Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Intubatie, centraal veneuze katheter en plaatsing van de arteriële lijn bij varkens voor translationeel onderzoek bij abdominale transplantatiechirurgie

2.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64780

⸱

3 februari 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Ajmera Transplant Program, University Health Network, Toronto General Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Om de best mogelijke resultaten te verkrijgen, moeten chirurgen die translationele onderzoeksexperimenten uitvoeren, bekwaam zijn in intubatie en plaatsing van de vasculaire lijn. Dit artikel beschrijft de technieken die door het Toronto Organ Preservation Laboratory worden gebruikt om deze procedures uit te voeren.

Samenvatting

Translationele chirurgische onderzoeksmodellen bij varkens zijn cruciaal voor het ontwikkelen van veilige preklinische protocollen. Het succes van de experimentele operaties hangt echter niet alleen af van de chirurgische vaardigheden van het onderzoeksteam; Perioperatieve zorg- en managementprocedures, zoals intubatie, plaatsing van de centrale veneuze lijn en arteriële lijn, zijn noodzakelijk en van het grootste belang voor gunstige experimentresultaten. Aangezien het ongebruikelijk is dat onderzoeksteams anesthesiologen of ander personeel dan het chirurgisch team hebben, moet het chirurgisch team dat betrokken is bij translationeel onderzoek de vaardigheden verwerven en/of ontwikkelen om de perioperatieve zorg uit te voeren. Het doel van dit artikel is om de technieken van intubatie, centraal veneuze katheter en plaatsing van arteriële lijnen te laten zien die de afgelopen 10 jaar zijn gebruikt en geperfectioneerd in het Toronto Organ Preservation Laboratory, om te worden gebruikt als referentie voor toekomstige onderzoekers die zich bij dit team voegen of bij een ander laboratorium dat translationele onderzoeksprotocollen uitvoert bij varkens- en/of buiktransplantatie.

Inleiding

Experimentele modellen van varkens worden vaak gebruikt bij het bestuderen van ziekten bij de mens vanwege hun vergelijkbare anatomische en fysiologische eigenschappen. Deze modellen zijn cruciaal bij de ontwikkeling van veilige preklinische protocollen, maar ze zijn ook onderhevig aan wettelijke en ethische beperkingen1. Het gebruik van varkens voor onderzoek moet onder de best mogelijke omstandigheden gebeuren om onnodig verlies van dieren en lijden als gevolg van anesthesiecomplicaties die geen verband houden met het onderzoeksproject te voorkomen.

Preoperatieve technieken en vaardigheden zoals intubatie, plaatsing van de centrale veneuze lijn en plaatsing van de arteriële lijn zijn essentieel voor het bereiken van succesvolle en reproduceerbare resultaten.

Elk dier dat algemene anesthesie ondergaat voor een chirurgische ingreep moet worden geïntubeerd om een open luchtweg te behouden, waardoor geassisteerde beademing mogelijk is en broncho-aspiratie wordt vermeden2. De meest voorkomende posities voor intubatie bij varkens zijn dorsale, laterale en sternale lighouding 3,4. Sternale lighouding is meestal gemakkelijker voor personeel dat is opgeleid in menselijke intubatie3, wat het geval is in deze onderzoeksfaciliteit.

Een goede vasculaire toegang is essentieel voor de toediening van vloeistoffen, medicijnen en bemonstering tijdens en na de operatie. Het gebruik van vasopressoren is gebruikelijk tijdens buiktransplantatieoperaties vanwege de hemodynamische instabiliteit als gevolg van de ischemie-reperfusieschade. Het toedienen van vasopressoren via een perifere lijn kan lokaal weefselletsel veroorzaken als gevolg van de vasoconstrictieve effecten5. Een plaatsing van de centrale veneuze lijn maakt het mogelijk om grote hoeveelheden vloeistoffen en vasoppressors toe te dienen. We geven de voorkeur aan een voerdraad-ondersteunde percutane techniek voor het plaatsen van de centrale lijn, omdat het schade aan het zachte weefsel en de bloedvaten minimaliseert6.

