Methodenartikel

Calciumbeeldvorming bij superieure colliculus bij muizen

DOI:

10.3791/65181

⸱

21 april 2023

 ,  , 
1Chinese Institute for Brain Research

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft de procedure voor het in beeld brengen van calciumresponsen in de superieure colliculus (SC) van wakkere muizen, inclusief het in beeld brengen van de activiteit van één neuron met twee fotonen met behulp van twee-fotonmicroscopie terwijl de cortex intact blijft bij wild-type muizen, en het in beeld brengen van de gehele SC met breedveldmicroscopie bij mutante muizen met gedeeltelijke cortex.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De superieure colliculus (SC), een evolutionair geconserveerde middenhersenstructuur bij alle gewervelde dieren, is het meest geavanceerde visuele centrum vóór het ontstaan van de hersenschors. Het ontvangt directe input van ~30 soorten retinale ganglioncellen (RGC's), die elk coderen voor een specifiek visueel kenmerk. Het blijft ongrijpbaar of de SC gewoon retinale kenmerken erft of dat er aanvullende en mogelijk de novo verwerking plaatsvindt in de SC. Om de neurale codering van visuele informatie in de SC te onthullen, bieden we hier een gedetailleerd protocol om visuele reacties optisch vast te leggen met twee complementaire methoden bij wakkere muizen. De ene methode maakt gebruik van twee-fotonmicroscopie om calciumactiviteit in beeld te brengen met een resolutie van één cel zonder de overlappende cortex te ablateren, terwijl de andere breedveldmicroscopie gebruikt om de hele SC van een gemuteerde muis af te beelden waarvan de cortex grotendeels onontwikkeld is. Dit protocol beschrijft deze twee methoden, waaronder diervoorbereiding, virale injectie, implantatie van de kopplaat, implantatie van pluggen, data-acquisitie en data-analyse. De representatieve resultaten tonen aan dat de calciumbeeldvorming met twee fotonen visueel opgewekte neuronale reacties onthult met een resolutie van één cel, en de calciumbeeldvorming met een breed veld onthult neurale activiteit over de hele SC. Door deze twee methoden te combineren, kan men de neurale codering in de SC op verschillende schalen onthullen, en een dergelijke combinatie kan ook worden toegepast op andere hersengebieden.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De superieure colliculus (SC) is een belangrijk visueel centrum bij alle gewervelde dieren. Bij zoogdieren ontvangt het directe input van het netvlies en de visuele cortex1. Hoewel optische opname op grote schaal is toegepast op de cortex 2,3,4,5, wordt de toepassing ervan in de SC belemmerd door slechte optische toegangen 6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 18,19. Het doel van dit protocol is om details te geven over twee complementaire methoden voor optische registratie van de neurale activiteit in de SC.

De SC bevindt zich onder de cortex en de transversale sinus, wat de optische toegang tot de colliculaire neuronen beperkt. Een benadering om deze beperking te overwinnen is om de overlappende cortex op te zuigen en de anterieure-laterale SC 7,9,10,13,14,19 bloot te leggen. Omdat de SC echter corticale input ontvangt, kan een dergelijke operatie van invloed zijn op hoe de SC-neuronen reageren op visuele stimuli. Om deze beperking te overwinnen, beschrijven we hier een alternatief protocol om de oppervlakkige laag van de posterieure-mediale SC af te beelden met een siliciumplug, terwijl de cortex intact blijft 8,11. Om een eencellige resolutie te bereiken, pasten we twee-fotonmicroscopie toe om calciumresponsen in de posterieure-mediale SC van wildtype muizen in beeld te brengen. Om een brede dekking te bereiken, pasten we bovendien breedveldmicroscopie toe om de volledige SC van een gemuteerde muis waarvan de achterste cortex zich niet heeft ontwikkeld20 in beeld te brengen.

