Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Isolatie en karakterisering van de muriene uterosacrale ligamenten en bekkenbodemorganen

2.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65074

⸱

3 maart 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Biomedical Engineering Program, University of Colorado Boulder, 2Paul M. Rady Department of Mechanical Engineering, University of Colorado Boulder, 3Department of Obstetrics and Gynecology, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 4BioFrontiers Institute, University of Colorado Boulder, 5Department of Mechanical Science and Engineering, University of Illinois Urbana-Champaign

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel presenteert een gedetailleerd protocol voor het ontleden van baarmoederosacrale ligamenten en andere bekkenbodemweefsels, waaronder de baarmoederhals, het rectum en de blaas bij muizen, om de studie van vrouwelijke voortplantingsweefsels uit te breiden.

Samenvatting

Bekkenorgaanverzakking (POP) is een aandoening die de integriteit, structuur en mechanische ondersteuning van de bekkenbodem beïnvloedt. De organen in de bekkenbodem worden ondersteund door verschillende anatomische structuren, waaronder spieren, ligamenten en bekken fascia. Het uterosacrale ligament (USL) is een kritische dragende structuur en letsel aan de USL resulteert in een hoger risico op het ontwikkelen van POP. Het huidige protocol beschrijft de dissectie van murine USL's en de bekkenbodemorganen naast de verwerving van unieke gegevens over de biochemische samenstelling en functie van de USL met behulp van Raman-spectroscopie en de evaluatie van mechanisch gedrag. Muizen zijn een waardevol model voor preklinisch onderzoek, maar het ontleden van de murine USL is een moeilijk en ingewikkeld proces. Deze procedure presenteert een aanpak om de dissectie van muizenbekkenbodemweefsels, inclusief de USL, te begeleiden om meerdere beoordelingen en karakterisering mogelijk te maken. Dit werk is gericht op het helpen bij de dissectie van bekkenbodemweefsels door basiswetenschappers en ingenieurs, waardoor de toegankelijkheid van onderzoek naar de USL en bekkenbodemaandoeningen en de preklinische studie van de gezondheid van vrouwen met behulp van muismodellen wordt uitgebreid.

Inleiding

Ongeveer 50% van de vrouwen heeft last van bekkenorgaanprolaps (POP)1,2. Ongeveer 11% van deze vrouwen voldoet aan de criteria voor het ondergaan van chirurgische reparatie, wat een slecht slagingspercentage heeft (~ 30%)3,4. POP wordt gekenmerkt door de afdaling van een of alle bekkenorganen (d.w.z. blaas, baarmoeder, baarmoederhals en rectum) uit hun natuurlijke positie als gevolg van het falen van de USL en de bekkenbodemspieren om voldoende ondersteuning te bieden5. Deze aandoening omvat anatomische disfunctie en verstoring van het bindweefsel, evenals neuromusculair letsel, naast predisponerende factoren 3,6. POP wordt geassocieerd met meerdere factoren zoals leeftijd, gewicht, pariteit en bevallingstype (d.w.z. vaginale of keizersneden). Van deze factoren wordt gedacht dat ze de mechanische integriteit van alle bekkenbodemweefsels beïnvloeden, waarbij zwangerschap en pariteit worden beschouwd als de belangrijkste oorzaken van POP 5,7,8.

De uterosacrale ligamenten (USL's) zijn belangrijke ondersteunende structuren voor de baarmoeder, baarmoederhals en vagina en binden de baarmoederhals aan het heiligbeen4. Schade aan de USL's brengt vrouwen een verhoogd risico op het ontwikkelen van POP. Er wordt aangenomen dat zwangerschap en bevalling extra druk leggen op de USL, wat mogelijk letsel veroorzaakt en de kans op POP verhoogt. De USL is een complex weefsel dat bestaat uit gladde spiercellen, bloedvaten en lymfevaten die heterogeen langs het ligament zijn verdeeld, die kunnen worden onderverdeeld in drie verschillende secties: cervicale, intermediaire en sacrale regio9. De mechanische integriteit van de USL is afgeleid van extracellulaire matrix (ECM) componenten zoals collageen, elastine en proteoglycanen 5,9,10. Van type I collageenvezels is bekend dat ze een belangrijke dragende trekcomponent van ligamenteuze weefsels zijn en daarom waarschijnlijk betrokken zijn bij USL-falen en POP11.