Hemodynamische stabiliteit van het dier tijdens de operatie is vereist en de bloeddruk is de parameter die het meest wordt gecontroleerd voor dit doel7. Een arteriële lijn maakt een continue bloeddrukmeting mogelijk, wat nauwkeuriger is dan traditionele niet-invasieve meting8 omdat niet-invasieve technieken waarden onderschatten tijdens hypertensie en overschatten tijdens hypotensie 7,8. Een nauwkeurige meting van de bloeddruk tijdens deze experimenten is van fundamenteel belang om de hoeveelheid vocht en vasopressoren die aan het varken moet worden toegediend te kunnen beheersen.

Het Toronto Organ Preservation Laboratory gebruikt al meer dan 10 jaar varkensmodellen en heeft deze procedures door de jaren heen gestandaardiseerd met uitstekende resultaten. Hoewel er in de literatuur andere benaderingen te vinden zijn voor dezelfde procedures, is het doel van dit artikel om de technieken te presenteren die in de loop der jaren in onze faciliteit zijn ontwikkeld en geperfectioneerd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dieren die voor dit onderzoek werden gebruikt, kregen humane zorg in overeenstemming met de "Principles of Laboratory Animal Care", geformuleerd door de National Society for Medical Research en de "Guide for the Care of Laboratory Animals", gepubliceerd door de National Institutes of Health, Ontario, Canada. Alle studies werden goedgekeurd door het Animal Care Committee van het Toronto General Research Institute. In deze studie werden 11-12 weken oude mannelijke Yorkshire-varkens met een gewicht van 30-40 kg gebruikt.

1. Intubatie

  1. Huisvesting van de varkens gedurende ten minste 5 dagen vóór de ingreep om ze in staat te stellen zich aan te passen aan de omgeving en het algehele stressniveau te verminderen
  2. Vast het varken 6 uur voor de narcose.
  3. Verdoof het varken met een intramusculaire (IM) injectie van ketamine (20 mg/kg) als dissociatief anestheticum, midazolam (0,15 mg/kg) voor sedatie en atropine (0,04 mg/kg) om speekselvloed en bronchiale secreties te verminderen, in de huisvesting.
  4. Geef O2 en isofluraan aan 5% met behulp van een masker zodra het varken minstens 5 minuten in slaap is gevallen.
  5. Verplaats het varken in een transportkar en breng het over naar de operatiekamer (OK).
  6. Plaats het varken in rugligging op de OK-tafel.
  7. Plaats het ventilatiemasker met 2 L/min Ø2 en 5% isofluraan.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat het varken inspiratoire inspanning heeft.
  8. Plaats de zuurstofverzadigingssonde op het oor van de varkens.
    OPMERKING: De sonde kan ook op de tong, staart, wolfsklauw3, lippen of liesplooi worden geplaatst.
  9. Vraag een assistent om de elektrocardiogramelektroden en de bloeddrukmanchet te plaatsen.
    OPMERKING: Elektroden worden in de rechter okselplooi, de linker okselplooi en de linker liesplooi geplaatst. De bloeddrukmanchet kan zowel in het voor- als achterbeen worden geplaatst.
  10. Controleer op ontspanning van de kaak na 4-5 minuten ventilatie met isofluraan op 5%.
    OPMERKING: als er weerstand wordt opgemerkt, ga dan door met beademen met isofluraan gedurende nog 3 minuten of totdat de kaak ontspannen is.
  11. Vraag de assistente om de onderkaak omhoog, de bovenkaak naar beneden en de tong uit de weg te houden.
  12. Plaats een laryngoscoop met een recht freesblad langs de middellijn en til de epiglottis op.
    OPMERKING: Gebruik een endotracheale tube om het zachte gehemelte naar beneden te duwen en de epiglottis omhoog te laten komen (Figuur 1).
  13. Visualiseer de stembanden en spuit ze twee keer in met lidocaïne non-aerosol spray (10 mg/afgemeten dosis) om spasmen tijdens intubatie te voorkomen.
  14. Verwijder de laryngoscoop en vervang het zuurstofmasker gedurende 30 s.
  15. Verwijder het zuurstofmasker, steek het rechte Miller-mes langs de middellijn en til de epiglottis op. Breng een endotracheale tube van 7,0 mm in voorbij de stembanden.
    OPMERKING: Als er weerstand of spasmen van de stembanden zijn, herhaal dan stap 1.13 en 1.14.
  16. Houd de endotracheale tube op zijn plaats en schuif de laryngoscoop en stilet naar buiten.
  17. Blaas de manchet van de endotracheale tube op met 5-8 cc lucht en sluit deze aan op een capnometriesensor om de juiste plaatsing van de tube te garanderen.
    OPMERKING: Andere methoden om een juiste plaatsing te garanderen, zijn onder meer het zoeken naar borstaandrijvingen, condensatie in de endotracheale tube en het luisteren naar bilaterale ademgeluiden.
  18. Zet de ventilator aan en stel in op 15-20 ademhalingen per minuut, isofluraan op 2%-2,5%, ademvolume op 10-15 ml/kg lichaamsgewicht en piekinspiratoire druk tussen 18-20 cmH2O 9,10,11.
  19. Bevestig de endotracheale tube met tape.
  20. Breng oogglijmiddel aan om uitdroging en zweren tijdens de procedure te voorkomen.
  21. Zorg voor een goede verdoving door de kaaktoon te beoordelen en isofluraan dienovereenkomstig aan te passen. Stijve onderkaakspieren duiden op een licht niveau van anesthesie3.