De twee methoden die in dit protocol worden beschreven, zijn complementair aan elkaar. De calciumbeeldvorming met twee fotonen zonder de cortex te ablateren is geschikt voor het registreren van neurale activiteit met een resolutie van één cel met intacte corticale inputs. De breedveldcalciumbeeldvorming is geschikt voor het registreren van neurale activiteit in de gehele SC terwijl de ruimtelijke resolutie wordt opgeofferd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle experimentele procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen voor dierenwelzijn en goedgekeurd door de IACUC van het Chinese Institute for Brain Research, Beijing.

NOTITIE: De tijdlijn voor dit protocol is als volgt: 1) maak de zuignap; 2) injecteer het virus; 3) implanteer de kopplaat; 4) implanteer na 3 weken de plug; 5) Voer na een herstel en gewenning van ~3 dagen op de loopband twee-foton/breedveldbeeldvorming uit.

1. Voorbereiding van een zuignap (figuur 1A)

  1. Doe een druppel fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS, 1x) in een acrylschaal en raak deze aan met een platte naald van 21 G om de punt capillair te vullen.
  2. Bedek de punt van de naald met een doorschijnende siliconenlijm en laat ongeveer ~10 minuten fixeren.
  3. Knip de siliconenlijm met een schaar op een schijf met een diameter van ~2 mm.

2. Voorbereiding van pluggen (Figuur 1B)

  1. Maak een 0,75 mm dikke plastic vulplaat en knip in het midden een vierkant van 1 cm x 1 cm uit. Bereid twee acrylblokken voor. Reinig de vulplaat en acrylblokken met alcohol en veeg ze af met lenspapier.
  2. Leg de vulplaat op een acrylblok, deponeer de siliconenlijm in het midden om ~90% van de opening te vullen (vermijd luchtbellen), voeg nog een acrylblok en ~1 kg kracht toe en wacht 20 minuten.
  3. Snijd onder een chirurgische microscoop de siliconenlijm met een scalpel tot 1 mm hoge en 1,5 mm brede driehoekige prisma's boven een stuk papier met driehoeken erop gedrukt.
  4. Verwijder eventueel stof van de driehoekige prisma's met plastic plakband en plak het op een glazen dekglaasje met een diameter van 5 mm en een dikte van 0,15 mm.
  5. Leg het dekglaasje met de driehoekige prisma's onder een coronabehandelaar, zet de coronabehandelaar aan en breng deze dichter bij het dekglaasje totdat er bliksem verschijnt. Houd het een paar minuten op die positie totdat ze aan elkaar vastzitten.
    LET OP: Deze stap kan voor andere coronabehandelaars anders zijn.
  6. Doe de pluggen in een petrischaaltje en plaats deze een nacht in een broedmachine bij 70 °C.

3. Voorbereiding van dieren en injectie van viraal construct

  1. Gebruik C57BL/6J (wild-type) en Emx1-Cre:Pals1flox/wt (partiële-cortex)20 muizen van beide geslachten op een leeftijd van 6 weken (9 weken op het moment van beeldvorming).
  2. Steriliseer alle materialen en instrumenten die voor de chirurgische ingreep worden gebruikt.
  3. Verdoof de muis met 5% isofluraan en houd de isofluraan vervolgens op 1%-2% met een stroomsnelheid van 1 l/min tijdens de operatie. Bevestig het niveau van anesthesie door het ontbreken van een teenknijpreflex.
  4. Bevestig de muis met het hoofd op een stereotaxisch frame met oorbalken. Breng tijdens de operatie oogzalf aan op de ogen van de muis om uitdroging te voorkomen en houd de lichaamstemperatuur op 37 °C met een thermostatisch verwarmingskussen.
  5. Scheer de vacht en steriliseer het huidoppervlak met jodofoor en 75% ethanol. Injecteer lidocaïne (5 mg/kg, subcutane injectie [SQ]), tilidine (2 mg/kg, SQ) en meloxicam (2 mg/kg, SQ).
    OPMERKING: De chirurgische procedure voor sterilisatie, analgesie en lokale anesthesie kan per instelling verschillen.
  6. Verwijder de huid over de SC met een chirurgische schaar om de schedel bloot te leggen. Maak de schedel schoon met een wattenstaafje.
  7. Pas het stereotaxische frame aan totdat het schedeloppervlak vlak is. Boor een gat 0,5 mm lateraal en 0,42 mm voor de lambda totdat de dura bloot komt te liggen.
  8. Injecteer adeno-geassocieerd virus (AAV) dat GCaMP6m tot expressie brengt (rAAV2/9-hsyn-GCaMP6m; 1 x 1013 GC/ml opgelost in 1x PBS) op een diepte van 1 mm en 1,6 mm van de lambda met een afgeschuinde glazen micropipet (punt is afgeschuind tot 25° met een diameter van 40-50 μm).
  9. Injecteer op elke diepte 100 nL met een snelheid van 50 nL/min en wacht 5 minuten na elke injectie. Trek na de injectie de injector langzaam op.

