Methodenartikel

Een silicosemuismodel dat tot stand komt door herhaalde inademing van kristallijn silicastof

3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64862

⸱

6 januari 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Key Laboratory of Industrial Dust Control and Occupational Health of the Ministry of Education, Anhui University of Science and Technology, 2Key Laboratory of Industrial Dust Deep Reduction and Occupational Health and Safety of Anhui Higher Education Institutes, Anhui University of Science and Technology, 3Anhui Province Engineering Laboratory of Occupational Health and Safety, 4School of Medicine, Department of Medical Frontier Experimental Center, Anhui University of Science and Technology

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een methode voor het opstellen van een muismodel van silicose door herhaalde blootstelling aan silicasuspensies via een neusinfuus. Dit model kan efficiënt, gemakkelijk en flexibel het pathologische proces van menselijke silicose nabootsen met een hoge herhaalbaarheid en economie.

Samenvatting

Silicose kan worden veroorzaakt door blootstelling aan respiratoir kristallijn silicastof (CSD) in een industriële omgeving. De pathofysiologie, screening en behandeling van silicose bij mensen zijn allemaal uitgebreid bestudeerd met behulp van het muissilicosemodel. Door muizen herhaaldelijk CSD in hun longen te laten inhaleren, kunnen de muizen de klinische symptomen van menselijke silicose nabootsen. Deze methodologie is praktisch en efficiënt in termen van tijd en output en veroorzaakt geen mechanisch letsel aan de bovenste luchtwegen als gevolg van een operatie. Bovendien kan dit model met succes het acute/chronische transformatieproces van silicose nabootsen. De belangrijkste procedures waren als volgt. Het gesteriliseerde CSD-poeder van 1-5 μm werd volledig gemalen, gesuspendeerd in zoutoplossing en gedurende 30 minuten in een ultrasoon waterbad gedispergeerd. Muizen onder isofluraan-geïnduceerde anesthesie schakelden gedurende ongeveer 2 seconden over van oppervlakkige snelle ademhaling naar diepe, langzame aspiratie. De muis werd in de palm van een hand geplaatst en de duimtop raakte zachtjes de liprand van de kaak van de muis om de luchtweg recht te trekken. Na elke uitademing ademden de muizen de silicasuspensie druppel voor druppel in door één neusgat, waardoor het proces binnen 4-8 s werd voltooid. Nadat de ademhaling van de muizen was gestabiliseerd, werd hun borst gestreeld en gestreeld om te voorkomen dat de geïnhaleerde CSD zou worden opgehoest. De muizen werden vervolgens teruggebracht naar de kooi. Concluderend kan dit model CSD kwantificeren langs de typische fysiologische doorgang van kleine deeltjes in de longen, van de bovenste luchtwegen naar de terminale bronchiolen en longblaasjes. Het kan ook de terugkerende blootstelling van werknemers als gevolg van het werk nabootsen. Het model kan door één persoon worden uitgevoerd en heeft geen dure apparatuur nodig. Het simuleert handig en effectief de ziektekenmerken van menselijke silicose met een hoge herhaalbaarheid.

Inleiding

Werknemers worden onvermijdelijk blootgesteld aan onregelmatig kristallijn silicastof (CSD), dat kan worden ingeademd en giftiger is in tal van beroepscontexten, waaronder mijnbouw, aardewerk, glas, kwartsverwerking en beton 1,2. Een chronische aandoening bij het inademen van stof, bekend als silicose, veroorzaakt progressieve longfibrose3. Volgens epidemiologische gegevens is de incidentie van silicose de afgelopen decennia wereldwijd afgenomen, maar de laatste jaren neemt het toe en treft het jongere mensen 4,5,6. Het onderliggende mechanisme van silicose vormt een grote uitdaging voor wetenschappelijk onderzoek vanwege het sluipende begin en de langdurige incubatietijd. Het is nog onbekend hoe silicose ontstaat. Bovendien kan geen enkel huidig medicijn de progressie van silicose en omgekeerde longfibrose stoppen.

