Dit artikel beschrijft een gedetailleerd protocol om de glucoseconcentratie in het hersenvocht (CSF) van muizen te verhogen. Deze aanpak kan nuttig zijn voor het bestuderen van de effecten van hoge CSF-glucose op neurodegeneratie, cognitie en perifeer glucosemetabolisme bij muizen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Osmotische minipompimplantatie voor het verhogen van de glucoseconcentratie in hersenvocht van muizen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Diabetes verhoogt het risico op cognitieve achteruitgang en schaadt de hersenfunctie. Of deze relatie tussen hoge glucose en cognitieve tekorten oorzakelijk is, blijft ongrijpbaar. Bovendien is het ook onduidelijk of deze tekorten worden gemedieerd door een toename van de glucosespiegels in hersenvocht (CSF) en / of bloed. Er zijn zeer weinig studies die de directe effecten van hoge CSF-glucosespiegels op de functie van het centrale zenuwstelsel (CZS) onderzoeken, vooral op leren en geheugen, omdat de huidige diabetesmodellen niet voldoende ontwikkeld zijn om dergelijke onderzoeksvragen aan te pakken. Dit artikel beschrijft een methode om de glucosespiegels van de liquor gedurende 4 weken chronisch te verhogen door continu glucose in de laterale ventrikel te injecteren met behulp van osmotische minipompen bij muizen. Het protocol werd gevalideerd door glucosespiegels in liquor te meten. Dit protocol verhoogde de glucosespiegels van de liquor tot ~ 328 mg / dL na infusie van een 50% glucose-oplossing met een stroomsnelheid van 0,25 μl / uur, vergeleken met een csf-glucoseconcentratie van ~ 56 mg / dL bij muizen die kunstmatige cerebrospinale vloeistof (aCSF) ontvingen. Bovendien had dit protocol geen invloed op de bloedglucosespiegels. Daarom kan deze methode worden gebruikt om de directe effecten van hoge CSF-glucose op de hersenfunctie of een specifieke neurale route te bepalen, onafhankelijk van veranderingen in de bloedsuikerspiegel. Over het algemeen zal de hier beschreven aanpak de ontwikkeling van diermodellen vergemakkelijken voor het testen van de rol van hoge CSF-glucose bij het bemiddelen van kenmerken van de ziekte van Alzheimer en / of andere neurodegeneratieve aandoeningen geassocieerd met diabetes.
Inleiding
Zowel type 1 als type 2 diabetes tasten de hersenfunctieaan 1,2,3. Diabetes verhoogt bijvoorbeeld het risico op cognitieve achteruitgang en neurodegeneratieve aandoeningen, waaronder de ziekte van Alzheimer 3,4. Bovendien hebben mensen met diabetes een defecte glucosedetectie in de hersenen 5,6. Dit defect draagt bij aan de pathogenese van hypoglykemie geassocieerde onwetendheid en een onvoldoende contra-regulerende respons op hypoglykemie7,8, die fataal kan zijn als deze niet onmiddellijk wordt behandeld.
Gezien het feit dat diabetes de glucosespiegels in het bloed en in cerebrospinale vloeistof (CSF)9 verhoogt, is het belangrijk om te bepalen of een of beide van deze factoren bijdragen aan een verminderde hersenfunctie. Of diabetes hersenschade veroorzaakt door hoge CSF-glucose alleen of in combinatie met andere factoren zoals insulinetekort of insulineresistentie is ook een open vraag. Diermodellen van type 1 en type 2 diabetes tonen cognitieve achteruitgang en neurodegeneratie naast een aangetaste energiebalans en perifeer glucosemetabolisme10,11,12,13. Uit deze modellen is het echter niet haalbaar om de selectieve effecten van hoge CSF-glucose versus bloedglucosespiegels los te koppelen bij het bemiddelen van de complicaties van diabetes op de hersenfunctie.
Dit protocol beschrijft methoden om een muismodel van hyperglycorrhachie te ontwikkelen om de effecten van chronisch hoge CSF-glucosespiegels op de hersenfunctie, energiebalans en glucosehomeostase te testen. Het muismodel dat met deze techniek is ontwikkeld, biedt een hulpmiddel voor studies die de etiologische rol van ontregelde glucosehomeostase op de neurale en gedragsfunctie onderzoeken.