Er is een gebrek aan kennis over de oorzaken, prevalentie en effecten van POP bij vrouwen. De ontwikkeling van een geschikt diermodel van POP is noodzakelijk om ons begrip van de vrouwelijke bekkenbodem te bevorderen. Muizen en mensen hebben vergelijkbare anatomische oriëntatiepunten in het bekken, zoals de urineleiders, het rectum, de blaas, de eierstokken en ronde ligamenten9, evenals vergelijkbare snijpunten van de USL met de baarmoeder, baarmoederhals en heiligbeen. Verder bieden muizen het gemak van genetische manipulatie en hebben ze het potentieel om een gemakkelijk toegankelijk, kosteneffectief model te zijn voor de studie van POP9.

Deze studie ontwikkelde een methode om toegang te krijgen tot de USL en de verschillende bekkenbodemweefsels van nullipare (d.w.z. nooit zwangere) muizen. De geëxtraheerde USL's werden onderworpen aan enzymatische vertering (d.w.z. om collageen en glycosaminoglycanen te verwijderen), getest om de mechanische respons onder trekbelasting te bepalen en geëvalueerd op biochemische samenstelling in een proof-of-concept-studie. Het vermogen om intacte weefsels te isoleren zal verdere mechanische en biochemische karakteriseringen van de bekkenbodemcomponenten vergemakkelijken, wat een cruciale eerste stap is naar het verbeteren van ons begrip van de letselrisico's met betrekking tot bevalling, zwangerschap en POP.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven en procedures werden uitgevoerd volgens protocol # 2705, goedgekeurd door de Animal Care and Use Committee van de University of Colorado Boulder. Zes weken oude vrouwelijke C57BL / 6J-muizen werden gebruikt voor de huidige studie. De dieren werden verkregen uit een commerciële bron (zie tabel met materialen).

1. Voorbereiding van dieren

  1. Euthanaseer het dier volgens de institutioneel goedgekeurde methode.
    OPMERKING: De huidige studie gebruikte CO 2-inhalatie in overeenstemming met de richtlijnen van de American Veterinary Medical Association (een verplaatsingspercentage van 30% tot 70% van het kamervolume met CO2 per minuut), gevolgd door cervicale dislocatie, om succesvolle euthanasie te garanderen.
    1. Werk indien mogelijk onder een motorkap om de verspreiding van muizenallergenen te minimaliseren. Zodra de muis stopt met bewegen en ademen, wacht u 2 minuten of langer om het gebrek aan respons te verifiëren.
      OPMERKING: Als de muis drachtig of postpartum is, moeten de pups individueel worden geëuthanaseerd. Pups E15.5 en ouder moeten tijdens de dissectie onthoofd worden.
  2. Bereid de dissectie-opstelling voor met een dissectiepad, een scalpel met 11 messen, een gebogen dunne scherpe schaar, twee paar tangen, gebogen tangen, 5-0 polyglactine-hechting, een ontleedmicroscoop en zes pinnen (figuur 1, zie materiaaltabel).
  3. Plaats de muis op de pad en speld de voorpoten vast (figuur 2A). Maak een incisie van ongeveer 1-1,5 cm in de buik met een schaar (figuur 2B). Gebruik voorzichtig de schaar om de huid aan de craniale, caudale en laterale zijden van de incisie te scheiden (figuur 2C, D).
  4. Draai de muis naar de dorsale kant en pel de huid voorzichtig terug naar de achterpoten om de huid weg te halen van de dissectieplaats (figuur 2E-H).
  5. Speld de muis vast aan de ledematen (figuur 2I) en maak een incisie van ongeveer 1 cm in de buik van de thorax naar het bekken (figuur 2J).
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u de onderliggende organen niet beschadigt.
  6. Duw de organen voorzichtig in de richting van de thorax om het gezichtsveld vrij te maken (figuur 2K).
    OPMERKING: Irrigeer de weefsels met 1x PBS om de hydratatie te behouden.
  7. Verwijder al het vetweefsel van de bekkenbodem (figuur 2L-N).
    OPMERKING: Gebruik een tang om voorzichtig vet van de organen en weefsels van belang te trekken en te verwijderen.