4. Implantatie van de kopplaat

  1. Reinig de spieren en weefsels over de schedel en krab de schedel met een mes. Als er een bloeding optreedt, stop deze dan met gelschuim en reinig het bloed. Bevestig de hoofdplaat (Figuur 1C) aan de schedel met een zelfuithardend tandlijmharscement. Meng in het bijzonder een 3/4 lepel polymeer, drie druppels monomeer en een druppel katalysator in een keramische kom op ijs. Breng het mengsel aan op de kopplaat en de schedel. Bevestig ze aan elkaar en wacht 5 minuten totdat de lijm is uitgehard.
  2. Injecteer antibiotica (ceftiofur natrium, 5 mg/kg, SQ) om infecties te voorkomen. Haal de muis uit het stereotaxische frame en plaats hem op een verwarmingskussen voor herstel. Breng het terug naar de thuiskooi nadat u hersteld bent van de anesthesie. Geef voor pijnbestrijding ibuprofenhoudend drinkwater (0,5 ml/50 ml) aan de muis gedurende 3 dagen na de operatie.

5. Implantatie van de plug (figuur 2)

  1. Implanteer de plug 3 weken na de virale injectie. Verdoof en bevestig de muis op een stereotaxisch frame, zoals beschreven in stap 3.2-3.5. Bereid gelschuim gedrenkt in zoutoplossing om mogelijke bloedingen te stoppen.
  2. Boor een ovaal van 3 mm x 2 mm met een microboor gecentreerd op 0,5 mm achter de lambda. Verdun de grens van het ovaal totdat deze barst. Verdun de schedel voor het ovale opnamevenster om het dekglaasje dicht bij de SC te maken.
  3. Verwijder botflappen met een fijne pincet. Maak een snee in de dura achter de transversale sinus en verwijder het stuk dura. Voeg indien nodig kunstmatig hersenvocht (ACSF) toe aan de hersenen met een spuit van 3 ml om uitdroging te voorkomen. Droog de schedel en het opnamevenster af met gelschuim en wattenstaafjes.
  4. Doe een druppel siliconenlijm in het opnamevenster. Gebruik de zuignap om de plug met onderdruk vast te houden. Gebruik een gemotoriseerde micromanipulator om de zuignap te verplaatsen en laat de plug in de siliconenlijm zakken totdat het dekglaasje de schedel raakt. Beweeg vervolgens de plug ~1 mm naar voren om de transversale sinus weg te duwen en de SC bloot te leggen. Deze stap moet in 1-2 minuten worden uitgevoerd voordat de siliconenlijm plakkerig wordt.
  5. Reinig de kopplaat en breng butylcyanoacrylaat en harscement aan rond de grens van de plug om deze aan de kopplaat te bevestigen.
    OPMERKING: Bied postoperatieve zorg, zoals beschreven in stap 4.2.

