenpopulatie uit de substraten (bijv. rottend fruit, bloemen en stengels) te verzamelen. In tegenstelling hiermee presenteren Crombie et al. een methode die zelfbevruchtende Caenorhabditis-soorten zoals C. elegans, C. briggsae en C. tropicalis verrijkt. Bovendien geven ze gedetailleerde instructies over het gebruik van de Fulcrum-app en R-software om de nematodenmonsters effectief te volgen en te organiseren, evenals de bijbehorende ecologische gegevens. Het bestuderen van nematoden in hun natuurlijke context zal belangrijke inzichten opleveren in hun ecologie, die de complexe eigenschappen in deze soorten vormt.

Nematoden vertonen intra- en interspecifieke variatie in gedragingen die niche-aanpassing faciliteren, wat een uitstekend paradigma biedt om de genetische basis van gedragsplasticiteit en neurodivergentie28,29,30 te bestuderen. Ackley et al.31 beschrijven een robuuste assay om gravitaxis, die als verspreidingsmechanisme kan dienen, te bestuderen in dauerlarven van verschillende Caenorhabditis soorten. Aangezien gravitactisch gedrag kan worden beïnvloed door andere sensorische input32, bieden Ackley et al.31 een eenvoudige en kosteneffectieve manier om de dieren te beschermen tegen licht en elektromagnetische velden, waardoor de bekende interferentie van deze omgevingsinvloeden op gravitactisch gedrag wordt voorkomen. Deze assay zal nuttig zijn voor het bestuderen van het moleculaire mechanisme van sensorische integratie en de evolutie van verspreidingsstrategieën bij nematoden.

De ontwikkeling van enkelcellig RNA-sequencingtechnieken in het afgelopen decennium heeft transcriptoomanalyses gerevolutioneerd,

Openbaarmakingen

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs erkennen de financiering van de National Institutes of Health (# R01GM143771 en # R01HD081266).