Daarom zal de voorgestelde aanpak nuttig zijn bij het begrijpen van de directe effecten van verhoogde CSF-glucosespiegels in verschillende pathofysiologische omstandigheden.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle muisprocedures werden goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Rochester en werden uitgevoerd volgens de richtlijnen van de Amerikaanse volksgezondheidsdienst voor de humane verzorging en het gebruik van proefdieren. Zes weken oude C57BL/6J mannelijke muizen die voor deze studie werden gebruikt, werden commercieel verkregen. Alle dieren werden gegroepeerd (5 muizen per kooi) in een ruimte met een dag/nachtcyclus van 12 uur en kregen ad libitum toegang tot voedsel en water. Nadat de muizen waren geïmplanteerd met een canule voor het inbrengen van glucose in de laterale ventrikel, werden ze enkelvoudig gehuisvest om schade aan de implantaten door andere muizen te voorkomen.
1. Assemblage van osmotische minipompen
- Bereid kunstmatige hersenvocht (aCSF) volgens het volgende protocol. Los NaCl (8,66 g), KCl (0,224 g), CaCl 2,2H 2 O (0,206 g) en MgCl 2,6H 2 O (0,163 g) op in 500 ml steriel water om oplossing A te bereiden. Los Na 2 HPO 4,7H 2 O (0,214 g) en NaH 2 PO4 op. H2O (0,027 g) in 500 ml steriel water om oplossing B te bereiden. Meng vervolgens oplossing A en B in een verhouding van 1:1 om de aCSF te bereiden.
OPMERKING: Deze formulering van aCSF bevat geen glucose. - Om de 50% glucose-oplossing te bereiden, voegt u 50 g glucose toe aan 50 ml aCSF in een bekerglas. Plaats het bekerglas op een hete plaat en breng de temperatuur van de suspensie op 60 °C. Meng de suspensie met een magneetroerder totdat de glucose volledig is opgelost.
- Voeg aCSF toe aan het bekerglas om het uiteindelijke volume 100 ml te maken. Laat de oplossing door het poriënfilter van 0,22 μm lopen om het te steriliseren.
- Bereid een 0,9% zoutoplossing (NaCl) en laat de oplossing door het 0,22 μm filter lopen.
- Plaats alle componenten van de minipomp en infusiekit in een steriele lade en knip de slang van de herseninfusiekit tot 1 inch lang met een steriele schaar. Houd de slang vast met een steriele hemostat en duw deze op de bovenkant van het ene uiteinde van de canule. Sluit het andere uiteinde van de slang aan op de bovenzijde van de flowmodulator. Bedek beide uiteinden van de slang met een kleine hoeveelheid lijm voor een sterkere verbinding.
- Bevestig een naald van 27 G aan een spuit van 1 ml en vul deze met aCSF of de glucose-oplossing. Steek de naald van 27 G in een klein stukje slang. Sluit vervolgens de slang aan op het open uiteinde van de stroommodulator en vul deze met de bijbehorende oplossing totdat er druppels van de oplossing uit de canule beginnen te komen. Verwijder eventuele luchtbellen die vastzitten in de slang.
- Om de minipomp te vullen, houdt u de pomp rechtop en steekt u de naald van de spuit in de pomp. Vul het met de bijbehorende oplossing totdat zich een druppel van de oplossing begint te vormen bij de opening van de minipomp.
- Plaats de stroommodulator langzaam in de pomp en zorg ervoor dat er geen luchtbellen in de assemblage worden geïntroduceerd.
- Nadat de osmotische minipompen zijn geassembleerd, brengt u ze over naar een conische buis van 50 ml. Vul de buis met de steriele zoutoplossing zodat de pompen volledig ondergedompeld zijn, terwijl u ervoor zorgt dat de canule uit de zoutoplossing blijft. Vier van dergelijke geassembleerde pompen kunnen in één buis van 50 ml worden geplaatst.
- Plaats de dop losjes op elke buis en incuber de pompen op 37 °C om gedurende ten minste 48 uur te primen.
2. Operatie om osmotische pompen te implanteren
- Pre-operatieve procedure
- Steriliseer de chirurgische instrumenten in een autoclaaf en laat ze minstens 30 minuten afkoelen voor gebruik. De autoclaafcondities omvatten stoomsterilisatie bij 121 °C gedurende 30 minuten.
- Desinfecteer het operatiegebied met 70% ethanol. Veeg de knoppen, oorbalken en het stereotaxische frameoppervlak schoon.