figure-protocol-1
Figuur 1: Een schone werkruimte met alle tools die nodig zijn om de dissecties uit te voeren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-2
Figuur 2: Verwijdering van de huid en opening van de bekken- en borstholten van de muis. (A) Alle ledematen vastpinnen. B) Initiële incisie. (C) Het scheiden van de huid van de onderliggende fascia met behulp van een schaar. (D) Het snijden van de huid en het voorbereiden van verwijdering. (E-G) De huid eraf trekken door om de muis heen te gaan. (H) Het volledig verwijderen van de huid van de dorsale zijde. (I) Volledige verwijdering van de huid van de romp en het opnieuw vastzetten van de ledematen van de muis. J) Opening van de buik. (K) Zicht op de open buik. (L) Het verplaatsen van de organen uit het gezichtsveld. (M) Het verwijderen van het vet. (N) Zicht op de vrijgemaakte bekkenbodem. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. USL oogsten

  1. Snijd de baarmoederhoorns uit de eierstokken (figuur 3B), trek weg van het gezichtsveld en snijd af bij de cervicale verbinding (figuur 3C).
    OPMERKING: De baarmoederhoorns kunnen worden geïdentificeerd volgens het schema in figuur 3A. Irrigeer de weefsels met 1x PBS om de hydratatie te behouden.
  2. Knip de urineleiders weg van de blaasverbinding (figuur 3D).
    OPMERKING: Dit is om verwarring met de USL te voorkomen.
  3. Snijd de dikke darm zo dicht mogelijk bij de baarmoederhals (figuur 3E,F).
    OPMERKING: Irrigeer de weefsels met 1x PBS om de hydratatie te behouden.
  4. Plaats de muis samen met het dissectieblok onder het ontleedbereik om de USL's te visualiseren (figuur 3G).
  5. Gebruik voorzichtig de tang om het omringende vet van de USL's te reinigen.
    OPMERKING: Gebruik een tweede paar tangen om de baarmoederhals onder een kleine hoek omhoog te houden om de visualisatie te verbeteren van waar de USL de baarmoederhals kruist. Irrigeer de weefsels met 1x PBS om de hydratatie te behouden.
  6. Bind een 5-0 polyglactine-hechting rond het cervicale uiteinde van beide USL's (figuur 4B, C).
    OPMERKING: De USL's kunnen worden geïdentificeerd met behulp van de schematische en vergrotingsafbeeldingen (figuur 4I-K)
  7. In deze studie wordt één USL gebruikt voor morfologische of biochemische analyses (d.w.z. Raman-microscopie, immunohistochemie, histologie). Snijd het cervicale uiteinde van de USL, laat een stuk van de baarmoederhals zitten en snijd een stuk spier van de onderkant van de USL (figuur 4D). Plaats het ontleedde weefsel in een bad met 1x PBS om het weefsel gehydrateerd te houden (figuur 4G, H).
  8. Gebruik de resterende USL voor mechanische tests en beeldvorming. Snijd het cervicale uiteinde van de USL af en laat een stuk baarmoederhals zitten om de mechanische opstelling te vergemakkelijken (figuur 4D).
    OPMERKING: Het cervicale weefsel zal fungeren als een anker om de USL vast te zetten tijdens de mechanische test.
  9. Zodra alle weefsels van belang zijn geoogst (stappen 3-5), ontwricht u de dijbenen van het bekken (figuur 4E).
    OPMERKING: Men zou een zwak klikkend geluid moeten horen wanneer de heupkop uit de acetabulaire beker wordt verwijderd.
  10. Snijd het bekkenbot uit de distale en proximale uiteinden van het bekkenbot, waardoor ongeveer 10 mm totaal weefsel overblijft (figuur 4F). Plaats het ontleedde weefsel in 1x PBS.

