Methodenartikel

Beeldgeleide optische coherentietomografie om structurele veranderingen in het netvlies van knaagdieren te beoordelen

DOI:

10.3791/64783

⸱

10 februari 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Ophthalmology, Optometry, and Vision Science, Eye Hospital, Wenzhou Medical University, 2Department of Ophthalmology, The First People's Hospital of Guiyang

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het hier gepresenteerde protocol beschrijft de procedures voor gegevensverzameling en gegevensanalyse voor beeldgeleide optische coherentietomografie (OCT) en demonstreert de toepassing ervan in meerdere knaagdiermodellen van oogziekten.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oogaandoeningen, zoals leeftijdsgebonden maculaire degeneratie, glaucoom, retinitis pigmentosa en uveïtis, gaan altijd gepaard met structurele veranderingen in het netvlies. Deze ziekten die de fundus aantasten, vertonen altijd typische afwijkingen in bepaalde celtypen in het netvlies, waaronder fotoreceptorcellen, retinale ganglioncellen, cellen in de retinale bloedvaten en cellen in de choroïdale vasculaire cellen. Niet-invasieve, zeer efficiënte en aanpasbare beeldvormingstechnieken zijn vereist voor zowel de klinische praktijk als fundamenteel onderzoek. Beeldgeleide optische coherentietomografie (OCT) voldoet aan deze vereisten omdat het fundusfotografie en OCT met hoge resolutie combineert, wat een nauwkeurige diagnose biedt van kleine laesies en belangrijke veranderingen in de retinale architectuur. Deze studie beschrijft de procedures voor gegevensverzameling en gegevensanalyse voor beeldgeleide OCT en demonstreert de toepassing ervan in knaagdiermodellen van choroïdale neovascularisatie (CNV), oogzenuwverbrijzeling (ONC), door licht geïnduceerde retinale degeneratie en experimentele auto-immuun uveïtis (EAU). Deze techniek helpt onderzoekers in het oogveld om structurele veranderingen in het netvlies van knaagdieren gemakkelijk, betrouwbaar en handelbaar te identificeren.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oogaandoeningen die de fundus aantasten, vertonen altijd typische afwijkingen in bepaalde celtypen in het netvlies, zoals fotoreceptorcellen, retinale ganglioncellen, cellen in de retinale bloedvaten en cellen in de choroïdale bloedvaten, die vervolgens de gezichtsscherpte van patiënten kunnen beïnvloeden1. Om onomkeerbare visuele beperkingen te voorkomen, zijn tijdige diagnoses en passende behandelingen vereist1. Optische coherentietomografie (OCT) wordt in de kliniek veel gebruikt om een reeks oogaandoeningen te evalueren, waaronder leeftijdsgebonden maculaire degeneratie, retinitis pigmentosa, glaucoom, uveïtis en netvliesloslating, onder andere 2,3,4. Dit soort niet-invasieve, zeer efficiënte en aanpasbare beeldvormingstechniek is ook nodig voor de tijdige evaluatie van de ziektetoestanden bij proefdieren 5,6,7,8,9,10.

Beeldgeleide optische coherentietomografie (OCT) maakt gebruik van interferometrie om dwarsdoorsnedebeelden van netvliezen van dieren te produceren met een longitudinale resolutie van 1,8 μm en een axiale resolutie van 2 μm. Het heeft ten minste drie voordelen bij het onderzoek naar architecturale veranderingen in het netvlies 2,3,4,5,6,7,8,9,10. Ten eerste is het een niet-invasieve techniek waarmee onderzoekers de locatie van interesse in hetzelfde netvlies van hetzelfde dier dynamisch kunnen volgen 5,6,7,8,9,10. Ten tweede vermindert deze eigenschap de steekproefomvang voor elk experiment aanzienlijk3. Ondertussen bespaart het veel tijd en moeite in onderzoeksprojecten 2,3,4,5,6,7,8,9,10. Ten derde verwerft beeldgeleide OCT kleurrijke fundusbeelden tijdens het vastleggen van OCT-beelden, waardoor gebruikers nauwkeurige en betrouwbare resultaten krijgen.

