Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Hickman-kathetergebruik voor langdurige vasculaire toegang in een preklinisch varkensmodel

6.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65221

⸱

31 maart 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Laboratory, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Molecular and Comparative Pathobiology, Research Animal Resources, Johns Hopkins University School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Er wordt een betrouwbare en reproduceerbare aanpak beschreven voor het inbrengen en onderhouden van een getunnelde Hickman-katheter voor langdurige vasculaire toegang bij varkens. Het plaatsen van een centraal veneuze katheter zorgt voor een gemakkelijke dagelijkse bemonstering van volbloed van wakkere dieren en intraveneuze toediening van medicatie en vloeistoffen.

Samenvatting

Centraal veneuze katheters (CVC's) zijn van onschatbare waarde in groot dieronderzoek, omdat ze een breed scala aan medische toepassingen mogelijk maken, waaronder bloedmonitoring en betrouwbare intraveneuze toediening van vloeistoffen en geneesmiddelen. In het bijzonder wordt de getunnelde Hickman-katheter (HC) met meerdere lumen vaak gebruikt in varkensmodellen vanwege de lagere bevrijdings- en complicaties. Ondanks minder complicaties in vergelijking met andere CVC's, vormt HC-gerelateerde morbiditeit een aanzienlijke uitdaging, omdat het lopende onderzoeken aanzienlijk kan vertragen of anderszins negatief kan beïnvloeden. Het correct inbrengen en onderhouden van HC's is van het grootste belang om deze complicaties te voorkomen, maar er is geen consensus over best practices. Het doel van dit protocol is om een uitgebreide beschrijving te geven van een aanpak voor het inbrengen en onderhouden van een getunnelde HC bij varkens die HC-gerelateerde complicaties en morbiditeit vermindert. Het gebruik van deze technieken bij >100 varkens heeft geresulteerd in complicatievrije octrooilijnen tot 8 maanden en geen kathetergerelateerde mortaliteit of infectie van de ventrale operatieplaats. Dit protocol biedt een methode om de levensduur van de HC te optimaliseren en begeleiding bij het benaderen van problemen tijdens het gebruik.

Inleiding

De onmisbare rol van centraal veneuze katheters (CVC's) in de patiëntenzorg is te danken aan hun gemak, gunstige veiligheidsprofiel en veelzijdigheid. Functies van een CVC zijn onder meer betrouwbare toegang voor totale parenterale voeding, hematopoëtische stamceltransplantatie, plasmaferese/aferese en efficiënte toediening van vocht, bloed of co-geneesmiddelen2. In de diergeneeskunde minimaliseren CVC's ook het ongemak bij dieren via de snelle verdunning van irriterende geneesmiddelen en bloedafname zonder herhaalde venapunctie3. Ondanks hun brede toepassingen brengt het gebruik van CVC's in groot dieronderzoek nog steeds een aantal aanzienlijke uitdagingen met zich mee4.

Percutane CVC-plaatsing via een voerdraad of inbrengkatheter kan moeilijk zijn voor niet-veterinaire onderzoekers, vooral bij dieren met diepe veneuzestructuren5. Een onjuiste CVC-installatietechniek kan leiden tot onbedoelde plaatsing in nabijgelegen constructies, waardoor echogeleide plaatsing of een radiografie na de procedure van de positionering noodzakelijk is6. In vergelijking met menselijke operatiekamers zijn echografieën echter niet direct beschikbaar in veel grote laboratoria voor dierproeven. Verder kan langdurig gebruik van verblijfskatheters leiden tot knikken, punctie, infectie of bevrijding door dieren, met mogelijke verstoring van tijdige behandeling, klinische monitoring en onderzoeksresultaten 4,7. Vervanging van de CVC vereist extra middelen, waaronder materiaalinkoop, chirurgische planning, nuchtere tijd en radiografische toegang. CVC-gerelateerde complicaties kunnen daarom aanzienlijke technische en financiële barrières opwerpen of een verstoring van productief translationeel onderzoek, met name bij varkens. Besmetting door voedsel of uitwerpselen, krabben tegen kooiwanden en schoppen tegen plaatsen van irritatie kunnen een CVC in gevaar brengen, en het risico op CVC-gerelateerde complicaties wordt versterkt door langdurig gebruik. Veilig en ongecompliceerd onderhoud van een CVC bij varkens vereist dus een zorgvuldige afweging van CVC-keuze, plaatsing, beveiliging, bescherming, sanitaire voorzieningen en bewaking.