figure-protocol-3
Figuur 3: Vrijgemaakte bekkenbodem voor USL-dissectie . (A) Schema van de anatomie. (B) Het snijden van de baarmoederhoorns bij de ovariële verbinding. (C) Het afsnijden van baarmoederhoorns. d) Snijden van de urineleiders. (E) Snijden van de dikke darm. F) Een duidelijk beeld van het rectum en de USL's. (G) Het plaatsen van de muis en het dissectieblok onder het ontleedbereik. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-4
Figuur 4: Weergave van de USL en omliggende weefsels en dissectie van de USL's. (A) Schematische weergave van anatomische oriëntatiepunten rond de USL. (B) Het binden van een hechtdraad rond de cervicale uiteinden. (C) Het afsnijden van de cervicale uiteinden van de USL. (D) Afsnijden van de USL voor gebruik voor de biochemische analyses bij de sacrale verbinding. (E) Snijden van de dijbenen van het bekkenbot. (F) Het afsnijden van het proximale uiteinde van het bekken. (G) Ontleden van de USL in een petrischaal van 35 mm. (H) De USL met het aangehechte bekken in een petrischaaltje van 35 mm. (I) De USL en het rectum bij een vergroting van 0,75x. (J) Vet verwijderen uit de USL. (K) Reiniging van de USL's bij een vergroting van 1,0x. Schaalbalk = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Blaas oogsten

  1. Nadat het vet is opgeruimd, houdt u de blaas vast met de tang en tilt u deze voorzichtig op onder een hoek van ongeveer 40 ° (figuur 5A).
  2. Snijd met de schaar de blaas af vanaf de distale kant, vlak boven de baarmoederhals (figuur 5B).
  3. Plaats het weefsel in een bad met 1x PBS om het weefsel gehydrateerd te houden (figuur 5H).

4. Rectum oogsten

  1. Zodra de USL's zijn losgekoppeld van de baarmoederhals en de blaas is ontleed, tilt u de baarmoederhals onder een hoek van ongeveer 40 ° op met de tang. Er is de rectovaginale fascia die het rectum en de baarmoederhals verbindt. Knip met het scalpel deze verbinding voorzichtig door (figuur 5C, D).
  2. Knip het schaambeen bij de schaamsymfyse met een schaar. Verbreed de werkruimte voorzichtig om de visuele toegang tot de weefselinbrengingen te vergroten.
  3. Trek met de tang het rectum voorzichtig naar de thorax en gebruik de schaar om het rectum van de achterste kant naar de anus te volgen. Snijd het rectum bij de anus (figuur 5E).
  4. Plaats het weefsel in 1x PBS om het weefsel gehydrateerd te houden (figuur 5I).

5. Cervix-vagina complex oogsten

  1. Nadat de USL's uit de baarmoederhals zijn verwijderd, gebruikt u de tang om de baarmoederhals vast te houden. Knip de baarmoederhals zo dicht mogelijk bij de vulva met een schaar (figuur 5F, G).
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u de schaamsymfyse snijdt om het distale uiteinde van de vagina visueel te zien.
  2. Plaats het weefsel in 1x PBS om het weefsel gehydrateerd te houden (figuur 5J).

figure-protocol-5
Figuur 5: Blaas, rectum en baarmoederhals/vagina dissecties . (A) De blaas onder een hoek houden. (B) Het afsnijden van de blaas. (C) Het doorsnijden van de pees die de baarmoederhals en het rectum verbindt. (D) De pees bij 1,0x vergroting. (E) Het doorsnijden van het rectum. (F) Vasthouden aan de baarmoederhals met een tang. (G) Snijden aan het distale uiteinde van de vagina. (H) De blaas in een petrischaaltje van 35 mm. (I) Het rectum in een petrischaal van 35 mm. (J) Het cervix-vaginaweefselcomplex in een petrischaal van 35 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