Dit manuscript beschrijft de procedures voor het verzamelen van beelden en gegevensanalyse voor beeldgeleide OCT en gaat dieper in op de toepassing ervan in muis- en rattenmodellen van choroïdale neovascularisatie (CNV)11,12, oogzenuwverbrijzeling (ONC)13,14,15,16, lichtgeïnduceerde retinale degeneratie 17,18,19,20,21 , en experimentele auto-immuun uveïtis (EAU)22,23. Met deze veelzijdige techniek kunnen onderzoekers gemakkelijk en efficiënt OCT-beelden met een hoge resolutie en fundusbeelden vastleggen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierprocedures voldeden aan de verklaring van de Association for Research on Vision and Ophthalmology over het gebruik van dieren in oogheelkundig en gezichtsonderzoek en werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van de Wenzhou Medical University (WMU). De ratten en muizen kregen vrije toegang tot water en voedsel met een omgevingslichtintensiteit van 18 lux op een donker/lichtcyclus van 12 uur.

1. Voorbereiding van de oogdiermodellen

  1. Muis laser-geïnduceerde choroïdale neovascularisatie (CNV) model11,12
    1. Verdoof 4 weken oude vrouwelijke muizen (C57BL/6J achtergrond) met ketamine en xylazine en verwijd de pupillen met tropicamide fenylefrine oogdruppels volgens stap 3.2. Beschouw de muis als goed verdoofd als er geen beweging wordt gedetecteerd na het knijpen in de teen.
    2. Schakel de lichtbronbox, de software en de laserbox in (golflengte: 532 nm), waarbij de uitgangsenergie is ingesteld op 100 mW en de duur op 100 ms.
    3. Plaats de muis op het experimentele platform en pas de positie van de muis en het platform aan totdat het zicht op de muisfundus vrij is.
    4. Druk op de Laser AAN-knop op het scherm van de laserbox en pas de focus van de rode laserreferentiespot aan. Verplaats de laserreferentievlek en stel deze in op één tot twee papillaire diameters verwijderd van de optische schijf. Bedien het voetpedaal om laserschade te veroorzaken.
    5. Voer onmiddellijk een controle uit om te bepalen of er onmiddellijk na de treffer een verdampende bubbel is opgetreden, wat een teken is van succesvolle laserschade. Genereer drie tot vijf laservlekken voor elk oog.
  2. Muis oogzenuw crush (ONC) model 13,14,15,16
    1. Verdoof vrouwelijke muizen (C57BL/6J-achtergrond) op postnatale dag (P) 21 tot P35 volgens stap 3.2. Beschouw de muis als goed verdoofd als er geen beweging wordt gedetecteerd na het knijpen in de teen.
    2. Plaats de muis onder een chirurgische microscoop en snijd het bindvlies van één oog in met behulp van een veerschaar, waarbij u ervoor zorgt dat de grootte van de incisie van het bindvlies ongeveer 1 mm is.
    3. Leg de intraorbitale oogzenuw bloot en plet met een fijne tang gedurende 5 s op 0,5 mm afstand van de optische schijf. Terwijl u dit doet, buigt u de orbitale spieren en de andere weefsels voorzichtig af en legt u ze opzij. Vermijd schade aan bloedvaten in het chirurgisch oog.
      OPMERKING: Wees voorzichtig, want de oogbol zal zwaaien bij het aanraken of plukken van de witte bosvormige oogzenuw.
    4. Breng oogzalf postoperatief aan om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
  3. Door licht geïnduceerde retinale degeneratie (LIRD) bij muizenmodel 17,18,19,20,21
    1. Voorbereidingen voor het experiment: Omsluit de muizenkooien (30 cm x 18 cm x 13 cm) met aluminiumfolie en een ijzeren gaasafdekking. Plaats elke kooi in een papieren doos (52 cm x 35 cm x 30 cm) met een wit lampje aan de bovenkant.
    2. Donkere aanpassing van 6 weken oude mannelijke muizen (BALB/c) 's nachts in de donkere kamer en verwijd vervolgens de ogen met behulp van tropicamide fenylefrine oogdruppels in elk oog. Verwijd de pupil volledig totdat 3/4 van het hoornvliesgebied niet meer bedekt is door de iris; Dit duurt vaak niet langer dan 3 minuten.
    3. Verlicht de muizen met 10.000 lux wit licht gedurende 2 uur. Houd de muizen postoperatief een nacht in het donker en keer dan terug naar een normale omgeving met donker licht. Om een effectieve lichtprikkel te garanderen, moet u altijd één muis in de kooi houden.
  4. Ratten experimenteel auto-immuun uveïtis (EAU) model
    1. Voorbereidingen voor het experiment: Emulgeer 2,5 mg hIRBP161-180 in volledig Freund's adjuvans (1:1 gewicht/volume) met 2,5 mg/ml Mycobacterium tuberculosis H37Ra 22,23.
    2. Injecteer 100 μl emulsie subcutaan in de linkervoetzool van elke mannelijke Lewis-rat (ongeveer 180 g).