OPMERKING: Chirurgie moet worden uitgevoerd in een aseptische omgeving, rekening houdend met het vermijden van het aanraken van niet-steriele oppervlakken tijdens het uitvoeren van een operatie. Vervang handschoenen als er een vermoeden van besmetting is. - Plaats de muis in een anesthesiekamer om hem te verdoven met 3% isofluraan gemengd in lucht gedurende 3-5 minuten. Verwijder vervolgens de muis uit de kamer en plaats deze op een steriel gordijn. Houd de anesthesie via een neuskegel op 1,5% -2%.
- Knijp in de achterpoot van de muis om een reflex te observeren en de diepte van de anesthesie te controleren.
- Injecteer 5 mg/kg carprofen subcutaan voor analgesie.
- Gebruik schone tondeuses om het operatiegebied op de muiskop te knippen. Wrijf de hoofdhuid eerst in met povidon-jodiumoplossing en vervolgens met alcoholdoekjes grondig gedurende ten minste 2 minuten. Herhaal dit proces minstens drie keer.
- Breng een oogglijmiddel aan om te voorkomen dat de ogen uitdrogen tijdens de operatie.
- Chirurgie
- Plaats de muis op het stereotaxische frame en plaats het hoofd op de snijtandbalk. Bedek de neus met de neuskegel. Breng steriele gordijnen aan om het operatiegebied te beveiligen.
- Verschuif de stroom van isofluraan naar de neuskegel. Blijf de anesthesie handhaven op 1,5% -2% isofluraan.
- Plaats een verwarmingskussen onder de muis om de lichaamstemperatuur te handhaven.
- Trek nieuwe steriele handschoenen aan en maak met een scalpel een middellijnincisie (~ 10-15 mm lang) op de hoofdhuid. Belicht het schedeloppervlak met een spatel terwijl u wattenstaafjes gebruikt om eventuele bloedingen af te vegen.
OPMERKING: Gebruik een cauterizer als u overvloedig bloedt, wat zeldzaam is. - Wrijf met een katoenen tip gedoopt in 3% waterstofperoxide om de schedelnaden bloot te leggen.
- Noteer bregma en lambda om door de schedelcoördinaten te navigeren. Stel alle coördinaten in op nul bij bregma.
OPMERKING: Deze coördinaten zijn verkregen uit een muizenhersenatlas14. De referentieafstand bregma-lambda in de atlas is 4,21 mm. Om te corrigeren voor leeftijds- en geslachtsverschillen in schedelgrootte, werd de bregma-lambdaafstand voor elke muis gemeten en vervolgens gedeeld door 4,21 mm om een vermenigvuldigingsfactor te verkrijgen. Als de afstand tussen bregma en lambda bijvoorbeeld 4,65 mm was, gaf deling door 4,21 mm een vermenigvuldigingsfactor van 1,10. Alle coördinaten verkregen uit de atlas werden vervolgens vermenigvuldigd met deze factor om de werkelijke coördinaten te meten die werden gebruikt om het gat te boren. In het bovenstaande voorbeeld zouden de resulterende anterieure-posterieure (AP) en mediaal-laterale (ML) coördinaten respectievelijk 0,55 en 1,1 mm zijn (d.w.z. 1,1 x 0,5 of 1 mm). - Gebruik een elektrische boor om een gat te maken op deze coördinaten: 0,5 mm achteraan naar bregma en 1 mm lateraal naar middellijn naar rechts.
OPMERKING: Let er tijdens het boren van het gat in de schedel op dat je de dura mater niet scheurt. Zorg ervoor dat de boor steriel is. Het kan met andere instrumenten in hetzelfde autoclaafzakje worden geplaatst voor sterilisatie. - Breng een hemostat onder de ingesneden huid en duw deze naar de plaats waar de osmotische minipomp zal worden geïmplanteerd. Open en sluit de hemostat voorzichtig om een zak voor de minipomp te maken.
- Gebruik een steriel hemostat om een geprimeerde osmotische minipomp uit de punt van de flowmodulator te kiezen. Duw de pomp door de ingesneden huid in de zak.
OPMERKING: Zorg ervoor dat de pomp en de canule geen niet-steriel oppervlak raken. - Breng wat lijm aan op de onderkant van de canule en bevestig deze in de canulehouder. Laat de canule langzaam door het geboorde gat 2 mm ventraal naar het schedeloppervlak zakken. Laat het daar minstens 5 minuten staan om de lijm te laten stollen.