De Hickman-katheter (HC) die in dit protocol wordt gebruikt, is een getunnelde CVC met een polyester manchet en één tot drie lumen, die vaak wordt gebruikt voor langdurige intraveneuze toegang bij mens en dier 1,4,8,9. De getunnelde katheterbenadering is in verband gebracht met lagere complicaties en onderhoudskosten in vergelijking met niet-getunnelde variaties10,11,12. De manchet vermindert de HC-bevrijding door deze op te nemen in de onderhuidse weefsels rond de plaats waar de huid de huid uitlaat. Het ontwerp met meerdere lumen maakt het ook mogelijk om medicatietoediening en bloedafname te scheiden, waardoor besmetting en onnauwkeurigheid van bloedmonsters tot een minimum worden beperkt. Desondanks is het gebruik van HC niet zonder uitdagingen, waarvan de meest voorkomende fracturen, migratie, occlusie en infectie zijn13,14,15,16. Een goede installatie en onderhoud van een HC zijn daarom onmisbare vaardigheden bij translationeel onderzoek. De huidige literatuur biedt echter weinig houvast voor best practices voor HC-gebruik bij varkens tijdens langetermijnproeven 5,6,17.

Het doel van deze studie is om een geoptimaliseerde aanpak te schetsen voor het inbrengen van HC in de interne halsader (IJV), huidbevestiging en duurzame bescherming die langdurige kathetergerelateerde complicaties en ongemak bij varkens minimaliseert. Een bespreking van de belangrijke overwegingen voor HC-gebruik, mogelijke uitdagingen die kunnen worden ondervonden en wijzigingen die de kwaliteit van deze aanpak kunnen verbeteren, is inbegrepen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met een dierprotocol dat is goedgekeurd door de Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Stammen van mannelijke en vrouwelijke varkens die HC-plaatsing ondergaan, zijn onder meer miniatuurvarkens uit de varkenskolonie van het Massachusetts General Hospital (MGH), Yucatan-varkens en Yorkshire-gekruiste varkens van een landbouwverkoper (20-40 kg). Varkens varieerden van 3-10 maanden oud toen de HC werd geplaatst. De HC kan op elk moment worden geplaatst ten opzichte van de experimentele procedure van het dier. Het wordt echter aanbevolen om het van tevoren te plaatsen om het verzamelen van basiswaarden van het bloed mogelijk te maken. Het wordt ook aanbevolen om de varkens ten minste 1 week te laten wennen voordat ze een experimentele manipulatie ondergaan.

1. Preoperatieve planning

  1. Laat voorafgaand aan de operatie een dierenarts een grondige klinische evaluatie van alle dieren uitvoeren.
  2. Vasten van de dieren (geen vast voedsel) ten minste 12 uur voorafgaand aan de procedure. Zorg te allen tijde voor water ad libitum . Weeg de dieren voor gecontroleerde toediening van medicijnen.
  3. Verdoof de dieren op de dag van de operatie met ketamine (20-30 mg/kg) en xylazine (2-3 mg/kg intramusculair [IM]) gemengd in een enkele spuit. Indien nodig kalmerende middelen (ketamine en xylazine) langzaam intraveneus toedienen [IV]. Gebruik een steriele oogzalf op de ogen om uitdroging onder narcose te voorkomen.
  4. Plaats een intraveneuze katheter in een marginale oorader en dien gedurende de hele procedure onderhoudsvloeistof toe in een dosis van 5-10 ml/(kg∙h) 0,9% zoutoplossing of ringerlactaatoplossing (LRS).
  5. Wanneer het dier in dorsale lighouding ligt, plaatst u een endotracheale tube van de juiste grootte, sluit deze aan op het anesthesieapparaat en plaats deze op handbeademing (gehandhaafd op isofluraan op 0,5-3% met 1-2 L O2/min).
  6. Preventieve analgesie toedienen (0,02 mg/kg buprenorfine IV); indien nodig intraoperatief aanvullende doses buprenorfine toedienen. Dien profylactische antibiotica (20-22 mg/kg cefazoline IV) toe 10 minuten voor aanvang van de operatie en opnieuw elke 90 minuten intraoperatief. Dien protonix (0,5-1,0 mg/kg IV) en maropitant citraat (1 mg/kg IV) eenmaal toe voor aanvang van de operatie.
  7. Scheer de ventrale en dorsale hals, die zullen dienen als plaats voor de plaatsing van de centraal veneuze katheter. Voer een voorbereidende voorbereiding van het operatiegebied uit met chloorhexidine-scrub.
  8. Bevestig dat het varken zich binnen een geschikt vlak van chirurgische verdoving bevindt. Evalueer de anesthesiediepte door de ooglid- en kaaktonus te testen. Verhoog indien nodig de inhalatie-anestheticum of dien langzaam extra kalmerende middelen (zoals ketamine) IV toe om effect te hebben.
  9. Breng de varkens over naar de operatietafel.