2. Instelling van de OCT-module

  1. Sluit de glasvezel en de OCT-besturingskabel aan tussen de OCT-scankop en de OCT-engine (Afbeelding 1A). Lijn de inkeping op de vezel uit met een gleuf op de connector en steek de punt voorzichtig in totdat deze op zijn plaats zit (Afbeelding 1B).
    NOTITIE: Voordat u de stuurkabel aansluit, zet u de aan/uit-schakelaar van de OCT-motor UIT. De optische vezel is erg kwetsbaar, dus vermijd beide uiteinden van de vezelpunt (Figuur 1C). Het monteren en demonteren van de OCT-scankop en de glasvezel/kabel moet worden vermeden als deze module vaak wordt gebruikt.
  2. Draai de OCT-objectieflens van de muis of rat aan de voorkant van de machinebehuizing (Afbeelding 1A). Plaats de OCT-scankop op de OCT-lens, met de MR-focusindicator van de machinebehuizing af gericht (Afbeelding 1A).
  3. Zet de OCT-scankop vast met twee duimschroeven: één op de lens en één op de camerabody. Zet de scankop stevig vast.
  4. Zet de hoofdschakelaar aan, gevolgd door het cameralampje en vervolgens de OCT-software.
    OPMERKING: De camera heeft enige tijd nodig om op te starten voordat de computer hem kan vinden.

3. Voorbereiding van dieren op LGO-experimenten

  1. Druppel 10 minuten voor de OCT-experimenten tropicamide fenylefrine oogdruppels in de ogen van het dier en veeg overtollige oogdruppels weg met een schone handdoek.
  2. Injecteer 5 minuten voor het experiment 200 μL van de anesthesieoplossing in de muis en injecteer 2,0 ml intraperitoneaal in de rat. Beschouw de muis/rat als goed verdoofd als er geen beweging wordt gedetecteerd na het knijpen in de teen.
    OPMERKING: De anesthesieoplossingen waren samengesteld uit ketamine (12 mg/ml) en xylazine (1 mg/ml voor de muis en 2 mg/ml voor de rat) in zoutoplossing; meestal wordt 10 μL anesthesieoplossing per 1 g dierlijke lichaamsmassa aangebracht. De oplossingen werden maximaal 2 weken bij 4 °C bewaard.
  3. Zodra de anesthesie is toegediend, smeert u het hoornvlies in met gelzalf om uitdroging van het oogoppervlak te voorkomen.

4. Beeldgeleide OCT-beeldvorming

OPMERKING: De software-interface was verdeeld in drie delen: helderveldbeeld, OCT-besturingstabbladen en OCT-weergave (Afbeelding 2).