6. Beeldvorming met twee fotonen (Figuur 3)

  1. Bevestig het dier met zijn kop op een roterende loopband. Plaats de loopband onder een microscoop met twee fotonen en stel de hoogte in op de juiste positie. Plaats een zwarte aluminium kegel tussen het objectief en de kopplaat om lichtvervuiling van de monitor voor visuele stimulatie te voorkomen. Laat de muis ~15 minuten wennen.
  2. Voer beeldvorming met twee fotonen uit op de microscoop met een vergroting van 16x, een numerieke apertuur van 0,8 (NA) en een werkafstand van 3 mm (WD). Gebruik een Ti:saffierlaser met modusvergrendelingstechniek die wordt bestuurd door twee galvoscanners om GCaMP6m te exciteren bij 920 nm. Stel het laservermogen op het monstervlak in tussen 20-80 mW.
  3. Scan een gezichtsveld van 600 μm x 600 μm bij 4,8 Hz met een ruimtelijke resolutie van 2,4 μ m/pixel en breng neurale activiteit in beeld over de diepte tot 350 μ m.
    OPMERKING: De bemonsteringsfrequentie en ruimtelijke resolutie zijn voor galvoscanners en moeten worden aangepast voor resonantiescanners.
  4. Verzamel uitgezonden fluorescentie met een dichroïsche spiegel en detecteer deze met behulp van een fotomultiplicatorbuis (PMT) nadat deze door een banddoorlaatfilter is gehaald.
  5. Registreer de voortbeweging van de muis op de loopband met een roterende encoder. Gebruik een camera met een 50 mm-lens om de pupilgrootte en -positie vast te leggen. Synchroniseer deze opnames en beeldacquisities met visuele stimulatie door triggers op te nemen die door de stimulatiecomputer worden verzonden.

7. Analyse van calciumresponsen gemeten door middel van beeldvorming met twee fotonen

  1. Corrigeer de hersenbeweging tijdens beeldvorming met behulp van SIMA21 of NoRMCorre22.
  2. Teken handmatig een interessegebied (ROI) met behulp van de Cell Magic Toverstaf (ImageJ) en pas het aan met een ellips in MATLAB. Extractie fluorescentiesporen van elke ROI na het verwijderen van neuropil-besmetting:
    figure-protocol-1
    F true en Frawzijn respectievelijk de gecorrigeerde en ruwe fluorescentie-amplitudes van de ROI, F neuropil is de fluorescentie-amplitude van de omringende neuropil en r is de out-of-focus neuropil-besmettingsfactor(0,7 voor onze opstelling). De r wordt geschat door het meten van de signalen op een bloedvat waarvoor Ftrue= 0, zoals eerder beschreven23,24.
  3. Verwijder langzame basislijnfluctuaties door de achtste percentielwaarde af te trekken van een venster van 15 s gecentreerd op elk frame25.
  4. Definieer visuele reacties van een neuron als de relatieve verandering van fluorescentie-amplitude in zijn ROI tijdens de stimulusperiode:
    figure-protocol-2
    F-piek is de piekamplitude van het fluorescentiespoor tijdens de visuele stimulatie en F-basislijnis de gemiddelde amplitude gedurende een periode van 0,5 s voorafgaand aan de stimulatie.