- Voordat u de canule in de hersenen inbrengt, moet u ervoor zorgen dat de canule niet verstopt is en dat de oplossing goed stroomt.
OPMERKING: Soms kan glucose zich afzetten aan de punt van de canule als gevolg van een zeer lage stroomsnelheid, waardoor de stroom wordt geblokkeerd. - Knip met behulp van een schaar de bovenkant van de canule vast en zorg ervoor dat deze niet loskomt van het schedeloppervlak.
- Bedek de canule met een laag tandcement voor extra ondersteuning.
- Gebruik nylon hechtingen (5-0 grootte en 30 inch lang) om de wond te sluiten en breng actueel antibioticum op de wond aan om infectie te voorkomen.
- Schakel de isofluraan uit en laat het dier herstellen van de anesthesie. Breng het dier vervolgens over naar een nieuwe schone kooi.
- Postoperatieve zorg
- Controleer de muis na de operatie gedurende ten minste 1 week.
- Dien 5 mg/kg carprofen subcutaan toe, eenmaal per 24 uur gedurende drie dagen na de operatie.
- Laat de wond volledig genezen voordat u de hechtingen 7-10 dagen na de operatie verwijdert.
OPMERKING: Er werd waargenomen dat muizen met hoge CSF-glucose er langer over deden om te genezen. Het knippen van nagels op de achterpoten van de muis minimaliseert de kans op letsel op de plaats van de incisie als gevolg van het krabgedrag van muizen.
3. Vervanging van de minipompen
OPMERKING: Aangezien de minipompen die in deze studie worden gebruikt slechts 4 weken meegaan, werd de vervanging van minipompen ook getest om de duur van glucose-infusie te verlengen, zoals nodig kan zijn in het geval van langetermijnstudies. Dit omvatte de volgende stappen.
- Bereid de muizen voor op een operatie zoals hierboven beschreven.
- Maak een kleine verticale incisie van 1 cm in de huid iets boven de pomp.
- Plaats een hemostat onder de ingesneden huid en trek de pomp eruit.
- Verwijder de pomp uit de slang en sluit een nieuwe geprimeerde pomp aan op de slang.
- Steek de pomp terug naar binnen en naai de huid.
- Volg dezelfde instructies voor de zorg na de operatie als hierboven beschreven.
4. Procedure voor de inzameling van het CB
- Voorbereiding
- Trek glazen haarvaten met een diameter van 1 mm met een micropipettrekkermachine om tips met een diameter van 0,5 mm te verkrijgen. De instellingen zijn: warmte = 800, trek = 15, snelheid = 5 en tijd = 200 eenheden. Plaats de getrokken haarvaten in een steriele doos tot gebruik.
- Bevestig een naald van 27 G aan een spuit van 1 ml. Plaats het getrokken capillair op de naald en gebruik een klein plakbandje om de verbinding vast te zetten.
- Bevestig de spuit stevig in een capillaire houder van een micromanipulator.
- Bereid vervolgens de muis voor op een operatie, zoals beschreven in de pre-operatieve procedure hierboven.
- Chirurgische ingreep
- Plaats de muis op het stereotaxische frame. Nadat u de kop op het frame hebt bevestigd, zoals eerder beschreven, draait u de knoppen om het hoofd te kantelen zodat de neus naar beneden is gericht. Breng steriele gordijnen aan om het operatiegebied te beveiligen.
- Maak een kleine incisie op het dorsale oppervlak, beginnend bij het intra-auditieve vlak naar de caudale kant.
OPMERKING: Zorg ervoor dat u de slang niet beschadigt tijdens het maken van de incisie. - Verwijder de steun van het muislichaam en laat de muis verticaal rusten zodat de nek volledig dorsaal wordt uitgeschoven.
- Met behulp van een gebogen stompe tang, snijd je de achterste nekspieren voorzichtig van de middellijn om een klein venster te creëren. Gebruik vervolgens een natte wattentip-applicator om de nekspieren voorzichtig van de middellijn naar de periferie te verplaatsen.
- Observeer of de cisterna magna zichtbaar is, die verschijnt als een driehoekig venster met een transparant dura-membraan.
- Plaats de micromanipulator op het stereotaxische frame naast de muis en zorg ervoor dat de capillaire punt geen oppervlak raakt.