2. Intraoperatieve monitoring

  1. Controleer tijdens onderhoudsanesthesie continu de hartslag en elektrocardiografie, de niet-invasieve bloeddruk, pulsoximetrie, capnografie en de slokdarm- of rectale temperatuur, en registreer ten minste elke 15 minuten.
    1. Controleer de bloeddruk niet-invasief via een bloeddrukmanchet op een ledemaat of de staart.
    2. Gebruik een beademingsapparaat om de toediening van de ademhaling en inhalatie-anesthesie nauwkeuriger te regelen. Zorg er voor ventilatorparameters voor dat het ademvolume tussen de 5-10 ml/kg ligt. Pas de ademhalingsfrequentie tijdens de procedure aan als reactie op de anesthesiediepte van het dier; stel de maximale druklimiet in op 20 mmHg.
  2. Gebruik tijdens de hele operatie een temperatuurgeregelde warmeluchtdeken of -kussen om onderkoeling te voorkomen.

3. Chirurgische voorbereiding

  1. Wijs ten minste twee mensen aan om steriel te zijn (chirurg en assistent) en ten minste twee mensen om niet-steriel te zijn (circulator en anesthesist).
  2. Plaats het varken onder algemene anesthesie in buikligging op de operatietafel met de poten vastgezet voor stabilisatie (Figuur 1).
  3. Bereid het operatieveld aseptisch voor met drie afwisselende scrubs van chloorhexidine en 70% ethanol, gevolgd door een ionofoor op het huidoppervlak gedurende een minimale contacttijd van 10 minuten. Voer een steriele voorbereiding uit van de volgende twee gebieden:
    1. Strek je aan de ventrale zijde uit van de hoek van de onderkaak tot het midden van het borstbeen en strek je bilateraal uit tot de laterale rand van het sternocleidomastoïde. Leg steriele handdoeken langs de randen van het steriel voorbereide gebied.
    2. Bereid aan de dorsale zijde de dorsolaterale nek ipsilateraal voor op de doel-IJV. Plaats steriele handdoeken onder de dorsale nek en over het dorsale veld om de steriliteit te behouden tijdens het werken in het ventrale veld.
  4. Leg een steriel laken over de varkens. Knip een rechthoekig gebied in het laken om het ventrale veld bloot te leggen.
  5. Sluit op een aparte steriel gedrapeerde tafel de HC met dubbel lumen aan op een lang introducerstuk.
    1. Schroef de klemmen op luer lock-adapters aan het einde van elke lumenlijn (breed: rood; smal: wit). Spoel de rode en witte lijnen door met 10 ml 0,9% zoutoplossing. Klem vervolgens beide lijnen vast.

4. Identificatie en voorbereiding van de inwendige halsader

  1. Maak in het ventrale veld een incisie van 4 cm tussen de luchtpijp en de mediale rand van het sternocleidomastoïde (figuur 2). Verdeel het platysma en ontleed het bindweefsel om de IJV op de laterale rand van de sternocleidomastoïde spier te onthullen.
  2. Isoleer 3-4 cm van de IJV door de takken te verdelen met 4-0 gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtbanden. Ontleed omtrek weg van het omringende bindweefsel. Maak twee gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtbanden om de IJV op te schorten en te stabiliseren tijdens het inbrengen van de katheter (Figuur 3).
    1. Aan het craniale uiteinde van de IJV haalt u een gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtdraad twee keer onder het vat door om er een lus omheen te maken.
    2. Aan het caudale uiteinde van de IJV steekt u een gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtdraad eenmaal onder het vat om een tilband te maken.
  3. Laat de tractie van de hechtbanden los. Plaats een steriel, met zoutoplossing doordrenkt gaas op de operatieplaats om het vat te beschermen en de locatie van de stropdas te behouden.