2. Plaatsing van de centraal veneuze katheter

OPMERKING: De keuze van de katheter is afhankelijk van het type model dat wordt gebruikt. Voor overlevingsmodellen wordt een katheter gebruikt die aan het einde van de procedure kan worden getunneld. Voor terminalmodellen wordt een eenvoudiger model (zie Materiaaltabel) gebruikt.

  1. Desinfecteer na intubatie, met het varken in rugligging, beide zijden van de nek met jodium of chloorhexidineoplossing.
  2. Bereid de katheter voor door deze door te spoelen met 5 tot 10 ml zoutoplossing en zorg ervoor dat er geen lucht in zit. Plaats de dilatator door de katheter.
  3. Inspecteer en test de voerdraad om de juiste aspecten en werking te bevestigen.
    OPMERKING: De voerdraad moet vrij kunnen bewegen in de mantel en mag geen defecten of knikken vertonen. Als er een wijziging wordt opgemerkt, vervangt u de voerdraad.
  4. Identificeer de volgende drie oriëntatiepunten op de nek van het varken: (1) de caudale ramus van de onderkaak, (2) de schedelmanubrium en (3) het schedelpunt van de rechterschouder gevormd door de grotere knobbel van het opperarmbeen6 (Figuur 2).
  5. Steek de vindnaald die is bevestigd aan een spuit van 5 ml in het midden van de driehoek gevormd door de drie oriëntatiepunten in een hoek van 45° vanaf de huid en gericht naar de staartzijde, terwijl u de spuitembolie lichtjes naar achteren trekt.
  6. Zodra de halsader is gevonden, verwijdert u de spuit van de vindnaald en stabiliseert u de naald terwijl u de duim over de naaldnaaf plaatst. Zorg ervoor dat de zoeknaald goed op zijn plaats zit.
    OPMERKING: Als wordt vermoed dat het bloed dat uit de naald komt arterieel is, verwijder de naald dan onmiddellijk en oefen gedurende 5 minuten druk uit.
  7. Voer de voerdraad in de zoeknaald en ga verder naar de externe halsader (Seldinger's techniek12). Er moet aan minimale tot geen weerstand worden voldaan. Verwijder de zoeknaald en houd de voerdraad op zijn plaats.
    NOTITIE: Gebruik een ECG-trace om ervoor te zorgen dat de voerdraad niet te diep naar binnen gaat. Als er veranderingen in het hartritme worden opgemerkt, verwijder dan de voerdraad iets.
  8. Steek de punt van een 11-mesje in de prikplaats en maak een incisie (ongeveer 0,5 cm) voor de dilatator en katheter.
  9. Voer de dilatator en katheter over de voerdraad om de huid en het onderhuidse weefsel te verwijden. Eenmaal op zijn plaats, verwijdert u de dilatator uit de katheter.
  10. Zuig aan uit het katheterlumen om een goede doorstroming te garanderen en spoel met 5-10 ml zoutoplossing.
  11. Hecht de katheter in de huid met een hechting van 0 zijde en zorg ervoor dat de katheter goed vastzit13.