- Breek de capillaire punt voorzichtig zonder de opstelling te verstoren.
- Terwijl u in het vergrootglas kijkt (vergroting van 2,25x), draait u de bijbehorende knoppen op de micromanipulator om langzaam uit te lijnen en de capillaire punt naar de cisterna magna te bewegen.
- Enige weerstand wordt gevoeld zodra de capillaire punt het cisterna magna-membraan raakt. Duw heel langzaam de punt tegen het membraan met behulp van de knoppen.
OPMERKING: Zorg ervoor dat u geen bloedvaten in het membraan beschadigt. Deze stap is erg belangrijk om bloedbesmetting in de liquor te voorkomen. - Doorboor heel voorzichtig het membraan. CSF zal in één keer in het capillair beginnen te stromen als gevolg van negatieve druk in het capillair.
- Laat de opstelling enkele minuten staan totdat ~ 10 μL liquor in het capillair is verzameld.
- Trek vervolgens langzaam het capillair uit de cisterna magna en druk voorzichtig een steriele wattentipapplicator tegen de opening van de cisterna magna om csf-lekkage te stoppen.
- Verwijder het capillair voorzichtig uit de spuit en bevestig het aan een microcap-boldispenser. Druk op de bol om de liquor in een steriele microcentrifugebuis over te brengen.
- Plaats een steun onder de muis en draai de stereotaxische knoppen om het hoofd waterpas te zetten.
- Sluit de wond met nylon hechtingen.
- Injecteer 300 μL steriele zoutoplossing subcutaan voordat u de muis uit het apparaat verwijdert.
- Geef postoperatieve zorg aan de dieren zoals hierboven beschreven, totdat het tijd is om de hechtingen te verwijderen - ~ 7-10 dagen na de operatie.
5. Glucosetest
- Volg het protocol zoals beschreven in de glucose colorimetrische testkit.
- Verdun de natriumfosfaatbufferoplossing in de kit tot een concentratie van 50 mM in ultrazuiver water.
- Bereid glucosestandaarden in 0, 2,5, 5, 7,5, 10, 15, 20, 25 en 50 mg / dL bereiken van de 1.000 mg / dL stockoplossing die in de kit in verdunde bufferoplossing wordt geleverd.
- Bereid een 7-voudige verdunning van CSF-monsters in de buffer. Als het totale verzamelde CSF-volume bijvoorbeeld 10 μL is, is het zevenvoudige verdunde volume 70 μL.
- Pipetteer 15 μL glucosestandaarden en verdunde liquor in duplicaten in een plaat met 96 putten.
- Pipetteer 85 μL verdunde buffer in elk van de putten met standaarden en CSF.
- Voeg 6 ml verdunde buffer toe aan de injectieflacon met glucosecalorimetrisch enzymmengsel en draai het gedurende een paar seconden om grondig te mengen.
- Voeg 100 μL van het enzymmengselpreparaat toe aan elke put om de reactie te starten.
- Sluit de plaat af met een afdekvel en tik zachtjes op de plaat om de reagentia te mengen.
- Plaats de plaat gedurende 10 minuten in een incubator bij 37 °C. Injectieflacons met een hoog glucosegehalte beginnen onmiddellijk violet te worden.
- Verwijder na 10 minuten het deksel en meet de absorptie bij 500-520 nm met behulp van een plaatlezer.
- Bereken de glucoseconcentratie in de liquormonsters door hun waarden te interpoleren uit de standaardcurve.
6. Bloedglucosetest
- Maak een kleine laterale inkeping in de muizenstaart met behulp van een scheermesje en gebruik een druppel bloed om de bloedglucose te meten met een glucometer, volgens de handmatige instructies.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Mannelijke muizen werden geïmplanteerd met een canule geassembleerd tot een osmotische minipomp (figuur 1) om chronisch aCSF of een 50% glucose-oplossing in hun laterale ventrikels te injecteren (figuur 2). Csf werd 10 dagen na de operatie verzameld (figuur 3) om de werkzaamheid van deze procedure te valideren. De resultaten toonden een toename van de csf-glucosespiegels (gemiddeld: 327,7 mg / dL) bij muizen geïnfundeerd met 50% glu...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Dit artikel rapporteert een gedetailleerd protocol om csf-glucose bij muizen te verhogen door osmotische minipompen te gebruiken die zijn aangesloten op een canule die in de laterale ventrikel is geïmplanteerd. De chronische infusie van glucose in de muizenhersenen via deze procedure zal nuttig zijn bij het afbakenen van de effecten van langdurige hyperglycorrhachie op cognitie, systemisch glucosemetabolisme en energiebalans en voor een beter begrip van de pathogenese van diabetescomplicaties.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren dat ze geen belangenverstrengeling hebben.