5. Voorbereiding van de plaats van de katheteruitgang

  1. Verplaats het varken via zijwaartse kanteling naar de niet-chirurgische zijde om het ipsilaterale dorsale operatieveld bloot te leggen. Zet de ledematen weer vast (Figuur 4).
  2. Maak met een scalpel met een mesje #10 een punctie van 0.5 cm in de huid op de gewenste uitgangsplaats van de katheter - 3 cm lateraal van de wervelkolom en 5 cm caudaal van het hoofd (Figuur 5).

6. Inbrengen en tunnelen van de katheter

  1. Verwijder in het ventrale veld het natte gaas en identificeer het geïsoleerde IJV-segment opnieuw. Kies een doelingangsplaats om de katheter subcutaan in te brengen. Zorg ervoor dat deze zich op dezelfde diepte bevindt als de IJV, dieper dan de sternocleidomastoïde, en tussen de twee gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtbanden (Figuur 6).
    OPMERKING: Subcuticulaire patronen moeten hechtknopen hebben die onder de huid zijn begraven. Omdat de diepe huidhechtingen meerdere keren worden geknoopt om stabiliteit en onderhoud te garanderen, nemen ze af en toe een grotere ruimte in beslag dan gewenst en kunnen ze via de huid worden blootgesteld. Dit kleine blootstellingsgebied is niet van groot belang en de huid zou ondanks dit kleine blootstellingsgebied op de juiste manier moeten genezen.
  2. Plaats de dominante hand in het dorsale chirurgische veld en de niet-dominante hand in het ventrale chirurgische veld. Houd de HC-introducer in het dorsale chirurgische veld. Hang de resterende lengte van de katheter in de lucht boven het steriele veld.
  3. Steek de introducer met de dominante hand in de plaats van de uitgangspunctie en richt de punt van het apparaat naar de niet-dominante hand in het ventrale veld.
  4. Duw de punt van de inbrenger oppervlakkig en mediaal om de katheter door het vetweefsel te tunnelen, waarbij u met de niet-dominante hand voelt of de punt naar buiten komt. Zodra de punt op de plaats van binnenkomst van het doel tevoorschijn komt, trekt u de inbrenger en katheter door de onderhuidse tunnel totdat de manchet van de hoofdlijn zich net onder het huidoppervlak in het dorsale veld bevindt.
  5. Snijd de introducer van de lijn. Vervang het natte gaas op de ventrale operatieplaats.

7. Inbrengen van de katheter

  1. Leg de varkens weer in rugligging. Zet de ledematen weer vast, vervang steriele handschoenen en verwijder het gaas van de ventrale operatieplaats.
  2. Klem de uiteinden van de craniale en caudale gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtbanden vast. Laat de klemmen op de gordijnen rusten, zodat het IJV-segment iets hoger staat.
  3. Snijd het uiteinde van de katheter af tot ongeveer de lengte waarop deze tot 1/3 van de lengte van het borstbeen van het varken zou reiken.
    NOTITIE: Minimaliseer manipulatie van de kathetertip door de tip te doorsnijden met een enkele snede loodrecht op de lijn om fragmentatie of verstopping van de lijn te voorkomen. Eenmaal ingebracht, moet de HC in de vena cava superior liggen, onmiddellijk craniaal naar het rechter atrium (Figuur 7).
  4. Pak met een Adson-Brown-pincet het midden van het geïsoleerde IJV-segment vast. Maak op datzelfde punt een snede halverwege het vat met een gebogen Metzenbaum-schaar.
  5. Terwijl u het IJV-segment vasthoudt met de Adson-Brown-pincet, steekt u de aderprikker in het caudale segment van het vat (Figuur 6). Terwijl u de spanning op de schedelhechting handhaaft, brengt u het uiteinde van de katheter caudaal in het bloedvat en rijgt u het caudaal in. Zodra de katheter volledig is ingebracht, knoopt u de caudale hechtdraad één keer vast om de HC tijdelijk vast te zetten.
  6. Test de doorgankelijkheid van beide lijnen buiten het steriele veld via bloedafnames en spoelingen met 3-5 ml 0,9% normale zoutoplossing, gevolgd door 5 ml 100 USP-eenheden/ml gehepariniseerde zoutoplossing.
  7. Zodra de doorgankelijkheid is bevestigd, knoopt u de caudale hechtdraad een of twee keer meer vast om het distale IJV-segment rond de intraveneuze katheter vast te zetten. Knoop de schedelhechting één keer vast om de bloedstroom in het IJV-segment af te sluiten.
  8. Sluit de ventrale operatieplaats in lagen: platysma eenvoudige onderbroken hechtingen met een 3-0 gevlochten resorbeerbare hechting en subcuticulaire lopende hechtingen met een 3-0 monofilament resorbeerbare hechting.