  1. Wanneer u naar de helderveldafbeelding kijkt, typt u indien nodig de annotatie van de dierinformatie.
  2. Schakel de besturingselementen voor de straalpositie in of uit met behulp van het selectievakje om een helderveldafbeelding vast te leggen met of zonder de lijnoverlay op de afbeelding.
  3. Als u de scanstraal nauwkeuriger wilt plaatsen, gebruikt u de pijlen Position Nudge voor nauwkeurige controle om deze omhoog, omlaag, naar links of naar rechts te richten. Kies de diktewaarden en kleur en kies een hoek voor de straal die gericht is op de locatie van interesse (bijvoorbeeld dik, zwart en 0). Sleep de versterkingswaarde naar 14 db.
  4. Ga naar de tabbladen OCT-controle. Selecteer in het menu Bestand/File_Settings en maak vervolgens een pad naar waar de OCT- en fundusafbeeldingen worden opgeslagen.
  5. Specificeer het scantype, de grootte en het dier (rat of muis); kies Oog, links of rechts, en Beeldvormingsmodus.
    OPMERKING: OCT kan lijn-, cirkel- en 3D-volumescantypen vastleggen met volledige, halve, kwart- en achtste formaten.
  6. Stel de beeldbesturingselementen in. Pas de waarden aan: 60 voor het contrast, 100 voor de gamma en 0 voor de helderheid.
  7. Plaats de muis op het experimentele platform en pas de positie van de muis en het platform aan totdat het zicht op de muisfundus duidelijk is. Pas de positie nauwkeurig aan om de optische schijf in het midden te lokaliseren.
  8. Stel de referentiearm in het begin in op 850 voor muizen en 830 voor ratten en pas vervolgens de positie nauwkeurig aan door op de knoppen <-1 of +1> te klikken. Pas de OCT-afbeelding horizontaal aan en verplaats de OCT-afbeelding vervolgens naar de bovenste 1/3 van de volledige weergave.
  9. Verplaats indien nodig de polarisatieschuifregelaar om de helderheid van het signaal door het netvlies aan te passen.
  10. Nadat u zowel een duidelijk en stabiel OCT-beeld als het fundusbeeld hebt waargenomen, stelt u het aantal frames in (meestal 20, 50, 80 of 100) en drukt u vervolgens op Gemiddeld.
    OPMERKING: Het duurt enkele seconden om de OCT-beelden vast te leggen. Een groter aantal frames betekent dat het langer duurt om het vastleggen van de afbeelding te voltooien, maar dat er een vastgelegde afbeelding van hogere kwaliteit wordt geproduceerd.
  11. Druk op Opslaan om de OCT- en fundusafbeeldingen op te slaan en klik vervolgens op Opnieuw opstarten om nog een voorbeeld vast te leggen.
    LET OP: De dieren mochten voor het ontwaken op een verwarmingsplaat van 37 °C bijkomen. De dieren werden niet onbeheerd achtergelaten totdat ze weer voldoende bewustzijn hadden gekregen om sternaal liggend te blijven. De dieren die een behandeling hadden ondergaan, werden pas teruggebracht naar het opfoksysteem van andere dieren als ze volledig hersteld waren.

5. Diktemeting en kwantitatieve analyse

LET OP: Deze OCT heeft ingebouwde analysesoftware. OCT-beelden kunnen met deze software worden gesegmenteerd en geanalyseerd (Afbeelding 3).