Referenties

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).
  2. Conradt, B., Wu, Y. C., Xue, D. Programmed cell death during Caenorhabditis elegans development. Genetics. 203 (4), 1533-1562 (2016).
  3. Sharma-Kishore, R., White, J. G., Southgate, E., Podbilewicz, B. Formation of the vulva in Caenorhabditis elegans: a paradigm for organogenesis. Development. 126 (4), 691-699 (1999).
  4. Gaudet, J., Mango, S. E. Regulation of organogenesis by the Caenorhabditis elegans FoxA protein PHA-4. Science. 295 (5556), 821-825 (2002).
  5. Maduro, M. F., Rothman, J. H. Making worm guts: The gene regulatory network of the Caenorhabditis elegans endoderm. Developmental Biology. 246 (1), 68-85 (2002).
  6. Kenyon, C., Chang, J., Gensch, E., Rudner, A., Tabtiang, R. A C. elegans mutant that lives twice as long as wild type. Nature. 366 (6454), 461-464 (1993).
  7. Lin, K., Hsin, H., Libina, N., Kenyon, C. Regulation of the Caenorhabditis elegans longevity protein DAF-16 by insulin/IGF-1 and germline signaling. Nature Genetics. 28 (2), 139-145 (2001).
  8. Ambros, V., Lee, R. C., Lavanway, A., Williams, P. T., Jewell, D. MicroRNAs and other tiny endogenous RNAs in C. elegans. Current Biology. 13 (10), 807-818 (2003).
  9. Lee, R. C., Ambros, V. An extensive class of small RNAs in Caenorhabditis elegans. Science. 294 (5543), 862-864 (2001).
  10. Lee, R. C., Feinbaum, R. L., Ambros, V. The C. elegans heterochronic gene lin-4 encodes small RNAs with antisense complementarity to lin-14. Cell. 75 (5), 843-854 (1993).
  11. Reinhart, B. J., et al. The 21-nucleotide let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis elegans. Nature. 403 (6772), 901-906 (2000).
  12. Cook, S. J., et al. Whole-animal connectomes of both Caenorhabditis elegans sexes. Nature. 571 (7763), 63-71 (2019).
  13. Taylor, S. R., et al. Molecular topography of an entire nervous system. Cell. 184 (16), 4329-4347 (2021).
  14. Cao, J., et al. Comprehensive single-cell transcriptional profiling of a multicellular organism. Science. 357 (6352), 661-667 (2017).
  15. Cook, D. E., Zdraljevic, S., Roberts, J. P., Andersen, E. C. CeNDR, the Caenorhabditis elegans natural diversity resource. Nucleic Acids Research. 45, 650-657 (2017).
  16. Evans, K. S., Wijk, M. H., van McGrath, P. T., Andersen, E. C., Sterken, M. G. From QTL to gene: C. elegans facilitates discoveries of the genetic mechanisms underlying natural variation. Trends in Genetics. 37 (10), 933-947 (2021).
  17. Duveau, F., Félix, M. A. Role of pleiotropy in the evolution of a cryptic developmental variation in Caenorhabditis elegans. PLOS Biology. 10 (1), 1001230(2012).
  18. Sterken, M. G., Snoek, L. B., Kammenga, J. E., Andersen, E. C. The laboratory domestication of Caenorhabditis elegans. Trends in Genetics. 31 (5), 224-231 (2015).
  19. Andersen, E. C., et al. A powerful new quantitative genetics platform, combining Caenorhabditis elegans high-throughput fitness assays with a large collection of recombinant strains. G3: Genes|Genomes|Genetics. 5 (5), 911(2015).
  20. McGrath, P. T., et al. Quantitative mapping of a digenic behavioral trait implicates globin variation in C. elegans sensory behaviors. Neuron. 61 (5), 692-699 (2009).
  21. Zhao, Z., Boyle, T. J., Bao, Z., Murray, J. I., Mericle, B., Waterston, R. H. Comparative analysis of embryonic cell lineage between Caenorhabditis briggsae and Caenorhabditis elegans. Developmental Biology. 314 (1), 93-99 (2008).
  22. Levin, M., Hashimshony, T., Wagner, F., Yanai, I. Developmental milestones punctuate gene expression in the Caenorhabditis embryo. Developmental Cell. 22 (5), 1101-1108 (2012).
  23. Ewe, C. K., Torres Cleuren, Y. N., Rothman, J. H. Evolution and developmental system drift in the endoderm gene regulatory network of Caenorhabditis and other nematodes. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 170(2020).
  24. True, J. R., Haag, E. S. Developmental system drift and flexibility in evolutionary trajectories. Evolution and Development. 3 (2), 109-119 (2001).
  25. Kanzaki, N., et al. Biology and genome of a newly discovered sibling species of Caenorhabditis elegans. Nature Communications. 9 (1), 1-12 (2018).
  26. Tintori, S. C., Sloat, S. A., Rockman, M. V. Rapid isolation of wild nematodes by Baermann funnel. Journal of Visualized Experiments. (179), e63287(2022).
  27. Crombie, T. A., Tanny, R. E., Buchanan, C. M., Roberto, N. M., Andersen, E. C. A highly scalable approach to perform ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. Journal of Visualized Experiments. (181), e63486(2022).
  28. Andersen, E. C., Rockman, M. V. Natural genetic variation as a tool for discovery in Caenorhabditis nematodes. Genetics. 220 (1), 156(2022).
  29. Lee, D., et al. The genetic basis of natural variation in a phoretic behavior. Nature Communications. 8 (1), 1-7 (2017).
  30. Jovelin, R., Ajie, B. C., Phillips, P. C. Molecular evolution and quantitative variation for chemosensory behaviour in the nematode genus Caenorhabditis. Molecular Ecology. 12 (5), 1325-1337 (2003).
  31. Ackley, C., Washiashi, L., Krishnamurthy, R., Rothman, J. H. Large-scale Gravitaxis assay of Caenorhabditis Dauer larvae. Journal of Visualized Experiments. (183), e64062(2022).
  32. Ackley, C., et al. Parallel mechanosensory systems are required for negative gravitaxis in C. elegans. bioRxiv. , (2022).
  33. Kaletsky, R., et al. Transcriptome analysis of adult Caenorhabditis elegans cells reveals tissue-specific gene and isoform expression. PLOS Genetics. 14 (8), 1007559(2018).
  34. Woronik, A., Kiontke, K., Jallad, R. S., Herrera, R. A., Fitch, D. H. A. Laser microdissection for species-agnostic single-tissue applications. Journal of Visualized Experiments. (181), e63666(2022).
  35. Rosso, M. N., Jones, J. T., Abad, P. RNAi and functional genomics in plant parasitic nematodes. Annual Review of Phytopathology. 47, 207-232 (2009).
  36. Zheng, J., et al. The Ditylenchus destructor genome provides new insights into the evolution of plant parasitic nematodes. Proceedings. Biological Sciences. 283 (1835), 20160942(2016).
  37. Cammalleri, S. R., Knox, J., Roy, P. J. Culturing and screening the plant parasitic nematode Ditylenchus dipsaci. Journal of Visualized Experiments. (179), e63438(2022).
  38. Mimee, B., et al. The draft genome of Ditylenchus dipsaci. Journal of Nematology. 51 (1), 1-3 (2019).
  39. Heryanto, C., Ratnappan, R., O’halloran, D. M., Hawdon, J. M., Eleftherianos, I. Culturing and genetically manipulating entomopathogenic nematodes. Journal of Visualized Experiments. (181), e63885(2022).
  40. Macchietto, M., et al. Comparative transcriptomics of Steinernema and Caenorhabditis single embryos reveals orthologous gene expression convergence during late embryogenesis. Genome Biology and Evolution. 9 (10), 2681(2017).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

CaenorhabditisEcological SurveysGravitaxis AssayLaser MicrodissectionPlant Parasitic NematodeDitylenchus DipsaciEntomopathogenic NematodesJournal Of Visualized Experiments

Gerelateerde artikelen