8. Vastzetten van de katheter

  1. Val het zwijn af en plaats het terug in dorsale lighoek. Zet de ledematen weer vast.
  2. Bevestig de HC op meer dan drie punten aan de huid van het dier om loslating van de katheter te voorkomen (Figuur 8).
    1. Oriënteer de HC zo dat deze een "U"-vorm vormt.
    2. Identificeer de punten: zorg ervoor dat het eerste punt zich binnen 2 cm van de uitgangsplaats bevindt, het tweede punt zich boven het gevorkte gedeelte van de katheter bevindt, waar de rode en witte lijnen uiteenlopen, en het derde punt zich bovenaan de "U" tussen de eerste twee punten bevindt.
    3. Plaats op elk punt een stuk medische tape van ~3 cm van 1 inch (in) over de katheter om aan elke kant een vleugel te maken. Met een 0 synthetische, monofilament, niet-resorbeerbare polypropyleen hechtdraad, bevestigt u elke vleugel aan de huid via een enkele eenvoudige onderbroken hechting. Voeg op het tweede punt over het gevorkte gedeelte een enkele onderbroken hechting toe door de opening tussen de twee lijnen en zorg ervoor dat de knoop bovenop de tape ligt om irritatie te voorkomen.
      OPMERKING: Afhankelijk van de grootte van de plaats van de punctie van de dorsale nek, kan een eenvoudige onderbroken hechting worden geplaatst om de grootte te verkleinen en het risico op onbedoelde verplaatsing van de katheter uit de huid te minimaliseren. Zorg ervoor dat de manchet rond de katheter onderhuids blijft.
    4. Test de doorgankelijkheid van zowel de witte als de rode lijnen buiten het steriele veld via bloedafnames en spoelingen met 10 ml 0,9% normale zoutoplossing en 10 ml gehepariniseerde zoutoplossing.
  3. Maak een beschermende kraag.
    1. Wikkel 4 in katoenen vulling drie of vier keer om de nek op de volgende manier:
      1. Begin bij de dorsale nek in de linker schedelhoek, wikkel diagonaal naar de rechter caudale hoek, boven of onder de rode en witte lijnen. Wikkel onder de nek naar de linker caudale hoek. Wikkel diagonaal naar de rechtercraniale hoek, boven of onder de rode en witte lijnen, en wikkel vervolgens naar het startpunt in de linker craniale hoek. Wissel af om bij elke volgende wikkeling boven en onder de rode en witte lijnen te gaan.
        NOTITIE: De halsband moet de aanhechtingsplaatsen van de huid en de hoofdlijn van de HC volledig bedekken. Alleen de rode en witte lijnen mogen worden weggelaten en toegankelijk zijn.
    2. Wikkel 3 of 4 keer in elastisch plakband om de nek op dezelfde manier als de katoenen vulling (stap 8.4.1). Als het verband de lijnen bedekt, maak dan een spleet in het verband om ze op te vangen.
      NOTITIE: Zorg ervoor dat u deze laag niet te strak omwikkelt - een vinger moet gemakkelijk onder de beschermende kraag rondom kunnen worden geschoven.
    3. Met een 0 synthetische, monofilament, niet-resorbeerbare polypropyleen hechtdraad, hecht u elke hoek aan het einde van het verband aan de onderliggende lagen om zijn positie te behouden.
    4. Met een 0 synthetische, monofilament, niet-resorbeerbare polypropyleen hechtdraad, zet u de kraag vast aan de huid door een horizontale matrashechting lateraal aan de wervelkolom te binden aan zowel het craniale als het caudale uiteinde. Zorg ervoor dat de knopen bovenop het verband liggen.
    5. Maak een katheterzakje om de rode en witte lijnen te beschermen en op te bergen (Figuur 9).
      1. Knip een stuk elastisch plakband van ~100 cm lang en ~7,5 cm breed.
      2. Meet een stuk meetlint van ~16 cm. Vouw de tape om zodat de kleefzijden naar elkaar toe wijzen om een flap van 16 cm te maken met twee lagen tape. Herhaal dit proces met de resterende tape nog twee keer om drie flappen van gelijke lengte in een "W"-vorm te maken (Figuur 10).
      3. Vouw de resterende staart van tape over de rand van de drie flappen. Met de staart naar boven gericht, nummert u de flappen 1-3 van boven naar beneden. Nummer de zijkanten 1-4, beginnend vanaf de staartrand en met de klok mee.
      4. Verwijder aan zijde 4 een strook in de lengte van flap 2, met uitzondering van 1 cm aan beide uiteinden. Zorg ervoor dat de breedte van de strook ~1 cm is.
      5. Gebruik een 0 gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechting om lopende hechtingen uit te voeren: hecht flappen 1 en 3 aan elkaar aan kant 4, flappen 1, 2 en 3 aan elkaar aan kant 3 en flappen 1 en 2 aan elkaar aan kant 2. Snijd een gat van 2 cm door het midden van flap 1.
    6. Met flap 1 naar beneden gericht, lijnt u het gat uit met het punt waar de lijnen de kraag verlaten en oriënteert u het zakje zo dat de opening caudaal is. Zorg ervoor dat het zakje zich op de middellijn of iets lateraal van de dorsale nek bevindt.
    7. Trek de rode en witte lijnen door het gat in flap 1. Zorg ervoor dat de lijnen plat liggen tussen flappen 1 en 2, met flap 3 naar boven gericht (Figuur 8).
    8. Gebruik een 0 synthetische, monofilament, niet-resorbeerbare polypropyleen hechtdraad, bevestig het zakje aan de kraag met een eenvoudige onderbroken hechting in elke hoek en halverwege elke rand. Hecht niet door de huid.