  1. Open de analysesoftware en open een OCT-afbeelding die moet worden geanalyseerd.
  2. Kies het aantal lagen en druk vervolgens op Eerste lagen ophalen (Afbeelding 3A). De software tekent de lagen automatisch.
  3. Klik op het potloodpictogram en verplaats vervolgens de stippen op de doellaag om de laag nauwkeurig aan te passen (Afbeelding 3A, B). Pas alle lagen zorgvuldig één voor één aan.
    OPMERKING: Het toevoegen van meer lagen is goed te doen. Klik op het Plus-pictogram, teken meerdere stippen over de OCT-afbeelding en druk vervolgens op het vinkje. Er wordt een nieuwe laag gemaakt.
  4. Zodra de fijne aanpassingen van de lagen zijn voltooid, exporteert u de gedetailleerde waarden (CSV-indeling) en verschillende afbeeldingstypen van de gesegmenteerde OCT (Figuur 3A).
    OPMERKING: Het is mogelijk om verschillende afbeeldingstypen te exporteren, waaronder lagen, dikte, diktekaart, lagen zonder OCT en schermafbeeldingen. De waarde in het midden die overlapt met de oogzenuw van elk beeld moet worden verlaten en op nul worden gezet, omdat er geen netvlieslaag is.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Beeldgeleide OCT kan worden gebruikt om de ontwikkeling van de laserspot bij lasergeïnduceerde choroïdale neovascularisatie (CNV) bij muizen te volgen. Zoals te zien is in figuur 1, passeerden de bloedvaten van pasgeborenen zowel het membraan van Bruch als de laag van het retinale pigmentepitheel (RPE) en vormden ze een fibrotisch litteken na laserletsel11,12. Deze laesieplek kan worden vastgelegd do...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol geeft instructies voor het verzamelen en meten van de dikte van beeldgeleide OCT. Door de vier meest populaire knaagdiermodellen van oogziekten te demonstreren, ontdekten de onderzoekers dat beeldgeleide OCT uitstekende prestaties leverde bij het onderzoeken van drastische structurele veranderingen in het netvlies. In feite kunnen met afbeeldingen met een hoge resolutie kleine laesies ook gemakkelijk worden gevonden in OCT-afbeeldingen. Met behulp van beeldgeleide OCT vond e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Geen van de auteurs heeft belangenconflicten om bekend te maken.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs bedanken de leden van het State Key Laboratory of Ophthalmology, Optometry, and Vision Science voor hun technische ondersteuning en nuttige opmerkingen over het manuscript. Dit werk werd ondersteund door subsidies van de National Natural Science Foundation of China (82101169, 81800857, 81870690), de Zhejiang Provincial Natural Science Foundation of China (LGD22H120001, LTGD23H120001, LTGC23H120001), het programma van Wenzhou Science and Technology Bureau of China (Y20211159), het Guizhou Science and Technology Support Project (Qiankehezhicheng [2020] 4Y146) en het project van het State Key Laboratory of Ophthalmology, Optometrie en Vision Science (nr. K03-20220205).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
BALB/c muisBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., LtdBereiding van diermodel
C57BL/6JNifdc muisBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., LtdBereiding van diermodel
Carbomer Eye GelFabrik GmbH Subsidiary of Bausch & LombBevochtigen van het hoornvlies 
Complete Freund’s adjuvantSigma F5881EAU experiment
Experimentele platformPhoenix Technology GroupBereiding van diermodel
hIRBP161-180Shanghai Sangon Biological Engineering Technology & Services Co., Ltd.EAU experiment
KetamineCeva Sante AnimaleAlgemene anesthesie
Laser boxHaag-Streit GroupMerilas 532αBereiding van diermodel
Lewis ratBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., LtdBereiding van diermodel
Mycobacterium Tuberculosis H37RASigma 344289EAU experiment
Phoneix Micron IV met beeldgestuurde OCT en beeldgestuurde laserPhoenix Technology GroupBereiding van diermodel
WeefseltangSuzhou Mingren Medical Instrument Co., LtdMR-F101A-5Bereiding van diermodel
Tropicamide Phenylephrine oogdruppelsSANTEN OY, JapanOogdilatatie
Vannas schaarSuzhou Mingren Medical Instrument Co., LtdMR-S121ABereiding van diermodel
XylazinCeva Sante AnimaleAlgemene anesthesie