6. Monstervoorbereiding voor weefselkarakterisering

  1. Mechanische en visuele analyses van de USL
    1. Plaats de USL met de bekkenbevestiging over een T-vormige muur in een aangepaste kleurput om volledige onderdompeling in de kleuringsoplossing te garanderen (CAD-tekeningen van de put zijn te vinden in Aanvullend coderingsbestand 1 en Aanvullend coderingsbestand 2).
      OPMERKING: Gebruik hechtdraad en tang om te helpen bij het plaatsen.
    2. Verdun een in de handel verkrijgbare kleurstof die vrije aminegroepen kleurt (5 μL, zie Tabel met materialen) in 2,5 ml 1x PBS, voeg de oplossing toe aan de aangepaste kleuringsput en kleur het weefsel gedurende 2 uur op een rocker bij 4 °C.
      OPMERKING: Vortex de oplossing voordat u deze aan de kleuringsput toevoegt.
    3. Voeg tijdens de laatste 15 minuten van de kleuring 2,5 μL van een in de handel verkrijgbare dode celkernenkleuring (zie materiaaltabel) toe aan de oplossing.
      OPMERKING: Vortex de oplossing voordat u deze aan de kleurput toevoegt.
  2. Raman-analyse van de USL's
    1. Pin de USL in een rechte lijn op een polydimethylsiloxaan (PDMS) blok dat zich in een aangepaste put bevindt.
      OPMERKING: Het PDMS wordt gebruikt als een zacht substraat om het vastzetten van het monster in de gewenste configuratie mogelijk te maken. Blokken van verschillende afmetingen kunnen worden gemaakt door de twee componenten te mengen volgens de instructies van de fabrikant (zie materiaaltabel), in een petrischaal te gieten en, na polymerisatie, het PDMS in de vereiste geometrie te snijden met een scalpelmes.
    2. Pin met insectenspelden bij de hechtlus en bij de bekkenspier. Hydrateer het weefsel met 1x PBS.
  3. Resterende weefsels
    1. Vries de resterende weefsels in met vloeibare stikstof of in een geschikte inbeddingsverbinding, afhankelijk van de gewenste analyses.
    2. Bewaar de weefsels bij −80 °C tot volgende analyses (bijv. immunohistochemische of biochemische testen).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Elke stap van de dissectie van een wild-type muis wordt gedetailleerd beschreven in de bijbehorende video en figuren met betrekking tot het protocol. Voor deze studie werden 6 weken oude vrouwelijke C57BL/6J muizen gebruikt (aanvullende tabel 1). Drie monstergroepen met USL's behandeld met verschillende enzymen werden geanalyseerd: controlegroepen (geen behandeling), met collagenase behandelde en met chondroitinase behandelde groepen. De gladde spieren, zenuwen en lymfevaten in de USL zijn omgeven door e...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het effect van structurele schade op vrouwelijke voortplantingsweefsels is onderbelicht en een gemakkelijk toegankelijk diermodel voor POP-onderzoek is nodig. De muis is een kosteneffectief model dat menselijke voortplantingsstudies kan nabootsen16. Vanwege de groeiende belangstelling voor de studie van het vrouwelijke voortplantingssysteem, is er behoefte aan methoden die de studie van deze weefsels ondersteunen. Om aan deze behoefte te voldoen, wordt in dit werk een methode vastgesteld om muizen...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de CU Boulder Summer Underground Research Opportunities Program (UROP) -beurs (C.B.), de NSF Graduate Research Fellowship (LS), de Schmidt Science Fellowship (C.L.), het University of Colorado Research &; Innovation Seed Grant Program (2020-prijs aan V.F., S.C. en K.C.), en de Anschutz Boulder Nexus Seed Grant aan de Universiteit van Colorado (aan V.F. en K.C.). Speciale dank gaat uit naar Dr. Tyler Tuttle voor hulp bij het ontwerp van de laadkamer en de leden van het Calve-lab voor nuttige discussies.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
11 BladeFisher3120030Verwisselbaar mes
1x PBSFisherBP399-1Verdund vanuit 10x concentratie
Chondroitinase ABCSigmaC3667-10UNEnzym 
Collagenase Type IWorthington BiochemicalLS004194Enzym 
Confocal MicroscoopLeicaSTELLARIS 5Rechtopstaande configuratie
Dissectie MicroscoopLeicaS9EMet camera
Dumont #5 ForcepsFisherNC9626652Dunne punt
Vrouwelijke C57BL/6J muizenJackson Laboratorystrain #: 000664
FemtoTools MicromanipulatorFemtoToolsFT-RS1002100 mN laadcel
FST Gebogen ForcepsFisherNC9639443Gebogen punt
FST Scherpe 9 mm Schaar FisherNC9639443Dissectieschaar
Ghost Dye 780 Tonbo13-0865-T500Vrije amine kleurstof
KimwipesFisher06-666Doos met 50 doekjes
OCTTissue Tek4583Gebaten voor weefselbehoud
PDMSThermo Fisher044764.AKVolg de instructies van de fabrikant
Petri Schaaltjes 35 mmFisherFB0875711AGebaten voor gedissecteerde weefsel
Polyglactin 5-0 NaaldVeter.SutVS385VLMet naald
Renishaw InVia Raman MicroscoopRenishawPN192(EN)-02-AMet confocale objectieven
Roterend PlatformVWR10127-8762-laags platform
Chirurgische HandschoenenFisher52818Voor dissectie 
SytoxThermo FisherS11381Kernkleurstof 
T-speldenFisherS99385Voor dissectie 
Transfer PipettenFisher13-711-7MVoor dissectie 
OnderlagenFisher22037950Om dissectiepad te bedekken