9. Postoperatieve zorg

  1. Breng het varken na herstel van de anesthesie terug naar zijn thuiskooi. Vanwege de vretende aard van varkens, moet u ervoor zorgen dat het varken afzonderlijk wordt gehuisvest om te voorkomen dat de katheter door een soortgenoot wordt verwijderd. Als de katheter naast andere varkens wordt gehuisvest, plaats dan een barrière om te voorkomen dat de katheter tussen de kooien wordt gekauwd.
  2. Controleer het dier tijdens de onmiddellijke postoperatieve periode ten minste dagelijks op tekenen van pijn, infectie en genezing. Ademhalingsfrequentie, hartslag, temperatuur, energie, eetlust en waterverbruik zijn goede gezondheidsindicatoren gedurende deze tijd. Dien elke 48 uur extra doses van een pijnstiller toe (bijv. 0,12 mg/kg buprenorfine sustained release [SR] LAB) als er tekenen van pijn optreden. Voer dagelijks katheteronderhoud (stap 10) en visuele inspectie van de operatieplaats uit, te beginnen op de postoperatieve dag (POD) 1.
    OPMERKING: Onderzoekers die ervoor kiezen om deze Hickman-techniek voor het inbrengen van een katheter toe te passen, kunnen deze procedure wijzigen met multimodale analgesie; NSAID's kunnen echter de onderzoeksresultaten veranderen, afhankelijk van andere elementen van het experimentele ontwerp. Hiermee moet rekening worden gehouden voordat het analgesieregime wordt gepland.
  3. Zodra de operatieplaats van de katheter is genezen, voert u onderhoudscontroles uit op het dier: voer wekelijkse lichaamsgewichtmetingen uit en voer visuele controles uit tijdens het dagelijkse onderhoud van de katheter. Raadpleeg een dierenarts als zich tekenen van infectie ontwikkelen, zoals verminderde eetlust of verminderde energie. Als volledige bloedtellingen nodig zijn, verzamel dan bloed van de rode lijn.
    OPMERKING: Een leukocytose gekenmerkt door een neutrofilie wordt vaak waargenomen bij dieren met een infectie.