3. Plaatsing van de arteriële lijn

OPMERKING: Plaatsing van de halsslagader van de arteriële lijn heeft de voorkeur, omdat deze een directere route naar het hart biedt en de bloedvaten van de nek groter zijn dan de dijbeenvaten11. Bij voorkeur moet de arteriële lijn aan de contralaterale zijde van de centraal veneuze katheter en onder direct zicht worden geplaatst; Als dit niet mogelijk is, kan deze aan dezelfde kant als de veneuze katheter worden geplaatst.

  1. Maak een verticale incisie van 5-7 cm mediaal in de luchtpijp met behulp van een cauterisatiepen (Figuur 3).
  2. Ontleed het onderhuidse weefsel en het vlak tussen de cutane facii en colli spieren11.
  3. Ontleed het gezichtsvlak tussen de luchtpijp en de sternomastoideus-spier om de halsslagaderschede te lokaliseren en te openen11 (Figuur 4).
  4. Gebruik stompe dissectie om de gemeenschappelijke halsslagader te isoleren (Figuur 5).
  5. Plaats twee 2-0 zijden banden rond de halsslagader voor vasculaire controle en bind de distale vast (Figuur 6).
  6. Plaats de juiste hoektang onder de slagader.
  7. Vraag de assistente om de proximale band vast te houden en de punt van de angiocath-naald in een hoek van 45° in de halsslagader in te brengen. Zodra een flits van bloed wordt gezien, beweegt u de naald iets in een ondiepe hoek en beweegt u de katheter alleen in de slagader.
  8. Verwijder de naald terwijl u de katheter op zijn plaats houdt.
  9. Bevestig de katheter aan de arteriële lijn, zuig op en spoel met 5-10 ml zoutoplossing om ervoor te zorgen dat er geen weerstand is.
  10. Plaats een stropdas rond de katheter en slagader om de katheter vast te zetten.

4. Zorg na de operatie (overlevingsmodel)

  1. Tunnel de katheter van de veneuze lijn en bevestig deze aan de nek van het varken.
  2. Zodra het dier hemodynamisch stabiel is en kan worden gespeend van vasopressoren, verwijdert u de arteriële lijnkatheter, bindt u de distale zijde van de halsslagader vast en controleert u de hemostase. Sluit de wond met een ononderbroken hechting.
  3. Verplaats het varken naar de transportkar en plaats het in een sternale positie.
  4. Schakel isofluraan uit en controleer het varken totdat er tekenen van herstel van de verdoving aanwezig zijn (bewegingen en ademhaling tegen de ventilator).
  5. Schakel de beademingsmachine uit zodra effectieve spontane ademhaling wordt opgemerkt, maar houd de O2-toevoer op 2 l/min.
  6. Sluit de O2 toevoer na 10-15 minuten af. Het varken moet zelfstandig een verzadiging van minimaal 94% kunnen behouden. Als dat niet het geval is, zet dan de O2 weer aan en beoordeel opnieuw over nog eens 5-10 minuten.
  7. Verplaats het varken terug naar zijn hok zodra het O 2-verzadiging heeft behouden.
    OPMERKING: Het varken moet worden teruggebracht naar zijn hok met de endotracheale tube op zijn plaats.
  8. Verwijder de endotracheale tube zodra er tekenen van slikken en/of kauwen zichtbaar zijn (tussen 2-4 uur na het einde van de operatie).
  9. Houd het varken in zijn hok in de gaten en laat het nooit alleen. Zodra het varken is geëxtubeerd en een sternale positie kan behouden, kan het onbeheerd worden achtergelaten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Varkensmonitoring tijdens de operatie is onmisbaar en de normale parameters die tijdens de operatie worden verwacht, worden weergegeven in Tabel 1 3,14. De geschatte duur die nodig is om elke procedure uit te voeren, wordt weergegeven in Tabel 2.

Zoals eerder vermeld, voert dit lab deze procedures al 10 jaar uit. In deze periode zijn 595 leverexperimenten, 277 nierexpe...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Elk onderzoekscentrum moet zijn eigen protocollen en richtlijnen opstellen voor translationele onderzoeksmodellen; Er moeten echter enkele basisregels worden gevolgd om succesvolle resultaten te garanderen.