Referenties

  1. Maldonado, P. A., Wai, C. Y. Pelvic organ prolapse. Obstetrics and Gynecology Clinics of North America. 43 (1), 15-26 (2016).
  2. Drewes, P. G., et al. Pelvic organ prolapse in fibulin-5 knockout mice: Pregnancy-induced changes in elastic fiber homeostasis in mouse vagina. American Journal of Pathology. 170 (2), 578-589 (2007).
  3. Barber, M. D., Maher, C. Epidemiology and outcome assessment of pelvic organ prolapse. International Urogynecology Journal and Pelvic Floor Dysfunction. 24 (11), 1783-1790 (2013).
  4. Becker, W. R., De Vita, R. Biaxial mechanical properties of swine uterosacral and cardinal ligaments. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 14 (3), 549-560 (2015).
  5. Donaldson, K., Huntington, A., De Vita, R. Mechanics of uterosacral ligaments: Current knowledge, existing gaps, and future directions. Annals of Biomedical Engineering. 49 (8), 1788-1804 (2021).
  6. Amundsen, C. L., Flynn, B. J., Webster, G. D. Anatomical correction of vaginal vault prolapse by uterosacral ligament fixation in women who also require a pubovaginal sling. Journal of Urology. 169 (5), 1770-1774 (2003).
  7. Jelovsek, J. E., Maher, C., Barber, M. D. Pelvic organ prolapse. The Lancet. 396 (9566), 1027-1038 (2007).
  8. Blomquist, J. L., Muñoz, A., Carroll, M., Handa, V. L. Association of delivery mode with pelvic floor disorders after childbirth. Journal of the American Medical Association. 320 (23), 2438-2447 (2018).
  9. Iwanaga, R., et al. Comparative histology of mouse, rat, and human pelvic ligaments. International Urogynecology Journal. 27 (11), 1697-1704 (2016).
  10. Zhu, Y. P., et al. Evaluation of extracellular matrix protein expression and apoptosis in the uterosacral ligaments of patients with or without pelvic organ prolapse. International Urogynecology Journal. 32 (8), 2273-2281 (2021).
  11. Jimenez, J. M., et al. Multiscale mechanical characterization and computational modeling of fibrin gels. bioRxiv. , (2022).
  12. Fischenich, K. M., et al. Human articular cartilage is orthotropic where microstructure, micromechanics, and chemistry vary with depth and split-line orientation. Osteoarthritis and Cartilage. 28 (10), 1362-1372 (2020).
  13. Luetkemeyer, C. M., Neu, C. P., Calve, S. A method for defining tissue injury criteria reveals ligament deformation thresholds are multimodal. bioRxiv. , (2023).
  14. O'Brien, C. M., et al. In vivo Raman spectroscopy for biochemical monitoring of the human cervix throughout pregnancy. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 218 (5), 1-18 (2018).
  15. Louwagie, E. M., et al. et al. ultrasonic dimensions and parametric solid models of the gravid uterus and cervix. PLoS One. 16 (1), 0242118(2021).