10. Onderhoud van de katheter

  1. Wijs de bredere rode lijn uitsluitend aan voor bloedafnames en de smallere witte lijn uitsluitend voor medicatietoediening. Hanteer de katheter altijd met gehandschoende handen.
    OPMERKING: Deze rollen kunnen verschillen, afhankelijk van de onderzoeksopzet.
  2. Spoel de rode (aangewezen bloedafname) lijn dagelijks door om de doorgankelijkheid te beoordelen en stolling als volgt te voorkomen:
    1. Gebruik een aseptische techniek: Veeg de clave en de punt van de spuit tussen elke stap af met een alcoholdoekje. Als de clave of spuit niet meer steriel wordt, vervang dan het besmette materiaal voordat u verder gaat.
    2. Spoel 1 ml 0,9% zoutoplossing in de leiding. Controleer of de vloeistof zonder overmatige kracht kan spoelen om te voorkomen dat stolsels van de lijn in het dier worden geduwd.
    3. Trek 2 ml vloeistof terug. Bevestig de doorgankelijkheid van de lijn door te observeren dat de teruggetrokken vloeistof donkerrood bloed is.
    4. Als bloedafname nodig is, bevestig dan een lege spuit om de juiste hoeveelheid bloed af te nemen.
      OPMERKING: Als er overtollig bloed wordt afgenomen, kan het bloed worden teruggevoerd naar het dier door het terug door de lijn te duwen om bloedverlies te verminderen. Dit mag alleen worden gedaan als de spuit met bloed nog steeds met behulp van een aseptische techniek wordt behandeld. Breng geen besmet bloed terug in de centrale lijn.
    5. Spoel de lijn door met 5 ml 100 USP/ml gehepariniseerde zoutoplossing, of een hoeveelheid die nodig is om de hele lijn door te spoelen. Klem de lijn vast. Doe de lijn terug in het beschermende zakje en zorg ervoor dat u de lijn niet knikt of knoopt.
  3. Spoel de witte (ontworpen medicatietoediening) lijn dagelijks door om de doorgankelijkheid te beoordelen en stolling als volgt te voorkomen:
    1. Gebruik een aseptische techniek: veeg de punt van de spuit tussen elke stap af met een alcoholdoekje. Als de clave of spuit niet meer steriel wordt, vervang dan het besmette materiaal voordat u verder gaat.
    2. Spoel 1 ml 0,9% zoutoplossing in de leiding. Controleer of de vloeistof zonder overmatige kracht kan spoelen om te voorkomen dat stolsels van de lijn in het dier worden geduwd.
    3. Dien medicijnen toe met behulp van deze lijn met een medicatiespecifieke snelheid en verdunning. Spoel de lijn door met 1-3 ml 0,9% zoutoplossing tussen medicijnen.
    4. Spoel de lijn door met 5 ml 100 USP/ml gehepariniseerde zoutoplossing, of een hoeveelheid die nodig is om de hele lijn door te spoelen. Klem de lijn vast. Doe de lijn terug in het beschermende zakje en zorg ervoor dat u de lijn niet knikt of knoopt.
  4. Controleer de claves dagelijks op tekenen van disfunctie, breuk of openlijke besmetting met bloed, voedsel of ontlasting. Vervang de clave dan onmiddellijk. Inspecteer het Hickman-zakje en de beschermende kraag dagelijks visueel om er zeker van te zijn dat de hechtingen die in stap 8.2 en 8.3 zijn geplaatst, intact blijven.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Meer dan 100 varkens hebben in ons laboratorium een succesvolle HC-insertie ondergaan. De HC kan in minder dan 1 uur veilig en correct worden geplaatst en vastgezet met een chirurg, assistent, circulator en anesthesist. Het maken van het katheterzakje duurt ongeveer 15-20 minuten. De techniek is eenvoudig en gemakkelijk aan te leren en is uitgevoerd door dierenartsen, chirurgische assistenten en medische studenten die onder toezicht instructies volgen.