8. Breedveldbeeldvorming en gegevensanalyse (figuur 4)

  1. Bouw een groothoekmacroscoop met een tandemlens4 (Figuur 4A). De macroscoop met tandemlens bestaat uit twee cameralenzen (50 mm en 105 mm) die via een adapter zijn aangesloten en de vergroting is ~2x.
  2. Bereid muizen met gedeeltelijke cortex mutant voor zoals beschreven in stap 3.2-3.5. Injecteer 100 nL AAV die GCaMP6m tot expressie brengt op een diepte van 200 μm in het midden van elke zijde van de SC.
  3. Implanteer na ~3 weken een dekglaasje met een diameter van 5 mm over de SC. Voer een ovale craniotomie uit van 4 mm x 3 mm gecentreerd op de SC en verdun het bot eromheen. Druk vervolgens het dekglaasje rechtstreeks op de SC en bevestig het met harscement.
  4. Exciteer GCaMP6m met een blue light emitting diode (LED) met een excitatiefilter (469 nm ± 35 nm). Maak beelden met behulp van een CMOS-camera (Complementary Metal Oxide Semiconductor) na het passeren van een emissiefilter (525 nm ± 39 nm) bij 10 Hz. De camera bestrijkt een gebied van 5,36 mm x 2,85 mm bij een ruimtelijke resolutie van 2,63 μm/pixel.
  5. Convolve elke verkregen afbeelding met een genormaliseerd boxfilter en downsamplen deze tot 1/4 van de oorspronkelijke grootte. Definieer voor elke pixel in de afbeelding de respons, zoals beschreven in stap 7.4.
    OPMERKING: Bied postoperatieve zorg, zoals beschreven in stap 4.2.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Figuren 1A,B laten zien hoe respectievelijk de zuignap en de pluggen moeten worden gemaakt. Figuur 2 laat zien hoe u de plug met succes kunt implanteren. Na het implanteren van de plug wordt de posterieure-mediale SC blootgelegd, zoals weergegeven in figuur 2D. Figuur 3 toont calciumresponsen van SC-neuronen van een voorbeeld van een wild-type muis die is afgebeeld met behulp van twee-f...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kritieke stappen in het protocol
De meest kritische stap is de craniotomie in stap 5.2 en 5.3. Ten eerste is het bot op 0,5 mm achter de lambda dik en bevat het bloedvaten aan de binnenkant, die tijdens het boorproces bloedingen kunnen veroorzaken. Er moet voldoende gelschuim worden voorbereid om het bloeden te stoppen. Ten tweede is er een goede kans op angiorrhexis bij het verwijderen van het bot net boven de transversale sinus. Voor het oplossen van problemen is een alternatieve aanpak om het bot i...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk wordt ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (32271060). Y.-t.L. ontwierp het onderzoek, voerde het experiment uit, analyseerde de gegevens en schreef het manuscript. Z.L. en R.W. voerden het experiment uit.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
16x objectiefNikon
50-mm lensComputarM5018-MP2
5-mm dekglasWarner instrumentsCS-5R
bandpass filterChroma TechnologyHQ575/250 m-2p
butyl cyanoacrylaatVetbond, World Precision Instruments
camera voor pupilbewakingFLIRBFS-U3-04S2M-CS
camera voor widefield beeldvormingBasleracA2000-165µm
coronabehandelaarElectro-Technic ProductsBD-20AC
dichroischChroma TechnologyT600/200dcrb 
galvanometerCambridge Technology
glaskralen sterilisatorRWDRS1502
microboorRWD78001
micromanipulatorSutter InstrumentsQUAD
fotomultiplierbuisHamamatsuR3896
roterende encoderUSdigitalMA3-A10-125-N
zelfhardende tandheelkundige adhesieve harscement SuperBond C&B, Sun Medical Co, Ltd. Moriyama, Japan
thermostaat verwarmingspad RWD69020
Ti:Saffier laserSpectra-PhysicsMai Tai HP DeepSee
doorschijnende siliconenlijm Kwik-Sil, World Precision Instruments
loopbandXinglin Biology
Virusstammen
rAAV2/9-hsyn-Gcamp6mVector Core at Chinese Institute for Brain Research, Beijing
Dieren
C57BL/6J wild typeLaboratory Animal Resource Center at Chinese Institute for Brain Research, Beijing
Emx1-CreThe Jackson Laboratory 5628
Pals1flox/wtChristopher A. Walsh Lab
Software
ImageJNIH Image
LabviewNational Instruments
MATLABMathworks