Dankbetuigingen
National Institutes of Health verleent DK124619 aan KHC.
Start-up fondsen en pilot research award, Department of Medicine, University of Rochester, NY, aan KHC.
De Del Monte Institute for Neuroscience Pilot Research Award, Universiteit van Rochester, aan KHC.
University Research Award, Office of the Vice President for Research, University of Rochester, NY, aan KHC.
MUR ontwierp en voerde de methode uit, analyseerde resultaten, bereidde grafieken en figuren voor en schreef en redigeerde het manuscript. KHC bedacht en begeleidde de studie, analyseerde resultaten en schreef en redigeerde het manuscript. KHC staat garant voor dit werk. Alle auteurs keurden de definitieve versie van het manuscript goed.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 0.22 µm syringe filter | Membrane oplossingen | SFPES030022S | |
| 1 mL steriele spuit (Luer-lok tip) | BD | 309628 | |
| 1 mL TB-spuit | BD | 309659 | |
| 100 mL glazen beker | Fisher | N/a | |
| 100% Ethanol (Koptec) | DLI | UN170 | Gebruik 70% verdunning om het operatiegebied schoon te maken |
| 50 mL conische buis | Fisher | N/A | |
| Uitlijningsindicator | KOPF | 1905 | |
| Alzet herseninfusiekit | DURECT | Kit # 3; 0008851 | Snijd de buis in het pakket tot een lengte van 1 inch |
| Alzet osmotische pomp | DURECT | 2004 | Stromingssnelheid 0,25 µL/h |
| Anesthesiesysteem | Kent Scientific | SomnoSuite | |
| Betadine oplossing | Avrio Health | N/A | |
| CaCl2 . 2H2O | Fisher | C79-500 | |
| Cannula houder | KOPF | 1966 | |
| Centreringsscoop | KOPF | 1915 | |
| Tandarts lijm vloeibaar | Lang Dental | REF1404 | |
| Tandarts lijm poeder | Lang Dental | REF1220-C | |
| D-glucose | Sigma | G8270 | |
| Elektrische boor | KOPF | 1911 | Wanneer een gat wordt geboord, vermijd het scheuren van de dura mater |
| Oogsmeer (Optixcare) | CLC Medica | N/A | |
| Glazen parelsterilisaat (Germinator 500) | VWR | 101326-488 | Plaats instrumenten in steriel water om ze voor de operatie te laten afkoelen |
| Glucose Assay Kit | Cayman chemical | 10009582 | |
| H2O2 | Sigma | H1009-500ml | Breng 3% H2O2 aan op het schedeloppervlak om de schedelnaden zichtbaar te maken. |
| Haarknipmachine | WAHL | N/A | |
| Verwarmingskussens | Heatpax | 19520483 | |
| Hemostat | N/A | N/A | |
| Isofluraan (Fluriso) | Zoetis | NDC1385-046-60 | |
| KCl | VWR | 0395-500g | |
| Magneetstandaard | WPI | M1 | |
| Vergrotende bureaulamp | Brightech | LightView Pro Flex 2 | |
| Metalen spatel | N/A | N/A | |
| MgCl2 . 6H2O | Fisher | BP214-500 | |
| Micromanipulator (rechtshandig) | WPI | M3301R | |
| Micromanipulator met digitaal display | KOPF | 1940 | |
| Na2HPO4 . 7H2O | Fisher | S373-500 | |
| NaCl | Sigma | S7653-5Kg | |
| NaH2PO4 . H2O | Fisher | S369-500 | |
| Neosporin | Johnson & Johnson | N/A | Breng topische zalf aan om infectie te voorkomen |
| Parafilm | Bemis | DM-999 | |
| Rimadyl (Carprofen) 50mg/ml | Zoetis | N/A | 5 mg/kg, subcutaan, voor pijnstilling |
| Schaar | N/A | N/A | |
| Stereotaxisch uitlijningssysteem | KOPF | 1900 | |
| Steriele 27 gauge naald | BD | 305109 | |
| Steriele wattenstaafjes (Solon) | AMD Medicom | 56200 | |
| Steriele nylon hechtdraad (5.0) | Oasis | MV-661 | Gebruik niet-absorbeerbare hechtingen om de wond te sluiten |
| Steriele scherpe schaar | N/A | N/A | |
| Steriele chirurgische messen | VWR | 55411-050 | |
| Chirurgische handschoenen (Nitril) | Ammex | N/A | Verwissel handschoenen als er vermoeden is van besmetting |
| Dienblad | N/A | N/A |
Referenties
- Moheet, A., Mangia, S., Seaquist, E. R. Impact of diabetes on cognitive function and brain structure. Annals of the New York Academy of Sciences. 1353, 60-71 (2015).