HC's zijn tot 8 maanden op hun plaats geb...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hoewel CVC's een spectrum van functies vervullen in groot dieronderzoek, ontbreekt het in de huidige literatuur aan een consensusbenadering voor veilig en duurzaam gebruik in langetermijnonderzoeken gedurende 30 dagen. De stapsgewijze procedure van dit protocol voor het inbrengen van HC, het vastzetten van de huid en het bewaren in een handgemaakt zakje heeft aanzienlijke aanpassingen ondergaan voor kwaliteitsverbetering. Als zodanig presenteert dit protocol een techniek voor HC-gebruik die efficiënte en effectieve intra...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Geen van de auteurs heeft een financieel belang in een van de producten, apparaten of medicijnen die in dit manuscript worden genoemd.

Dankbetuigingen

We willen graag de steun erkennen van het leger, de marine NIH, de luchtmacht, VA en gezondheidszaken met betrekking tot de AFIRM II-inspanning onder toekenning CTA05: W81XWH-13-2-0052 en CTA06: W81XWH-13-2-0053. De U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, is het toekennende en beherende acquisitiekantoor. Meningen, interpretaties, conclusies en aanbevelingen zijn die van de auteur en worden niet noodzakelijkerwijs onderschreven door het ministerie van Defensie. Daarnaast willen we de steun erkennen van het Department of Defense Congressionally Directed Medical Research Programs (CDMRP), Reconstructive Transplantation Research Program (RTRP), door middel van onderscheidingen W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 en W81XWH18-1-0795. We willen ook de afdeling Plastische en Reconstructieve Chirurgie en de Johns Hopkins University School of Medicine erkennen. Daarnaast willen we de hele veterinaire staf bedanken, waaronder Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky en Victoria Manahan.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
#10 bladeMedlineMDS15110
0.9% Sterile Sodium ChlorideBaxter 2F7123
0-0 Coated and Braided Nonabsorbable SutureCovidienS-196
0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene SutureEthicon8690H
1 inch Medical Tape3M1548S-1
10 USP units/mL Heparin flushBecton, Dickinson and Company306424
3-0 Braided Absorbable SutureCovidienSL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle)
3-0 Monofilament Absorbable SutureCovidienSM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle)
4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture TiesEthiconA303H
70% EthanolVedcoVINV-IPA7
Adson tissue forcepsMPM Medical Supply132-508
Adson-Brown forcepsMPM Medical Supply106-2572
Air warming blanket and pad3M Bair HuggerUPC 00608223595770
Backhaus towel clampMPM Medical Supply117-5508
Brown needle holderMPM Medical Supply110-1513
BuprenorphinePAR Pharmaceutical3003408B
CefazolinHikma Farmacuetica (Portugal)PLB 133-WES/1
ChlorhexidineVet One501027
ClaveBaxter7N8399
Cotton PaddingMedlineNON6027
Debakey forcepsMPM Medical Supply106-5015
Elastic Adhesive Bandage Tape3MXH002016489
Halstead mosquito forcepsMPM Medical Supply115-4612
Hickman CatheterBard Access Systems603710
Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White ConnectorsBard Access Systems0601690 (red), 0601680 (white), 502017
Kelly hemostatic forcepsMPM Medical Supply115-7014
KetamineVet One383010-03
Lactated RingersBaxter2B2324X
Maropitant CitrateZoetis106
Mayo scissorsMPM Medical Supply103-5014
Metzenbaum scissorsMPM Medical Supply132-711
PantoprazoleJH PharmacyNDC 0143-9284-10
Scalpel blade handleMedlineMDS10801
Vein PickSAI infusion technologiesVP-10
Veterinary Ophthalmic OintmentDechraIS4398
XylazineVet One510004

Referenties

  1. Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
  2. Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , StatPearls Publishing. (2022).
  3. Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
  4. Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
  5. Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
  6. Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
  7. Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224(2020).
  8. Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
  9. Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
  10. Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
  11. Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
  12. Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
  13. da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385(2021).
  14. Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
  15. Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
  16. Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
  17. Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886(2021).
  18. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
  19. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  20. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  21. Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
  22. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
  23. Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
  24. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).
  25. Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
  26. Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
  27. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  28. Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238(2017).
  29. Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Centrale veneuze katheterkatheterplaatsingkatheteronderhoudtoegang tot de vena jugulariskathetercomplicatiesonderzoek bij grote dierenkatheterdoorlaatbaarheid
Hickman-kathetergebruik voor langdurige vasculaire toegang in een preklinisch varkensmodel
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.