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. May, P. J. The mammalian superior colliculus: laminar structure and connections. Progress in Brain Research. 151, 321-378 (2006).
  2. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  3. Ohki, K., Chung, S., Ch'ng, Y. H., Kara, P., Reid, R. C. Functional imaging with cellular resolution reveals precise micro-architecture in visual cortex. Nature. 433 (7026), 597-603 (2005).
  4. Ratzlaff, E. H., Grinvald, A. A tandem-lens epifluorescence macroscope: Hundred-fold brightness advantage for wide-field imaging. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2-3), 127-137 (1991).
  5. de Vries, S. E. J., et al. A large-scale standardized physiological survey reveals functional organization of the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 23 (1), 138-151 (2020).
  6. Mrsic-Flogel, T. D., et al. Altered map of visual space in the superior colliculus of mice lacking early retinal waves. The Journal of Neuroscience. 25 (29), 6921-6928 (2005).
  7. Cang, J., Wang, L., Stryker, M. P., Feldheim, D. A. Roles of ephrin-as and structured activity in the development of functional maps in the superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 28 (43), 11015-11023 (2008).
  8. Feinberg, E. H., Meister, M. Orientation columns in the mouse superior colliculus. Nature. 519 (7542), 229-232 (2015).
  9. Ahmadlou, M., Heimel, J. A. Preference for concentric orientations in the mouse superior colliculus. Nature Communications. 6, 6773(2015).
  10. de Malmazet, D., Kühn, N. K., Farrow, K. Retinotopic separation of nasal and temporal motion selectivity in the mouse superior colliculus. Current Biology. 28 (18), 2961-2969 (2018).
  11. Li, Y. T., Turan, Z., Meister, M. Functional architecture of motion direction in the mouse superior colliculus. Current Biology. 30 (17), 3304-3315 (2020).
  12. Gribizis, A., et al. Visual cortex gains independence from peripheral drive before eye opening. Neuron. 104 (4), 711-723 (2019).
  13. Inayat, S., et al. Neurons in the most superficial lamina of the mouse superior colliculus are highly selective for stimulus direction. The Journal of Neuroscience. 35 (20), 7992-8003 (2015).
  14. Barchini, J., Shi, X., Chen, H., Cang, J. Bidirectional encoding of motion contrast in the mouse superior colliculus. eLife. 7, 35261(2018).
  15. Savier, E. L., Chen, H., Cang, J. Effects of locomotion on visual responses in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 39 (47), 9360-9368 (2019).
  16. Schröder, S., et al. Arousal modulates retinal output. Neuron. 107 (3), 487-495 (2020).
  17. Ge, X., et al. Retinal waves prime visual motion detection by simulating future optic flow. Science. 373 (6553), (2021).
  18. Chen, H., Savier, E. L., DePiero, V. J., Cang, J. Lack of evidence for stereotypical direction columns in the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 41 (3), 461-473 (2021).
  19. Kasai, M., Isa, T. Effects of light isoflurane anesthesia on organization of direction and orientation selectivity in the superficial layer of the mouse superior colliculus. The Journal of Neuroscience. 42 (4), 619-630 (2022).
  20. Kim, S., et al. The apical complex couples cell fate and cell survival to cerebral cortical development. Neuron. 66 (1), 69-84 (2010).
  21. Kaifosh, P., Zaremba, J. D., Danielson, N. B., Losonczy, A. S. I. M. A. Python software for analysis of dynamic fluorescence imaging data. Frontiers in Neuroinformatics. 8, 80(2014).
  22. Pnevmatikakis, E. A., Giovannucci, A. NoRMCorre: An online algorithm for piecewise rigid motion correction of calcium imaging data. Journal of Neuroscience Methods. 291, 83-94 (2017).
  23. Kerlin, A. M., Andermann, M. L., Berezovskii, V. K., Reid, R. C. Broadly tuned response properties of diverse inhibitory neuron subtypes in mouse visual cortex. Neuron. 67 (5), 858-871 (2010).
  24. Göbel, W., Helmchen, F. In vivo calcium imaging of neural network function. Physiology. 22 (6), 358-365 (2007).
  25. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  26. Evans, D. A., et al. A synaptic threshold mechanism for computing escape decisions. Nature. 558 (7711), 590-594 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Twee fotonmicroscopieWidefield microscopieNeurale coderingVisuele verwerkingRetinale ganglioncellenImplantatie van hoofdplaatjesVirale injectieBeeldvorming van de muizenhersenen

Gerelateerde artikelen