Eerst moet het varken aan een lichamelijk onderzoek worden onderworpen zodra het in de huisvesting aankomt. Vóór de procedure is in totaal 5-7 dagen conditionering nodig om het stressniveau te verminderen en het varken in staat te stellen het tijdens het tr...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.9% Sodium Chloride Irrigation, USPBaxterJF7124Saline
Angiocath 16 GA 1.88, 1.7 x 48 mmBD381157
Atropine sulfate (8 mg/20 mL - 0.4 mg/mL)West-Ward1773320 mL vial
Cook TPN Single Lumen Cathether SetCook medical G08132met 10 Fr peel away introducer set
Hickman 9.6 F single-lumen CV cathetherBard600560
Laryngoscope Heine
Midazolam (5 mg/mL)Sandoz4623796810 mL vial
Miller blade 4Heine185 mm blade lengte
Narketan (Ketamine - 100 mg/mL) Vetoquinal8-0022350 mL vial 
Nasal tracheal tube cuffed  7.0 mm I.D. Covidien86450
Optixcare eye lube voor honden en kattenAventix591430420 g
Percutaneous Sheath introducer set met integrale hemostaseklep/zijpoort voor gebruik -7.5 Fr. CathetersArrowSI-098808.5 Fr, 10 cm, 0.035 inch dia. Springdraad gids
Universal Electrosurgical Pad: Split met snoer3M9165
Valleylab Rocker Switch Pencil HolsterCovidienE2515H
Xylocaine 10% Spray AstraZeneca73050036lidocaine (10 mg/gemeten dosis)

Referenties

  1. Dehoux, J. P., Gianello, P. The importance of large animal models in transplantation. Frontiers in Bioscience: A Journal and Virtual Library. 12, 4864-4880 (2007).
  2. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), e2652(2011).
  3. Swindle, M. M. Swine in the Laboratory Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques. , Taylor & Francis Group, .CRC Press. (2015).
  4. Chum, H., Pacharinsak, C. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41 (11), 309-311 (2012).
  5. Prasanna, N., et al. Safety and efficacy of vasopressor administration through midline catheters. Journal of Critical Care. 61, 1-4 (2021).
  6. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  7. Kuck, K., Baker, P. D. Perioperative noninvasive blood pressure monitoring. Anesthesia and Analgesia. 127 (2), 408-411 (2017).
  8. Pour-Ghaz, I., et al. Accuracy of non-invasive and minimally invasive hemodynamic monitoring: where do we stand. Annals of Translational Medicine. 7 (17), 421(2019).
  9. Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909(2015).
  10. Parmentier, C., et al. Normothermic ex vivo pancreas perfusion for the preservation of pancreas allografts before transplantation. Journal of Visualized Experiments. (185), e63905(2022).
  11. McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocols. 7 (8), 1479-1496 (2012).
  12. Graham, A. S., Ozment, C., Tegtmeyer, K., Lai, S., Braner, D. A. V. Central venous catheterization. The New England Journal of Medicine. 356 (21), 21(2009).
  13. Taylor, R. W., Palagiri, A. V. Central venous catheterization. Critical Care Medicine. 35 (5), 1390-1396 (2007).
  14. Reed, R., et al. Accuracy of an oscillometric blood pressure monitor in anesthetized pigs. Laboratory Animals. 52 (5), 490-496 (2018).
  15. Musk, G. C., Costa, R. S., Tuke, J. Body temperature measurements in pigs during general anaesthesia. Laboratory Animals. 50 (2), 119-124 (2016).
  16. Aggarwal, S., Kang, Y., Freeman, J. A., Fortunato, F. L., Pinsky, M. R. Postreperfusion syndrome: Hypotension after reperfusion of the transplanted liver. Journal of Critical Care. 8 (3), 154-160 (1993).
  17. Manning, M. W., Kumar, P. A., Maheshwari, K., Arora, H. Post-reperfusion syndrome in liver transplantation-An overview. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (2), 501-511 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

VarkenschirurgieIntubatietechniekPerioperatieve ZorgChirurgische ModellenPreklinische ProtocollenOrgaanconservering

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.