- Takeda, S., et al. Diabetes-accelerated memory dysfunction via cerebrovascular inflammation and Abeta deposition in an Alzheimer mouse model with diabetes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (15), 7036-7041 (2010).
- Arvanitakis, Z., Wilson, R. S., Bienias, J. L., Evans, D. A., Bennett, D. A. Diabetes mellitus and risk of Alzheimer disease and decline in cognitive function. Archives of Neurology. 61 (5), 661-666 (2004).
- Zilliox, L. A., Chadrasekaran, K., Kwan, J. Y., Russell, J. W. Diabetes and cognitive impairment. Current Diabetes Reports. 16 (9), 87(2016).
- Reno, C. M., Litvin, M., Clark, A. L., Fisher, S. J. Defective counterregulation and hypoglycemia unawareness in diabetes: mechanisms and emerging treatments. Endocrinology and Metabolism Clinics of North America. 42 (1), 15-38 (2013).
- Cryer, P. E., Davis, S. N., Shamoon, H. Hypoglycemia in diabetes. Diabetes Care. 26 (6), 1902-1912 (2003).
- Hwang, J. J., et al. Hypoglycemia unawareness in type 1 diabetes suppresses brain responses to hypoglycemia. The Journal of Clinical Investigation. 128 (4), 1485-1495 (2018).
- Cryer, P. E., Gerich, J. E. Glucose counterregulation, hypoglycemia, and intensive insulin therapy in diabetes mellitus. The New England Journal of Medicine. 313 (4), 232-241 (1985).
- Tigchelaar, C., et al. Elevated cerebrospinal fluid glucose levels and diabetes mellitus are associated with activation of the neurotoxic polyol pathway. Diabetologia. 65 (7), 1098-1107 (2022).
- Zheng, H., et al. Cognitive decline in type 2 diabetic db/db mice may be associated with brain region-specific metabolic disorders. Biochimica et Biophysica Acta. Molecular Basis of Disease. 1863 (1), 266-273 (2017).
- Ernst, A., et al. Diabetic db/db mice exhibit central nervous system and peripheral molecular alterations as seen in neurological disorders. Translational Psychiatry. 3 (5), 263(2013).
- Wang, Y., Yang, Y., Liu, Y., Guo, A., Zhang, Y. Cognitive impairments in type 1 diabetes mellitus model mice are associated with synaptic protein disorders. Neuroscience Letters. 777, 136587(2022).
- Jolivalt, C. G., et al. Type 1 diabetes exaggerates features of Alzheimer's disease in APP transgenic mice. Experimental Neurology. 223 (2), 422-431 (2010).
- Paxinos, G., Franklin, K. B. J. Paxinos and Franklin's The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Academic Press. (2019).
- Vinik, A. I., Maser, R. E., Mitchell, B. D., Freeman, R. Diabetic autonomic neuropathy. Diabetes Care. 26 (5), 1553-1579 (2003).
- Furman, B. L. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Current Protocols. 1 (4), 78(2021).
- Grieb, P. Intracerebroventricular streptozotocin injections as a model of Alzheimer's disease: in search of a relevant mechanism. Molecular Neurobiology. 53 (3), 1741-1752 (2016).
- Kealy, J., et al. Acute inflammation alters brain energy metabolism in mice and humans: role in suppressed spontaneous activity, impaired cognition, and delirium. The Journal of Neuroscience. 40 (29), 5681-5696 (2020).
- Dougherty, J. M., Roth, R. M. Cerebral spinal fluid. Emergency Medicine Clinics of North America. 4 (2), 281-297 (1986).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