  16. Drewes, P. G., et al. Pelvic organ prolapse in fibulin-5 knockout mice. The American Journal of Pathology. 170 (2), 578-589 (2007).
  17. Rahn, D. D., Ruff, M. D., Brown, S. A., Tibbals, H. F., Word, R. A. Biomechanical properties of the vaginal wall: Effect of pregnancy, elastic fiber deficiency, and pelvic organ prolapse. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 198 (5), 1-6 (2008).
  18. Roman, S., et al. Evaluating alternative materials for the treatment of stress urinary incontinence and pelvic organ prolapse: A comparison of the in vivo response to meshes implanted in rabbits. Journal of Urology. 196 (1), 261-269 (2016).
  19. Couri, B. M., Lenis, A. T., Borazjani, A., Paraiso, M. F., Damaser, M. S. Animal models of female pelvic organ prolapse: Lessons learned. Expert Review of Obstetrics & Gynecology. 7 (3), 49(2012).
  20. Abramowitch, S. D., Feola, A., Jallah, Z., Moalli, P. A. Tissue mechanics, animal models, and pelvic organ prolapse: A review. European Journal of Obstetrics & Gynecologyand Reproductive Biology. 144, S146-S158 (2009).
  21. Tan, T., Cholewa, N. M., Case, S. W., De Vita, R. Micro-structural and biaxial creep properties of the swine uterosacral-cardinal ligament complex. Annals of Biomedical Engineering. 44 (11), 3225-3237 (2016).
  22. Tan, T., et al. Histo-mechanical properties of the swine cardinal and uterosacral ligaments. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 42, 129-137 (2015).
  23. Baah-Dwomoh, A., Alperin, M., Cook, M., De Vita, R. Mechanical analysis of the uterosacral ligament: Swine vs. human. Annals of Biomedical Engineering. 46 (12), 2036-2047 (2018).
  24. Vardy, M. D., et al. The effects of hormone replacement on the biomechanical properties of the uterosacral and round ligaments in the monkey model. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 192 (5), 1741-1751 (2005).
  25. Shahryarinejad, A., Vardy, M. D. Comparison of human to macaque uterosacral-cardinal ligament complex and its relationship to pelvic organ prolapse. Toxicological Pathology. 36 (7), 101(2008).
  26. Smith, T. M., Luo, J., Hsu, Y., Ashton-Miller, J., DeLancey, O. L. A novel technique to measure in vivo uterine suspensory ligament stiffness. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 209 (5), 1-7 (2013).
  27. Vandamme, T. F. Use of rodents as models for human diseases. Journal of Pharmacy and Bioallied Sciences. 6 (1), 2-9 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

uterosacrale ligamentenprolaps van de bekkenorganendissectie bij muizenmechanische beproevingRaman spectroscopiecollageengehalteglycosaminoglycanenmuismodelweefselhydratatie
Isolatie en karakterisering van de muriene uterosacrale ligamenten en bekkenbodemorganen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.