Bloedzuigende geleedpotigen zoals muggen, teken en zandvliegen verspreiden verschillende medisch relevante pathogenen, waarvan er vele onvoldoende zijn onderzocht en waarvoor onvoldoende therapeutische middelen beschikbaar zijn. Daarom vereist het voorkomen van ziekteoverdracht vaak het targeten van de geleedpotige1. Geïntegreerde vectorbeheersing (IVM) is bijvoorbeeld een uitgebreid kader dat tot doel heeft de effectiviteit van traditionele vectorbestrijdingsmethoden, zoals insecticiden, te verhogen door ze aan te vullen met meer innovatieve methoden zoals genetische besturing2. Deze speciale verzameling belicht een diverse reeks transgene geleedpotigen die worden gegenereerd om vector-overdraagbare ziekten te bestuderen en te bestrijden, en de technische en creatieve vaardigheden die nodig zijn om dergelijke genetisch gemodificeerde organismen te ontwikkelen.
Relatie tussen geleedpotigen, pathogenen en gastheren evolueert gedurende vele jaren om de genetica van alle betrokken soorten te vormen3,4,5. Modelsystemen zijn meestal ontoereikend om bloedzuigende geleedpotigen te bestuderen omdat hun biologie en gedrag soortspecifiek zijn. Moleculaire entomologen moeten de complexe omgevingen recreëren die bloedzuigen en voortplanting mogelijk maken, zodat de individuele soorten routinematig kunnen worden onderhouden en bestudeerd in het laboratorium onder gecontroleerde omstandigheden. Het kweken van hematofagische geleedpotigen vereist zowel biologische expertise als de “nauwgezette aandacht van bekwame personen”6. Daarom is het niet verwonderlijk dat vectorbiologie aan de voorhoede staat van genetische innovatie.
Hoewel deze speciale uitgave betrekking heeft op het genereren van transgene geleedpotigen in diverse genera, komt er één centraal thema naar voren: het proces vereist een scherpe aandacht voor detail, een scherp begrip van de biologie van het organisme en een inventieve geest. Louradour et al.7 benadrukken de uitdagingen bij het aanpassen van embryonale micro-injectietechnieken aan de vectoren van Leishmania parasieten – namelijk, zandvliegen – die zeer kleine eieren leggen. Vers gelegde eieren worden overgebracht naar afzonderlijke stukken zwart filterpapier op een microscoopglaasje met een dekglas en worden zorgvuldig op een rijtje gelegd voor micro-injectie. De luchtvochtigheidsniveaus, de kwaliteit van de bereide materialen en de zorg waarmee het proces wordt uitgevoerd, zijn slechts enkele variabelen die bepalen of de techniek succesvol is. Harde teeknegene micro-injectie presenteert een afzonderlijke reeks uitdagingen – een dikke externe waslaag op de embryo's, hard chorion en hoge intra-ovale druk8. Sharma et al. beschrijven procedures in Ixodes scapularis die deze obstakels overwinnen door de waslaag te verwijderen, het chorion te verzachten en de eieren te drogen8. Deze omvatten het afblazen van het Gené's orgaan (wasklier) van ei leggende vrouwtjes, het verzamelen van de eieren binnen 24 uur na het leggen en vervolgens het plaatsen van de eieren in een 1% (w/v) natriumchlorideoplossing gedurende ongeveer 1 uur voordat ze worden micro-geïnjecteerd8.
Het is mogelijk om embryonale micro-injecties te omzeilen door poppen of volwassenen te injecteren met de machinerie die genen bewerkt of tot zwijgen brengt. Benetta et al. beschrijven deze techniek met behulp van twee ovarium-leveringsmethoden – Receptor-gemedieerde Ovarium Transductie van Cargo (ReMOT Control) of Vertakte Amfifiele Peptid Capsules (BAPC) – evenals twee injectiestrategieën (of een Femtojet of een afzuigbuis) in de parasitaire juweelwesp Nasonia vitripennis9. Pupae werden op een rijtje gelegd en met lijm aan een microscoopglaasje bevestigd om het injectieproces te vergemakkelijken en de sterfte te verminderen9. Volwassenen daarentegen werden verdoofd op ijs, zodat de gebruiker de vrouwtje tijdens de buikinjectie met een pincet kon ondersteunen.
Naast CRISPR/Cas9-gemedieerde genbewerking, behandelt deze uitgave andere technologieën voor genetische manipulatie die bij geleedpotigen worden gebruikt, inclusief op locatie gerichte φC31 recombinase en GAL4-UAS. De eerste, beschreven door Adolfi et al., bereikt op locatie gerichte integratie van attB-omzoomd transgeen materiaal voor enkele integratie of recombinase-gemedieerde cassette-uitwisseling in de malariavectoren Anopheles gambiae en Anopheles stephensi10. Deze technologie maakt op locatie gerichte invoeging mogelijk in dockinglijnen die eerder zijn vastgesteld, wat validatie vereenvoudigt door positionele effecten en downstream paringsschema's te vermijden die nodig zijn voor een stabiele genetische lijn10. De andere techniek, het bipartiete GAL4-UAS systeem, wordt door Poulton et al. gebruikt om transgene Anopheles gambiae te genereren die transgen-cassettes uitdrukken op een ruimtelijk-temporele, weefselspecifieke manier, zelfs ten koste van ernstige fitnesskosten11. Vanwege zijn flexibiliteit laat dit systeem onderzoekers toe fenotypes te screenen en genfuncties te veronderstellen die anders onmogelijk zouden zijn.
Inderdaad, transgeen materiaal brengt vaak fitnesskosten met zich mee voor de geleedpotige; daarom hebben Williams et al. eenvoudige protocollen opgesteld voor het meten van fitnesskosten in transgene Aedes aegypti muggen12. Deze omvatten vruchtbaarheid, vleugelgrootte en -vorm, vruchtbaarheid, geslachtsverhouding, levensvatbaarheid, ontwikkelingstijd, mannelijke bijdrag