De huidige muismodellen voor silicose omvatten tracheale inname van een gemengde suspensie van CSD. Bijvoorbeeld, het toedienen van CSD in de longen door het cervicale luchtpijptrauma na anesthesie over te nemen, voldoet niet aan herhaalde menselijke blootstelling aan kleurstof. Het effect van blootstelling aan omgevingsstof op personen kan worden bestudeerd door hen bloot te stellen aan koolzuurhoudende stoffen in de vorm van aerosolen, die de concentraties van deze giftige stof in het milieu nauwkeuriger weergeven8. CSD uit de omgeving kan echter niet zomaar rechtstreeks in de longen worden ingeademd vanwege de unieke fysiologische structuur van de muizenneus9. Bovendien is de apparatuur die aan deze technologie is gekoppeld duur, wat ertoe heeft geleid dat onderzoekers het muizensilicosemodel10 opnieuw hebben geëvalueerd. Door binnen 2 weken vijf keer CSD-suspensie via een neusinfuus te inhaleren, was het mogelijk om een dynamisch model van silicose op te bouwen. Dit model is consistent en veilig en toch gebruiksvriendelijk. Het is belangrijk op te merken dat deze studie herhaalde inhalatie van CSD bij muizen mogelijk maakt. Het silicosemodel voor muizen dat via deze procedure wordt gemaakt, zal naar verwachting gunstiger zijn voor onderzoeksvereisten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures volgden de richtlijnen van de National Institutes of Health's Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH-publicatie nr. 8023, herzien in 1978) en werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van de Medical School van de Anhui University of Science and Technology.

1. Muizen beheren en voeren

  1. Wijs 20 gezonde C57BL/6 mannelijke muizen toe aan de experimentele of voertuiggroepen in een verhouding van 1:1. Laat de muizen 1 week wennen aan de nieuwe omgeving.
  2. Zorg voor een constante lichttijd van 12 uur per dag. Gebruik een tijdschakelaar voor nauwkeurige timing.

2. Voorbereiding van de CSD-schorsing

  1. Maal het silica ten minste 1 dag voor neusdruppels gedurende 0,5 uur in een agaatvijzel.
  2. Let op de grootte en vorm van de kristaldeeltjes. Maak representatieve foto's met behulp van scanning-elektronenmicroscopie (SEM).
    1. Gebruik geleidende tape om de deeltjes te binden om het monster voor te bereiden op SEM. Gebruik een föhn om de siliciumdeeltjes die niet stevig zijn gehecht voorzichtig weg te blazen.
    2. Evacueer de monsterkamer, zet de hoge druk aan en leg het beeld vast.
      NOTITIE: De werkafstand (WD) tussen de lens en het monster is 5.9 mm, de acceleratiespanning is 2.0 kV en de vergroting (Mag) is 100.000x, met behulp van de SignalA-detector. De deeltjes worden onregelmatig gekristalliseerd en hebben voor ongeveer 80% een diameter van 1-5 μm (Figuur 1A).
  3. Maak een steriele CSD-suspensie van 20 mg/ml. Verdun de CSD met steriele zoutoplossing en meng het met een ultrasone shaker (40 kHz, 80 W) bij kamertemperatuur (RT) gedurende 30 min.
  4. Roer en meng de CSD-suspensie grondig op een vortexmixer gedurende 10 seconden voordat u de neusdruppels toedient.

3. Toedienen van neusdruppels aan muizen

  1. Verdoof een muis snel met 2% isofluraan in een dosis van 3,6 ml/uur in een anesthesieapparaat (Figuur 1B, linkerpaneel).
    NOTITIE: Anesthesie moet worden uitgevoerd in een zuurkast om inademing van het verdovingsmiddel door de technicus te voorkomen. Zorg voor voldoende diepte van anesthesie door de verandering van snelle en onregelmatige ademhaling naar een langzame en stabiele toestand bij de muizen te observeren.
  2. Druppel 50 μL van de CSD nasaal binnen 4-8 s (Figuur 1B, rechts).
    1. Plaats voor het neusinfuus de kop van de muis met het topje van de wijsvinger op het metacarpofalangeale gewricht van de onderzoeker.
    2. Houd de muis in buikligging, met vier vingers licht gebogen en het topje van de duim lichtjes de onderlip van de muis aanrakend om de luchtweg recht te trekken. Vermijd het aanraken van de keelholte om de kokhalsreflex op te wekken.
    3. Zuig 50 μl vloeistof op met een pipet van 200 μl. Laat de vloeistof in de neusholte van de muis vallen in drie tot vier verdeelde doses, afhankelijk van de ademhalingsfrequentie van de muis. Elke instillatie moet bestaan uit 15 tot 20 μl vloeistof. Dien de druppels eens in de 3 dagen toe, 5x binnen 12 dagen. Behandel de controlemuis met een gelijke hoeveelheid zoutoplossing.
  3. Masseer zachtjes het hartgebied van de muis 5x-10x gedurende 5 s.
    1. Houd het lichaam van de muis vast met de handpalm, knijp met de duim en wijsvinger in de huid aan de achterkant van de nek en fixeer de achterpoten van de muis met de andere vingers. Druk vervolgens zachtjes met de wijsvinger van de andere hand 5-10 keer in een periode van 5 seconden op het hartkloppende gebied van de muis.
  4. Wanneer de ademhaling van de muis is gestabiliseerd, plaatst u hem in een herstelkooi met een verwarmingskussen en observeert u totdat hij herstelt van de anesthesie, en brengt u de muis terug naar zijn thuiskooi. Offer de muis na 31 dagen.

4. Het verzamelen van het longweefsel en het voorbereiden van een paraffinesectie

  1. Injecteer 0,18 ml 10% chloraalhydraat intraperitoneaal en zorg ervoor dat de muizen niet reageren op teen- of staartstimulatie (uitgevoerd met behulp van de getande pincet). Ga dan verder met de volgende stap.
  2. Bevestig de muizenledematen op een schuimrubberen testbord en spuit met 75% alcohol om de vacht te bevochtigen. Verwijder het grootste deel van de thoracale ribben in de middellijn van het sleutelbeen en open de borstholte van de muizen om het hart en de longen bloot te leggen.
  3. Knip onmiddellijk het rechter atrium open met een oogheelkundige chirurgische schaar en injecteer langzaam 20 ml fosfaatbuffer (PBS) uit de hartpunt bij de linker boezemslag met de grootste amplitude om het hele bloed te laten stromen. Verwijder vervolgens de onderste kwab van de rechterlong en bewaar deze bij -80 °C voor western blotting-analyse.
  4. Blijf na de PBS-injectie 10 ml 4% paraformaldehyde (PFA) op dezelfde plaats doorbloeden. Verzamel de resterende long en bewaar het monster in 30 ml 4% PFA voor pathologische analyse.
  5. Na 72 uur fixatie de monsters in paraffine inbedden.
    1. Dehydrateer de weefsels door middel van een graduele reeks ethanol (EtOH)-verdunningen in gedeïoniseerd water (60%, 70%, 80%, 90%, 100%) gedurende elk 1 uur bij RT. Verwijder het monster in twee wasbeurten xyleen gedurende elk 1 uur.
    2. Infiltreer de monsters met de gesmolten paraffinewas door verhitting tot 50 °C gedurende 2 uur. Herhaal dit proces in een andere cilinder. Koel de wasvormen met tissues gedurende 1 uur om uit te harden.
    3. Nadat de was is uitgehard en het weefsel is ingebed, gebruikt u een paraffinesnijmachine om het weefsel op 5 μm te snijden. De precieze stappen voor het doorsnijden en monteren van de sledes werden eerder beschreven11.
      OPMERKING: Voldoende weefselperfusie wordt aangegeven door het ontwikkelen van spiertrekkingen en het draaien van de staart in een "S"-vorm of flexie na ontvangst van 10 ml 4% PFA.

5. Hematoxyline- en eosine (HE)-kleuring uitvoeren

  1. Verwarm de in paraffine ingebedde weefsels gedurende meer dan 4 uur op een hete plaat (60 °C) om hechting aan de objectglaasjes mogelijk te maken en de deparaffinatie te verbeteren.
  2. Dewax en hydrateer paraffinesecties. Week de objectglaasjes met monsters telkens 2x gedurende 30 minuten in xyleen. Dompel ze vervolgens in watervrije ethanol en vervolgens in respectievelijk 95%, 85%, 75% alcohol en gedeïoniseerd water gedurende 5 minuten.
  3. Voer hematoxyline- en eosinekleuring uit. Kleur de weefsels gedurende 10 minuten in een hematoxylinekleuringsemmer. Spoel ze af met zacht stromend water gedurende 5 minuten. Dompel de objectglaasjes vervolgens 10 s in de eosinekleuringsemmer.
  4. Dehydrateer de monsters in 75%, 85%, 95% en watervrije ethanol gedurende elk 5 minuten. Maak de weefselsecties vrij door ze gedurende 5 minuten onder te dompelen in xyleen. Sluit de sectie af met ongeveer 60 μL neutrale harsdruppels. Plaats de schuif van het deksel over het gedeelte en laat het voorzichtig zakken om luchtbellen te voorkomen.

6. Masson-kleuring uitvoeren

  1. Ontwas en hydrateer de paraffinemonsters, zoals vermeld in stap 5.2. Kleur vervolgens de celkernen gedurende 10 minuten met 50% Hematoxyline van Weigert. Week het weefsel gedurende 10 s in zure ethanolliquefactie en spoel de weefselglaasjes voorzichtig af met stromend water om de kernen blauw te maken.
    NOTITIE: Bereid de hematoxylinekleuringsoplossing van de Weigert onmiddellijk voor gebruik.
  2. Kleur de monsters gedurende 7 minuten met druppels Lichun rode kleuringsoplossing (40 μL voor elk weefselglaasje) en was ze gedurende 1 minuut met een zwakzure werkoplossing (30% zoutzuur) om de ongebonden rode kleurstof Lichun te verwijderen.
  3. Dompel ze 20 s in 95% alcohol en dehydrateer ze 2x met watervrije ethanol gedurende 1-3 s elk. Maak daarna de weefsels schoon met xyleen en sluit ze af met 60 μL neutrale harsdruppels, zoals vermeld in stap 5.4.

7. Sirius roodkleuring uitvoeren

  1. Dewax en hydrateer paraffinesecties zoals vermeld in stap 5.2.
  2. Infiltreer de secties gedurende 1 uur met Sirius rode kleuringsoplossing.
  3. Kleuring van de celkernen van de monsters gedurende 8-10 minuten met Mayer hematoxylinekleuringsoplossing. Spoel ze voorzichtig af met stromend water gedurende 10 minuten. Droog vervolgens de weefselglaasjes uit en verwijder ze. Verzegel ze zoals vermeld in stap 5.4.

8. Uitvoeren van immunohistochemie

  1. Ontwas en hydrateer de paraffinemonsters zoals beschreven in stap 5.2.
  2. Infiltreer de monsters met een 3 mg/ml EDTA-antigeenoplossing van ongeveer 30 ml. Kook gedurende 20-30 min. Was de weefsels met gedeïoniseerd water en incubeer ze vervolgens gedurende 5 minuten in een fosfaatgebufferde oplossing met 0,5% Tween-20 (PBST).
  3. Week de monsters gedurende 15 minuten met 0,3% waterstofperoxide-oplossing om het endogene peroxidase in de monsters te inactiveren. Was ze 3x met PBST gedurende 5 minuten per keer.
    NOTITIE: De 0.3% waterstofperoxide-oplossing moet vers worden gemaakt in een lichtdichte omgeving.
  4. Permeabiliseer het membraan van monsters gedurende 15 minuten met 0,3% Triton-100-oplossing. Blokkeer vervolgens met 30-40 μL 5% runderserumalbumine (BSA) gedurende 1 uur.
  5. Verwijder de blokkerende oplossing. Voeg verdunde primaire antilichamen NF-κB (verdunning 1:200) en CD68 (verdunning 1:1.000) toe en incubeer de monsters een nacht bij 2-8 °C in een IHC-natte doos met microscoopglaasje om verdamping en licht te voorkomen.
  6. Breng ze de volgende dag 1 uur over naar RT. Was ze vervolgens 3x met PBST gedurende 5 minuten elk.
  7. Incubeer de monsters gedurende 1 uur in met mierikswortelperoxidase gelabelde secundaire antilichamen van konijnen tegen mierikswortelperoxidase (verdunningsverhouding 1:500) bij RT en was ze 3x gedurende 5 minuten met PBST.
    OPMERKING: Zowel primaire als secundaire antilichamen werden verdund met 5% BSA.
  8. Incubeer monsters met het 3,3'-diaminobenzidine (DAB)-substraat dat overeenkomt met het enzym-gelabelde antilichaam gedurende 5-20 minuten. Stop de reactie met gedeïoniseerd water wanneer de optimale kleurintensiteit is bereikt.
    OPMERKING: De DAB-oplossing moet vers worden bereid en tegen licht worden beschermd. De kleurontwikkelingsreactie moet in realtime onder de microscoop worden geobserveerd om te bepalen wanneer de kleuring moet worden gestopt. Positieve exemplaren vertonen intense kleuring, terwijl negatieve exemplaren geen kleur ontwikkelen.
  9. Kleuring van de monsters gedurende 30 s met Weigert hematoxyline. Spoel de tissues vervolgens 1 minuut onder stromend water. Droog, verwijder en verzegel vervolgens de weefselglaasjes, zoals vermeld in stap 5.4.

9. Uitvoeren van western blotting analyse

  1. Lyseer het longweefsel om eiwitten te extraheren. Voeg 200 μL RIPA werkoplossing toe aan 20 mg longweefsel.
  2. Homogeniseer het weefsel gedurende 5 minuten op ijs met behulp van een elektrische handmolen en incubeer gedurende 1 uur op ijs met zacht schudden. Centrifugeer het homogenaat daarna gedurende 15 minuten bij 4 °C bij 14.800 x g.
  3. Verzamel het supernatans en bepaal de eiwitconcentratie met de BCA-eiwittestkit. Maak de eiwitopslagoplossing met RIPA bij 6 μg/μL eiwit. Voeg 20 μL 5x laadbuffer toe aan de 80 μL van het eiwitlysaat. Verstoor de secundaire eiwitstructuur door de eiwithoudende microcentrifugebuisjes gedurende 20 minuten in een metalen bad (100 °C) te verwarmen.
  4. Na afkoeling 100 μl van de eiwitopslagoplossing in elke buis gieten en de monsters in een koelkast van -80 °C bewaren. Verdun de eiwitconcentratie tot 2-3 μg/μL met 1x laadbuffer vóór elektroforese.
    NOTITIE: Het eiwitextractieproces moet op ijs worden uitgevoerd. Voeg voor de RIPA werkoplossing 1 μL 100 mM fenylmethylsulfonylfluoride (PMSF) toe aan 99 μL RIPA om de afbraak van gefosforyleerd eiwit te remmen.  Bereid 1x laadbuffer voor door 5x laadbuffer te verdunnen met RIPA in een verhouding van 1:4.
  5. Voeg 20 μg monsters toe aan elk putje en laat de gel lopen. Gebruik voor 5% geconcentreerde gels 80 V gedurende 20 minuten om de eiwitten vanaf hetzelfde startpunt te elektroforeren. Voor 10% geïsoleerde gels, gedurende 1 uur op 100 V laten draaien om de eiwitten met verschillende molecuulgewichten zoveel mogelijk te kunnen scheiden.
  6. Activeer het PVDF-membraan vooraf met methanol gedurende 20 s. Breng de eiwitten over naar het PVDF-membraan met behulp van de natte overdrachtsmethode met een stroom van 400 mA gedurende 1-2 uur.
    NOTITIE: Zorg ervoor dat de elektroforesetank en de elektrotransfertank horizontaal staan. Koel de hele tank met ijs, want het membraanoverdrachtsproces genereert veel warmte.
  7. Was het membraan met TBST-oplossing gedurende 5 minuten per keer, 5x. Blokkeer vervolgens met 5% BSA of 5% magere melk gedurende 1 uur. Verdun de primaire antilichamen NF-κB (1:1.000) en β-actine (1:1.000) met 5% BSA. Dompel de strips onder in de antilichaamoplossing en schud de strips een nacht zachtjes bij 2-8 °C.
  8. Was de strips met PBST. Verdun vervolgens mierikswortelperoxidase (HRP)-geconjugeerd geit anti-konijn secundair antilichaam (1:10.000) en incubeer ze in het verdunde secundaire antilichaam gedurende 1 uur bij RT met zacht schudden.
  9. Bereid een verbeterde chemiluminescentieontwikkelaar (ECL) voor, laat deze op de strip vallen en incubeer gedurende 3 minuten.
  10. Stel de strip gedurende 20 seconden bloot aan een gelimager. Meet de grijswaarde van de strip om het eiwitniveau te beoordelen met behulp van systeemsoftware. Gebruik β-actine als interne controle.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De potentiële pathogenese van silicose bij muizen werd onderzocht met behulp van de voorgestelde methode. We ontdekten dat het lichaamsgewicht van de muizen in de experimentele groep significant afnam ten opzichte van de controlegroep en dat het lichaamsgewicht langzaam herstelde na stopzetting van de blootstelling. Vanwege de geoptimaliseerde dosis die hier werd gebruikt, werd in dit experiment geen sterfte waargenomen bij aan silica blootgestelde muizen. Het technische stappenplan van herhaalde neusdruppel naar CSD wor...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Silicose muismodellen zijn cruciaal voor het bestuderen van de pathogenese en behandeling van silicose. Dit protocol beschrijft een methode voor het opstellen van een model van silicose bij muizen door herhaalde nasale blootstelling. Deze methode maakt het mogelijk om de pathologische kenmerken van silicose geïnduceerd door verschillende blootstellingstijden te bestuderen. Muizen werden verdoofd aan een beademingsapparaat en hun ademhalingsfrequentie werd gecontroleerd. De aanvankelijke korte, snelle ademhaling vertraagd...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat er geen sprake is van belangenverstrengeling.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door het University Synergy Innovation Program van de provincie Anhui (GXXT-2021-077) en het Anhui University of Science and Technology Graduate Innovation Fund (2021CX2120).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.5 mL tubeBiosharpBS-05-M
10% formalin neutral fixativeNanchang Yulu Experimental Equipment Co.NA
Adobe IllustratorAdobe NA
Alcohol disinfectantXintai Kanyuan Disinfection Products Co.NA
CD68Abcamab125212
Citrate antigen retrieval solutionbiosharp life scienceBL619A
DAB chromogenic kitNJJCBioW026-1-1
Dimethyl benzeneWest Asia Chemical Technology (Shandong) CoNA
Enhanced BCA protein assay kitBeyotime BiotechnologyP0009
Hematoxylin and Eosin (H&E)Beyotime BiotechnologyC0105S
HRP substrateMillipore CorporationP90720
HRP-conjugated Affinipure Goat Anti-Rabbit IgG(H+L)ProteintechSa00001-2
Iceacetic acidWest Asia Chemical Technology (Shandong) CoNA
ImageJNIHNA
IsofluraneRWD Life ScienceR510-22
Masson's Trichrome stain kitSolarbioG1340
MethanolMacklinNA
MicrotubesMilliporeAXYMCT150CS
NF-κB p65Cell Signaling Technology8242S
Oscillatory thermostatic metal bathAbsonNA
Paraffin embedding machinePrecision (Changzhou) Medical Equipment Co.PBM-A
Paraffin SlicerJinhua Kratai Instruments Co.NA
Phosphate buffer (PBS) BiosharpBL601A
Physiological saline The First People's Hospital of Huainan CityNA
PipettesEppendorfNA
PMSFBeyotime BiotechnologicalST505
Polarized light microscopeOlympusBX51
Precision balanceAcculabALC-110.4
Prism7.0GraphPad Version 7.0
PVDF membranesMillipore3010040001
RIPA lysis bufferBeyotime BiotechnologyP0013B
RODI IOT intelligent multifunctional water purification systemRSJRODI-220BN
Scilogex SK-D1807-E 3D ShakerScilogexNA
SDS-PAGE gel preparation kitBeyotime BiotechnologyP0012A
Silicon dioxidSigma#BCBV6865
Sirius red stainingNanjing SenBeiJia Biological Technology Co., Ltd.181012
Small animal anesthesia machineAnhui Yaokun Biotech Co., Ltd.ZL-04A
Universal Pipette Tips (0.1–10 µL)KIRGENKG1011
Universal Pipette Tips (100–1000 µL)KIRGENKG1313
Universal Pipette Tips (1–200 µL)KIRGENKG1212
Vortex mixer VWRNA
ZEISS GeminiSEM 500Zeiss GermanySEM 500
β-actinBiossbs-0061R

Referenties

  1. Olsson, A., Kromhout, H. Occupational cancer burden: the contribution of exposure to process-generated substances at the workplace. Molecular Oncology. 15 (3), 753-763 (2021).
  2. The Lancet Respiratory. The world is failing on silicosis. The Lancet. Respiratory Medicine. 7 (4), 283(2019).
  3. Weissman, D. N. Progressive massive fibrosis: An overview of the recent literature. Pharmacology & Therapeutics. 240, 108232(2022).
  4. Lancet, C. C., Yu, I. T., Chen, W. Silicosis. Lancet. 379 (9830), 2008-2018 (2012).
  5. Mazurek, J. M., Wood, J., Blackley, D. J., Weissman, D. N. Coal workers' pneumoconiosis-attributable years of potential life lost to life expectancy and potential life lost before age 65 years - United States, 1999-2016. MMWR. Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (30), 819-824 (2018).
  6. Voelker, R. Black Lung resurgence raises new challenges for coal country physicians. JAMA. 321 (1), 17-19 (2019).
  7. Nakashima, K., et al. Regulatory role of heme oxygenase-1 in silica-induced lung injury. Respiratory Research. 19 (1), 144(2018).
  8. Li, Y., et al. Minute cellular nodules as early lesions in rats with silica exposure via inhalation. Veterinary Sciences. 9 (6), 251(2022).
  9. Salehi, F., et al. Immunological responses in C3H/HeJ mice following nose-only inhalation exposure to different sizes of beryllium metal particles. Journal of Applied Toxicology. 29 (1), 61-68 (2009).
  10. Yang, T., et al. Emodin suppresses silica-induced lung fibrosis by promoting Sirt1 signaling via direct contact. Molecular Medicine Reports. 14 (5), 4643-4649 (2016).
  11. Cornell, W. C., et al. Paraffin embedding and thin sectioning of microbial colony biofilms for microscopic analysis. Journal of Visualized Experiments. (133), e57196(2018).
  12. Li, B., et al. A suitable silicosis mouse model was constructed by repeated inhalation of silica dust via nose. Toxicology Letters. 353, 1-12 (2021).
  13. Mu, M., et al. Coal dust exposure triggers heterogeneity of transcriptional profiles in mouse pneumoconiosis and Vitamin D remedies. Particle and Fibre Toxicology. 19 (1), 7(2022).
  14. Kato, K., et al. Muc1 deficiency exacerbates pulmonary fibrosis in a mouse model of silicosis. Biochemical and Biophysical Research Communications. 493 (3), 1230-1235 (2017).
  15. Liu, F., et al. CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T cells depletion may attenuate the development of silica-induced lung fibrosis in mice. PLoS One. 5 (11), 15404(2010).
  16. Mansouri, N., et al. Mesenchymal stromal cell exosomes prevent and revert experimental pulmonary fibrosis through modulation of monocyte phenotypes. JCI Insight. 4 (21), 128060(2019).
  17. Ohtsuka, Y., Wang, X. T., Saito, J., Ishida, T., Munakata, M. Genetic linkage analysis of pulmonary fibrotic response to silica in mice. The European Respiratory Journal. 28 (5), 1013-1019 (2006).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Longfibroseintranasale toedieninglonghistologieMasson kleuringimmunohistochemische kleuringWestern blotmacrofaagactivatie

Gerelateerde artikelen