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cen, L. -P., et al. Automatic detection of 39 fundus diseases and conditions in retinal photographs using deep neural networks. Nature Communications. 12, 4828(2021).
  2. Kashani, A. H., et al. Optical coherence tomography angiography: A comprehensive review of current methods and clinical applications. Progress in Retinal and Eye Research. 60, 66-100 (2017).
  3. Cheng, D., et al. Inner retinal microvasculature damage correlates with outer retinal disruption during remission in Behçet's posterior uveitis by optical coherence tomography angiography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (3), 1295-1304 (2018).
  4. Lin, R., et al. Relationship between cone loss and microvasculature change in retinitis pigmentosa. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (14), 4520-4531 (2019).
  5. Dietrich, M., et al. Using optical coherence tomography and optokinetic response as structural and functional visual system readouts in mice and rats. Journal of Visualized Experiments. (143), e58571(2019).
  6. Jagodzinska, J., et al. Optical coherence tomography: Imaging mouse retinal ganglion cells in vivo. Journal of Visualized Experiments. (127), e55865(2017).
  7. Ye, Q., et al. In vivo methods to assess retinal ganglion cell and optic nerve function and structure in large animals. Journal of Visualized Experiments. (180), e62879(2022).
  8. Mai, X., Huang, S., Chen, W., Ng, T. K., Chen, H. Application of optical coherence tomography to a mouse model of retinopathy. Journal of Visualized Experiments. (179), e63421(2022).
  9. Allen, R. S., Bales, K., Feola, A., Pardue, M. T. In vivo structural assessments of ocular disease in rodent models using optical coherence tomography. Journal of Visualized Experiments. (161), e61588(2020).
  10. Kokona, D., Jovanovic, J., Ebneter, A., Zinkernagel, M. S. In vivo imaging of Cx3cr1gfp/gfp reporter mice with spectral-domain optical coherence tomography and scanning laser ophthalmoscopy. Journal of Visualized Experiments. (129), e55984(2017).
  11. Yan, M., Li, J., Yan, L., Li, X., Chen, J. -G. Transcription factor Foxp1 is essential for the induction of choroidal neovascularization. Eye and Vision. 9 (1), 10(2022).
  12. Wolf, A., Herb, M., Schramm, M., Langmann, T. The TSPO-NOX1 axis controls phagocyte-triggered pathological angiogenesis in the eye. Nature Communications. 11, 2709(2020).
  13. Li, L., et al. Longitudinal morphological and functional assessment of RGC neurodegeneration after optic nerve crush in mouse. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 109(2020).
  14. Zhang, Y., et al. Elevating growth factor responsiveness and axon regeneration by modulating presynaptic inputs. Neuron. 103 (1), 39-51 (2019).
  15. Wang, J., et al. Robust myelination of regenerated axons induced by combined manipulations of GPR17 and microglia. Neuron. 108 (5), 876-886 (2020).
  16. Tian, F., et al. Core transcription programs controlling injury-induced neurodegeneration of retinal ganglion cells. Neuron. 110 (16), 2607-2624 (2022).
  17. Wu, K. -C., et al. Deletion of miR-182 leads to retinal dysfunction in mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (4), 1265-1274 (2019).
  18. Rattner, A., Nathans, J. The genomic response to retinal disease and injury: Evidence for endothelin signaling from photoreceptors to glia. Journal of Neuroscience. 25 (18), 4540-4549 (2005).
  19. Rattner, A., Toulabi, L., Williams, J., Yu, H., Nathans, J. The genomic response of the retinal pigment epithelium to light damage and retinal detachment. Journal of Neuroscience. 28 (39), 9880-9889 (2008).
  20. Hahn, P., et al. Deficiency of Bax and Bak protects photoreceptors from light damage in vivo. Cell Death & Differentiation. 11 (11), 1192-1197 (2004).
  21. Fan, J., et al. Maturation arrest in early postnatal sensory receptors by deletion of the miR-183/96/182 cluster in mouse. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (21), 4271-4280 (2017).
  22. Zhou, J., et al. A combination of inhibiting microglia activity and remodeling gut microenvironment suppresses the development and progression of experimental autoimmune uveitis. Biochemical Pharmacology. 180, 114108(2020).
  23. Okunuki, Y., et al. Retinal microglia initiate neuroinflammation in ocular autoimmunity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (20), 9989-9998 (2019).
  24. Dai, X., et al. Rodent retinal microcirculation and visual electrophysiology following simulated microgravity. Experimental Eye Research. 194, 108023(2020).
  25. Dai, X., et al. Photoreceptor degeneration in a new Cacna1f mutant mouse model. Experimental Eye Research. 179, 106-114 (2019).
  26. Liu, Y., et al. Mouse models of X-linked juvenile retinoschisis have an early onset phenotype, the severity of which varies with genotype. Human Molecular Genetics. 28 (18), 3072-3090 (2019).
  27. Ou, J., et al. Synaptic pathology and therapeutic repair in adult retinoschisis mouse by AAV-RS1 transfer. Journal of Clinic Investigation. 125 (7), 2891-2903 (2015).
  28. Xiang, L., et al. Depletion of miR-96 delays, but does not arrest, photoreceptor development in mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (4), 24(2022).
  29. Huang, X. -F., et al. Functional characterization of CEP250 variant identified in nonsyndromic retinitis pigmentosa. Human Mutation. 40 (8), 1039-1045 (2019).
  30. Jonnal, R. S., et al. A review of adaptive optics optical coherence tomography: Technical advances, scientific applications, and the future. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 57 (9), 51(2016).
  31. Dong, Z. M., Wollstein, G., Wang, B., Schuman, J. S. Adaptive optics optical coherence tomography in glaucoma. Progress in Retinal and Eye Research. 57, 76-88 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Structurele veranderingen van het netvliesbeeldvorming van het knaagdiernetvliesfundusfotografiechoroidale neovascularisatieverbrijzeling van de oogzenuwretinale degeneratieauto immuunuve tisfotoreceptorenretinale ganglioncellen
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen