Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Ex Vivo OCT-gebaseerde multimodale beeldvorming van menselijke donorogen voor onderzoek naar leeftijdsgebonden maculaire degeneratie

4.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65240

⸱

26 mei 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology and Visual Sciences, University of Alabama at Birmingham Heersink School of Medicine, 2Department of Ophthalmology, University Hospital of Zurich, 3Vitreous Retina Macula Consultants of New York, 4Department of Ophthalmology, New York University Grossman School of Medicine, 5Advancing Sight Network, 6Department of Ophthalmology, University Hospital Bonn

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Laboratoriumtests kunnen gebruikmaken van de prognostische waarde van de longitudinale optische coherentietomografie (OCT) -gebaseerde multimodale beeldvorming van leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD). Menselijke donorogen met en zonder AMD worden in beeld gebracht met behulp van OCT, kleur, nabij-infrarood reflectantie scanning laser oftalmoscopie, en autofluorescentie op twee excitatie golflengten voorafgaand aan weefselsectie.

Samenvatting

Een progressiesequentie voor leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD) geleerd van op optische coherentie tomografie (OCT) gebaseerde multimodale (MMI) klinische beeldvorming zou prognostische waarde kunnen toevoegen aan laboratoriumbevindingen. In dit werk werden ex vivo OCT en MMI toegepast op menselijke donorogen voorafgaand aan retinale weefselsectie. De ogen werden hersteld van niet-diabetische witte donoren van ≥80 jaar oud, met een death-to-preservation time (DtoP) van ≤6 uur. De bollen werden ter plaatse teruggevonden, gescoord met een trephine van 18 mm om het verwijderen van het hoornvlies te vergemakkelijken en ondergedompeld in gebufferd 4% paraformaldehyde. Kleurenfundusbeelden werden verkregen na verwijdering van het voorste segment met een ontleedkijker en een spiegelreflexcamera met behulp van trans-, epi- en flitsverlichting bij drie vergrotingen. De bollen werden in een buffer geplaatst in een speciaal ontworpen kamer met een 60 dioptrie lens. Ze werden afgebeeld met spectraaldomein OCT (30° maculakubus, 30 μm afstand, gemiddeld = 25), nabij-infrarode reflectie, 488 nm autofluorescentie en 787 nm autofluorescentie. De AMD-ogen vertoonden een verandering in het retinale pigmentepitheel (RPE), met drusen of subretinale drusenoïde afzettingen (SDD's), met of zonder neovascularisatie en zonder bewijs van andere oorzaken. Tussen juni 2016 en september 2017 werden 94 rechterogen en 90 linkerogen hersteld (DtoP: 3,9 ± 1,0 uur). Van de 184 ogen had 40,2% AMD, inclusief vroege intermediaire (22,8%), atrofische (7,6%) en neovasculaire (9,8%) AMD, en 39,7% had onopvallende macula's. Drusen, SDD's, hyperreflecterende foci, atrofie en fibrovasculaire littekens werden geïdentificeerd met behulp van OCT. Artefacten omvatten weefselopacificatie, loslatingen (bacillair, retinaal, RPE, choroïdaal), foveale cystische verandering, een golvende RPE en mechanische schade. Om de cryo-sectie te begeleiden, werden OCT-volumes gebruikt om de fovea- en oogzenuwkoporiëntatiepunten en specifieke pathologieën te vinden. De ex vivo volumes werden geregistreerd bij de in vivo volumes door de referentiefunctie voor eye tracking te selecteren. De ex vivo zichtbaarheid van de in vivo waargenomen pathologie hangt af van de conserveringskwaliteit. Binnen 16 maanden werden 75 snelle DtoP-donorogen in alle stadia van AMD hersteld en geënsceneerd met behulp van klinische MMI-methoden.

Inleiding

Vijftien jaar beheer van neovasculaire leeftijdsgebonden maculaire degeneratie (AMD) met anti-VEGF-therapie onder begeleiding van optische coherentietomografie (OCT) heeft nieuwe inzichten geboden in de progressievolgorde en microarchitectuur van deze veel voorkomende oorzaak van verlies van het gezichtsvermogen. Een belangrijke erkenning is dat AMD een driedimensionale ziekte is waarbij het neurosensorische netvlies, retinale pigmentepitheel (RPE) en vaatvlies betrokken zijn. Als gevolg van de OCT-beeldvorming van proefpatiënten en de collega-ogen van behandelde kliniekpatiënten, worden de kenmerken van pathologie die verder gaan dan die van kleurenfundusfotografie, al tientallen jaren een klinische standaard, nu erkend. Deze omvatten intraretinale neovascularisatie (type 3 maculaire neovascularisatie1, voorheen angiomateuze proliferatie), subretinale drusenoïde afzettingen (SDD's, ook wel reticulaire pseudodrusen genoemd)2, meerdere routes van RPE-lot3,4 en intens gliotische Müller-cellen in atrofie 5,6.

Modelsystemen zonder macula's (cellen en dieren) recreëren enkele plakjes van deze complexe ziekte 7,8,9. Verder succes bij het verbeteren van de last van AMD zou kunnen komen van de ontdekking en verkenning van primaire pathologie in menselijke ogen, het begrijpen van de unieke cellulaire samenstelling van de macula, gevolgd door vertaling naar modelsystemen. Dit rapport schetst een drie decennia durende samenwerking tussen een academisch onderzoekslaboratorium en een oogbank. De doelen van de weefselkarakteriseringsmethoden die hierin worden beschreven, zijn tweeledig: 1) om evoluerende diagnostische technologie te informeren door de basis van fundusverschijning en beeldvormingssignaalbronnen met microscopie aan te tonen, en 2) om AMD-monsters te classificeren voor gerichte (immunohistochemie) en ongerichte moleculaire ontdekkingstechnieken (beeldvormende massaspectrometrie, IMS en ruimtelijke transcriptomica) die de kegel-only fovea en staafrijke para- en perifovea behouden. Dergelijke studies zouden de vertaling naar klinische OCT kunnen versnellen, waarvoor een progressiesequentie en longitudinale follow-up mogelijk zijn door middel van eye-tracking. Deze technologie, die is ontworpen om de effecten van de behandeling te controleren, registreert scans van het ene kliniekbezoek naar het volgende met behulp van retinale vaten. Het koppelen van oog-gevolgde OCT aan laboratoriumresultaten verkregen met destructieve technieken zou een nieuw niveau van prognostische waarde kunnen bieden aan moleculaire bevindingen.

In 1993 maakte het onderzoekslaboratorium kleurenfoto's van postmortale fundus op film10. Deze inspanning werd geïnspireerd door de uitstekende fotomicroscopie en histologie van het menselijke perifere netvlies door Foos en collega's 11,12,13 en de uitgebreide AMD clinicopathologische correlaties door Sarks et al.14,15. Vanaf 2009 werd ex vivo multimodale beeldvorming (MMI) verankerd op spectraal domein OCT aangenomen. Deze overgang werd geïnspireerd door de soortgelijke inspanningen van anderen 16,17 en vooral door het besef dat zoveel van de door de Sarken beschreven ultrastructuur in drie dimensies beschikbaar was, in de loop van de tijd, in de kliniek 18,19. Het doel was om ogen te krijgen met aangehechte macula's in een redelijk tijdsbestek voor goed aangedreven studies van fenotypes op cellulair niveau in het netvlies, RPE en vaatvlies. De bedoeling was om verder te gaan dan "per oog" statistieken naar "per laesie type", een standaard beïnvloed door de "kwetsbare plaque" concepten van hart- en vaatziekten20,21.

Het protocol in dit rapport weerspiegelt de ervaring met bijna 400 paar donorogen die in verschillende stromen zijn toegevoegd. In 2011-2014 werd de Project MACULA-website van AMD histopathology gemaakt, die laagdiktes en annotaties van 142 gearchiveerde exemplaren bevat. Deze ogen werden bewaard van 1996-2012 in een glutaaraldehyde-paraformaldehydefixatief voor hoge resolutie epoxyhars histologie en elektronenmicroscopie. Alle fundi waren bij ontvangst in kleur gefotografeerd en werden vlak voor de histologie door OCT opnieuw in beeld gebracht. Een ooghouder die oorspronkelijk was ontworpen voor oogzenuwstudies22 werd gebruikt om plaats te bieden aan een weefselpons van 8 mm met een diameter van volledige dikte gecentreerd op de fovea. OCT B-scans door het foveale centrum en een site 2 mm superieur, overeenkomend met histologie op dezelfde niveaus, werden geüpload naar de website, plus een kleurenfundusfoto. De keuze van de LGO-vliegtuigen werd bepaald door de prominentie van AMD-pathologie onder de fovea23 en de prominentie van SDD's in staafrijke gebieden die superieur zijn aan de fovea24,25.

Vanaf 2013 waren ogen die tijdens het leven met OCT-verankerde MMI in beeld waren gebracht beschikbaar voor directe clinicopathologische correlaties. De meeste (7 van de 10 donoren) betroffen patiënten in een verwijzingspraktijk voor het netvlies (auteur: K.B.F.), die een geavanceerd richtlijnregister aanbood voor patiënten die geïnteresseerd waren in het doneren van hun ogen na de dood voor onderzoeksdoeleinden. De ogen werden hersteld en bewaard door de lokale oogbank, overgebracht naar het laboratorium en op dezelfde manier voorbereid als de Project MACULA-ogen. Premortale klinische OCT-volumes werden naadloos gelezen in het laboratorium, waardoor de pathologiekenmerken die tijdens het leven werden gezien, werden afgestemd op de kenmerken die onder de microscoopwerden gezien 26.

Vanaf 2014 begon prospectieve oogverzameling met screening op AMD in donorogen zonder klinische voorgeschiedenis, maar bewaard gedurende een gedefinieerde tijdslimiet (6 uur). Voor dit doel werd de ooghouder aangepast om plaats te bieden aan een hele wereldbol. Dit verkleinde de kans op loslating rond de snijranden van de eerder gebruikte 8 mm pons. De ogen werden bewaard in 4% gebufferd paraformaldehyde voor immunohistochemie en de volgende dag overgebracht naar 1% voor langdurige opslag. In 2016-2017 (pre-pandemie) werden 184 ogen van 90 donoren hersteld. De statistieken en afbeeldingen in dit rapport zijn gegenereerd uit deze serie. Tijdens het pandemietijdperk (lockdowns en nasleep van 2020) gingen prospectieve collecties voor transcriptomics en IMS-samenwerkingen in een lager tempo door, voornamelijk met behulp van de methoden van 2014.

Er zijn andere methoden voor donoroogbeoordeling beschikbaar. Het Minnesota Grading System (MGS)27,28 is gebaseerd op het AREDS klinische systeem voor kleurenfundusfotografie 29. De beperkingen van deze methode omvatten het combineren van atrofische en neovasculaire AMD in één stadium van "late AMD". Verder omvat de MGS de verwijdering van het neurosensorische netvlies vóór de fotodocumentatie van het RPE-vaatvlies. Deze stap verwijdert SDD's in verschillende mate30,31 en verwijdert de ruimtelijke correspondentie van het buitenste netvlies en het ondersteunende systeem. Pogingen om metabole vraag en signalering van het netvlies te koppelen aan pathologie in het RPE-vatoïde kunnen dus worden belemmerd. Het Utah-systeem implementeerde MMI met behulp van ex vivo kleurenfotografie en OCT om ogen bestemd voor dissectie te categoriseren in regio's voor RNA- en eiwitextracties32. Hoewel het de voorkeur verdient boven extracties met hele oogschelpen, vertegenwoordigt het gebied met een diameter van 3 mm met het hoogste risico op AMD-progressie33,34 slechts 25% van een fovea-gecentreerde pons met een diameter van 6 mm. Technieken die bevindingen kunnen lokaliseren met betrekking tot de fovea, zoals seriële secties voor immunohistochemie, zijn dus voordelig.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De institutionele beoordelingsraad van de Universiteit van Alabama in Birmingham keurde de laboratoriumstudies goed, die zich hielden aan Good Laboratory Practices en Biosafety Level 2/2+. Alle Amerikaanse oogbanken voldoen aan de Uniform Anatomical Gifts Act van 2006 en de Amerikaanse Food and Drug Administration. De meeste Amerikaanse oogbanken, waaronder Advancing Sight Network, voldoen aan de medische normen van de Eye Bank Association of America.

De Tabel met materialen geeft een overzicht van de benodigdheden en apparatuur. Aanvullend materiaal 1 geeft een overzicht van de dissectie, kleurenfundusfotografie en OCT-gebaseerde MMI. Aanvullend materiaal 2 bevat details over de op de LGO gebaseerde MMI.

1. Criteria voor weefselverzameling

  1. Om de opbrengst van AMD-ogen in een scherm van ongedocumenteerde donoren te maximaliseren, stelt u de volgende criteria in voor acceptabele donoren: leeftijd ≥ 80 jaar, wit, niet-diabetisch en ≤6 uur death-to-preservation (DtoP).
    OPMERKING: DtoP wordt gedefinieerd als de tijd tussen overlijden en wanneer het oog in een verstrekt conserveermiddel wordt geplaatst, hetzij in het ziekenhuis of in het laboratorium.

2. Conserveringsmedium en ander preparaat (laboratorium)

  1. Maak 4% fosfaat-gebufferd paraformaldehyde uit 20% voorraad (gekocht). Bereid 1 L door 200 ml 20% paraformaldehyde (verdunningsfactor van 5) toe te voegen aan 800 ml 0,1 M Sorenson's fosfaatbuffer. Test en pas indien nodig aan om ervoor te zorgen dat de pH 7,2 is. Bewaren bij 4 °C.
  2. Doseer 30 ml 4% fosfaat-gebufferd paraformaldehyde in potten van 40 ml.
  3. Voorraad gelabeld 40 ml containers met conserveermiddel op de oogbank, zodat het weefsel op elk moment en op elke dag kan worden hersteld.
  4. Maak voor de opslag van geconserveerde ogen 1% paraformaldehyde van de 4% -oplossing. Bereid 1 L door 250 ml 4% paraformaldehyde (verdunningsfactor van 4) toe te voegen aan 750 ml 0,1 M Sorenson's fosfaatbuffer. Test en pas de pH indien nodig aan. Bewaren bij 4 °C.
    1. Bereid 1 l van een 0,1 M-oplossing uit de 0,2 M-oplossing van Sorenson's fosfaatbuffer, pH 7,2, door 500 ml gedestilleerd water en 500 ml Sorenson's buffer te combineren.
    2. Pas de pH-daling druppelsgewijs aan met 1 N zoutzuur of 1 N natriumhydroxide. Bewaren bij 4 °C.
  5. Maak een houder om de ogen te stabiliseren tijdens de dissectie. Vul een petrischaaltje met tandwas verwarmd tot het vloeibaar is. Wanneer het enigszins koel is, maak er dan een hemisferische indruk in met een groot kogellager en vries de schaal vervolgens in om het verwijderen van het kogellager te vergemakkelijken.

3. Oogbank methoden

  1. Om een snel herstel van onderzoeksweefsels te garanderen, moet u alle weefsels snel herstellen, inclusief die welke bestemd zijn voor transplantatie.
  2. Ontvang overlijdensverwijzingen, zoals vereist door de wet, binnen 1 uur na overlijden en volg elke donor met een verwijzingsvolgnummer dat het weefsel volgt.
  3. Om gevallen met potentiële klinische documentatie te vinden, stelt u AMD- en oogziektespecifieke vragen in het donorrisicobeoordelingsinterview voor onderzoek.
  4. Om de reistijd te minimaliseren, herstelt u hele bollen (in tegenstelling tot alleen hoornvliezen voor transplantatie) binnen een compact gebied (d.w.z. stad en aangrenzende voorstedelijke provincie).
  5. Breng twee potten conserveermiddel (gebufferd 4% paraformaldehyde) naar de ziekenhuiskamer van de overledene voor weefselherstel (in plaats van te wachten tot het lichaam naar een mortuarium wordt verplaatst).
  6. Communiceer voor en tijdens het herstel met de onderzoekers om de levering en timing te bevestigen.
  7. Herstel de bollen ter plaatse in het ziekenhuis, open ze met consistente hanteringsmethoden en dompel het geopende oog onder in conserveermiddel (figuur 1).
    1. Houd het weggesneden donoroog op zijn plaats met behulp van een gaasmantel gestabiliseerd door een hemostaat.
    2. Om het verwijderen van het hoornvlies met een 2 mm brede rand van sclera te vergemakkelijken, gebruikt u een trephine met een diameter van 18 mm om de bol te scoren.
    3. Om het hoornvlies met een bijbehorende rand van sclera te bevrijden, knipt u langs de gescoorde cirkel met een veerbelaste schaar met gebogen uiteinden terwijl u de bol stabiliseert met het hemostat-geknipte gaas.
    4. Til het hoornvlies van de sclera op en stel de iris en het ciliaire lichaam bloot.
    5. Om de penetratie van het conserveermiddel in de glasachtige kamer te vergemakkelijken, maakt u een 2 mm lange spleet in de iris loodrecht op de pupilrand. Plaats de ogen in monsterpotten met 30 ml conserveermiddel bij 4 °C en breng ze over naar het laboratorium op nat ijs.
  8. Verzend geanonimiseerde donorinformatie elektronisch van de oogbank naar de database van het onderzoekslaboratorium.
    OPMERKING: De database onderhoudt het verwijzingsnummer, het oogbankweefselnummer en het laboratorium-ID-nummer voor tracking, plus andere relevante informatie.

4. Weefselvoorbereiding voor ex vivo kleurenfundusfotografie

  1. Gebruik twee stereomicroscopen, één voor dissectie en één voor kleurenfundusfotografie.
    OPMERKING: Voor transilluminatie om pigmentveranderingen te visualiseren, gebruikt u een basis voor donkerveldmicroscopie.
  2. Verwijder de restanten van het voorste segment (iris en lens). Om het oog tijdens de dissectie te stabiliseren, plaatst u het in de petrischaal gevuld met was (aanvullend materiaal 1, dia's 7-8). Om te voorkomen dat het ciliaire lichaam en het aangehechte netvlies in de glasvochtholte instorten, minimaliseert u de verstoring van de ring van dik glasvocht dat aan het ciliaire lichaam is bevestigd (glasvochtbasis).
  3. Markeer de superieure paal voor oriëntatie. Leg de wereldbol met de voorste kant naar beneden in de schaal. Zoek de inbrengpezen van de superieure rectus en superieure schuine spieren. Breng met behulp van een houten applicator spaarzaam een markeringsinkt aan in een lijn van 10 mm in een voorste naar achterste richting (d.w.z. loodrecht op het tendineuze inbrengen van de superieure rectusspier).
  4. Vul voor het fotograferen de fundus met de fosfaatbuffer van koude Sorensen.
  5. Plaats een robijnrode kraal van 1 mm in de fundus als een interne schaalbalk die in elke afbeelding wordt weergegeven27.
  6. Verkrijg kleurenbeelden met een spiegelreflexcamera met één lens die is gemonteerd op een stereomicroscoop die is uitgerust met een ringflitser. Gebruik trans-, epi- en flitsverlichting bij elk van de drie standaardvergrotingen om beelden vast te leggen die bedoeld zijn om specifieke gebieden te markeren (aanvullend materiaal 1, dia 11): 1) de fundus naar de evenaar, 2) de achterste pool (vasculaire arcades, oogzenuwkop, fovea) en 3) de fovea in de macula lutea (gele vlek).

5. Voorbereiding voor ex vivo kleuren fundus fotografie

  1. Schakel de camera en monitor in. Sluit de externe sluiter aan en laat de actuator los in de HDMI-monitor (high-definition multimedia-interface) van de camera/televisie (tv) en de displaykabel.
  2. Stel de camera-instellingen in op de handmatige ISO-functie en de spiegelvergrendelingspositie (vergrendeld om trillingen te verminderen).
    OPMERKING: Raadpleeg de gebruikershandleiding van de fabrikant voor de instellingen op de gebruikte camera. Leer van de camera om de instellingen voor over-/onderbelichting weer te geven ten opzichte van het histogram en de belichtingsuitlezingen.
  3. Schik twee lichtbronnen, elk met twee flexibele lichtgeleiders die loodrecht op elkaar zijn geplaatst, voor verlichting in de vier windrichtingen op het microscooppodium (Aanvullend materiaal 1, pagina 10).
  4. Schakel de epi-verlichtingslichtbronnen in op vol vermogen.
    OPMERKING: Het is handig maar niet noodzakelijk om een zwarte vilten lijkwade rond het podium te hebben om de licht- / flitsverstrooiing voor de fotograaf te beperken.
  5. Gebruik bij de ontleedmicroscoop een tang om de achterste pool in een kwartskroes van 30 ml gevuld met buffer in te brengen. Laat het weefsel naar de bodem zakken. Plaats een beugel, zoals een weefselspons, tussen het oog en de wand van de kroes om beweging te voorkomen. Steek de 1 mm robijnrode kraal in de achterste pool.
    OPMERKING: De kraal kan in de oogzenuwcup vallen.
  6. Plaats de wereldbol voorzichtig in de smeltkroes op het stereomicroscooppodium en observeer de inwendige oculaire fundus door de microscoopoculairs. Met behulp van de laagste vergroting oriënteert u het oog door het weefselmerkteken op de positie van 12 uur, de oogzenuwkop (ONH) en de fovea 5° onder de ONH te identificeren. Draai het oog zo dat de fovea 5° onder een lijn door de ONH valt.
    OPMERKING: Als het een rechteroog is, bevindt de ONH zich rechts van de fovea, gezien door de oculairen van de microscoop. Als het een linkeroog is, bevindt de ONH zich links van de fovea.
  7. Schakel de weergave van de externe monitor vanaf de camera in. Zorg ervoor dat de schuifregelaar van de microscoopbundelsplitser is ingesteld om waar te nemen via de fotopoort en niet via de poort voor de oculairen. Afhankelijk van het licht- en spiegelpad, moet u voorbereid zijn om het weefsel 180 ° op het podium te draaien voor de juiste oriëntatie.

6. Beeldacquisitie met behulp van ex vivo kleurenfundusfotografie

  1. Terwijl de epi-verlichting is ingeschakeld, stelt u de vergroting zo in dat de volledige 18 mm trephine-incisie het hele gezichtsveld in beslag neemt. Verhoog de vergroting zodat het mogelijk is om scherp te stellen op de bodem van de foveale put. Verklein de vergroting tot de vorige instelling.
  2. Pas de ISO-instellingen aan in het bereik van 1.600-3.000, zodat de belichtingstijden in het middenbereik van de meter op de camera vallen.
  3. Druk op de externe sluitertrigger. Luister naar de spiegel om in de bovenste positie te vergrendelen. Druk nogmaals op de trigger voor belichting.
  4. Bekijk het beeld op de monitor, met de vooraf ingestelde metagegevens met rood, groen, blauw (RGB) en een kleurenhistogram voor de juiste belichting. Als de blootstelling aanvaardbaar is, ga dan verder; Zo niet, verwijder dan, evalueer de parameters opnieuw en maak opnieuw een afbeelding.
  5. Schakel de zwanenhalslampen uit voor epi-verlichting om drusen te markeren en schakel de flitser in, met een belichting van 1/4 s, een sluitertijd van de camera van 1/250 s en een ISO van 100-320. Stel de flitssnelheid in op de standaardinstelling of wijzig deze tijdens de eerste installatie van de camera. Maak een afbeelding en controleer het histogram op de juiste belichting.
  6. Schakel de flitser uit en schakel de transverlichtingslichtbron in. Reset de ISO naar boven de 5.000 en zorg ervoor dat de belichtingstijd niet onder de 1/30 s komt als gevolg van mogelijke trillingen in het fotografische systeem. Maak een afbeelding en controleer het histogram op de juiste belichting.
  7. Verhoog de vergroting om zowel de ONH als de fovea in het gezichtsveld te bekijken. Schakel de epi-verlichtingslampen in. Stel het ISO-bereik in op 1.600-3.000. Zorg ervoor dat de belichtingstijden in het middenbereik van de camera vallen.
  8. Schakel de epi-verlichtingslampen uit en schakel de flitser in, met een belichting van 1/4 s, de vooraf ingestelde sluitertijd van de camera ingesteld op 1/250 s en de ISO ingesteld op 400-800. Maak een afbeelding en controleer het histogram op de juiste belichting.
  9. Schakel de flitser uit en schakel de transverlichting in met behulp van de donkerveldbasis. Reset de ISO naar boven de 5.000. Zorg ervoor dat de belichtingstijd niet langzamer is dan 1/30 s als gevolg van mogelijke trillingen in het fotografische systeem. Verkrijg een afbeelding en controleer op een goed histogram.
  10. Schakel de transilluminatie uit en schakel de epi-verlichtingslampen weer in.
  11. Verhoog de vergroting tot die in stap 6.7. Herfocus indien nodig.
  12. Verhoog de ISO binnen het bereik van 3.000-6.000 en pas de belichtingstijd aan om binnen het juiste belichtingsbereik van de camera te vallen. Een afbeelding verkrijgen.
    OPMERKING: De robijnrode kraal verschijnt mogelijk niet meer in het gezichtsveld. Als dat het geval is, leg dan afzonderlijke afbeeldingen van de kraal vast bij deze vergroting ter referentie.
  13. Schakel de epi-verlichtingslampen uit. Zet de flitser aan met een belichting van 1/4 s en met de sluitertijd van de camera tot 1/250 s. Stel de flitssnelheid in op de standaardinstelling of wijzig deze tijdens de eerste installatie van de camera en stel de ISO in op 500-1.000. Verkrijg de afbeelding. Controleer het histogram voor de juiste belichting.
  14. Schakel de flitser uit en schakel de transverlichtingslampen in. Reset de ISO naar boven de 8.000 om een snellere belichtingstijd mogelijk te maken met een gevoeligere beeldsensor. Zorg ervoor dat de belichtingstijd niet onder de 1/30 s komt als gevolg van mogelijke trillingen in het fotografische systeem. Een afbeelding verkrijgen.
  15. Exporteer de beelden van de camera naar een computer. Bekijk de beelden voordat u het monster uit het microscoopstadium verwijdert voor het geval er opnieuw een aantal moet worden vastgelegd.

7. Beeldacquisitie overzicht voor ex vivo OCT en scanning laser oftalmoscopie (SLO)

  1. Voor spectraal domein OCT plaatst u de bollen in fosfaatbuffer in een aangepaste ooghouder met een kamer met een 60 dioptrielens35. Monteer de ooghouder aan een beugel op een klinisch OCT-beeldvormingsapparaat en bevestig deze op de plaats waar een patiënt zijn voorhoofd zou laten rusten. Het OCT-apparaat voegt automatisch een schaalbalk in elke afbeelding in.
  2. Tegelijkertijd, met hetzelfde apparaat en met het oog nog steeds in de houder, beeldt u de bollen af met een scannende laseroftalmoscoop (SLO) met behulp van nabij-infrarode reflectie (NIR, gebruikt als locatorbeeld door de inwonende software), 488 nm excitatie fundus autofluorescentie (FAF) en roodvrije (RF) reflectie.
    OPMERKING: De 787 nm excitatie FAF in dit apparaat is slechts af en toe geschikt omdat een beam-splitter de lichtdoorlatendheid naar de SLO vermindert. Om deze reden wordt een tweede apparaat voor 787 nm FAF-beelden (zie volgend punt) gebruikt.
  3. Afzonderlijk, maar met het oog nog steeds in de ooghouder, beeld je de bollen met 787 nm FAF voor het detecteren van RPE-storing36 met behulp van een apart apparaat dat deze modaliteit goed weergeeft.

8. Beeldacquisitieprotocol voor ex vivo OCT/SLO (zie dia's in Aanvullend materiaal 2)

  1. Geef de superieure rectusspier aan met weefselmarkeringskleurstof. Zet de laser aan (blauwe pijl, Aanvullend materiaal 2, pagina 1).
  2. Verwijzend naar pagina 2 van aanvullend materiaal 2, positioneert u de OCT-kop door de hele eenheid in twee assen ten opzichte van de basis te bewegen (groene pijl) en vervolgens de hoogte (y) te verhogen door de joystick met de klok mee / tegen de klok in te draaien (cw / ccw, blauwe pijlen). Stel het beeld scherp door aan de knop (oranje pijl) te draaien, met de zwarte hendel in positie R (*). Vergrendel het apparaat door de duimschroef (paarse pijl) vast te zetten.
  3. Steek het oog in de houder en stabiliseer vanaf het achterste aspect met afstandhouders (Aanvullend materiaal 1, pagina 13). Oefen zo min mogelijk druk uit om te voorkomen dat de sclera indeukt. Oriënteer met het weefselmerk voor de superieure rectusspier naar boven gericht.
    OPMERKING: De geschatte afstand van de voorkant van de ooghouder tot het OCT-apparaat is 25 mm.
  4. Open de eigen visualisatie- en analysesoftware voor het OCT-apparaat. In de linkerkolom verschijnt een patiëntenlijst. De oogdonoren geïndexeerd door een intern codenummer zijn de 'patiënten'. Raadpleeg de gebruikershandleiding van de fabrikant.
  5. Selecteer het pictogram Nieuwe patiënt . Vul de patiëntgegevens indien nodig in. Selecteer OK. Gebruik een logisch geordend nummeringssysteem voor individuele ogen, zoals JJYYNNNL, R_agesex. Dit kan bijvoorbeeld 2017016R_97F zijn.
  6. Nadat u bent doorgegaan met de gegevensinvoer in het volgende venster, drukt u op OK. Selecteer de operator en studeer in het vervolgkeuzemenu.
    OPMERKING: De ingevoerde informatie wordt weergegeven in de exporteerbare metagegevens.
  7. Nadat u een leeg scherm hebt bekeken, raakt u de gele knop aan om de beeldacquisitie te starten.
  8. Druk op IR + OCT (nabij-infraroodreflectie + OCT). Laat de laser een live SLO-beeld van de fundus en OCT B-scan verkrijgen.
    1. Voltooi de juiste anatomische positie op basis van de ONH en fovea en gebruik een houten applicator om de oogpositie in de houder aan te passen. Draai op het bedieningspaneel aan de zwarte ronde knop om de intensiteit aan te passen.
    2. Druk op dezelfde knop om gemiddeld 9-100 frames te maken (rode pijlen; 9 is voldoende, 100 ziet er romig uit). Als de eenheid correct is georiënteerd, moet de fundus scherp zijn en moet de OCT B-scan in het bovenste derde deel van het scherm verschijnen (aanvullend materiaal 2, pagina 9, dubbele rode pijl).
    3. Gebruik op de fundusafbeelding de cursor om de blauwe lijn naar het midden van de fovea te verplaatsen (Aanvullend materiaal 2, pagina 9, witte pijl). Druk op Verwerven.
      OPMERKING: Andere standaardknoppen zijn Retina, EDI (uit) en Line Scan.
  9. Druk op RF + OCT voor de volgende acquisitie. Controleer de positie opnieuw om er zeker van te zijn dat de afbeelding niet is verplaatst of verslechterd. Druk op de zwarte knop voor middeling. Druk op Verwerven.
  10. Schakel de interne kubus voor autofluorescentiebeeldvorming naar de excitatiegolflengten van 488 nm en 787 nm (Aanvullend materiaal 2, pagina 10).
    OPMERKING: De kubuspositie na de schakelaar wordt weergegeven.
  11. Selecteer Autofluorescentiemodus . Controleer de uitlijning opnieuw. Druk op Verwerven.
  12. Voor vermoedelijke gevallen van RPE-verstoring en atrofie selecteert u ICGA (indocyaninegroene angiografie) voor 787 nm autofluorescentie. Controleer de oogpositie opnieuw en druk op Verwerven.
    OPMERKING: Een fundusafbeelding verschijnt vaak niet in deze modaliteit omdat de interne kubus de bundel dempt.
  13. Schakel de interne kubus terug naar R voor IR en rode vrije beeldvorming voor volume-acquisitie.
    OPMERKING: De kubuspositie na de schakelaar wordt weergegeven op pagina 13 van aanvullend materiaal 2.
  14. Als u de OCT-volumes wilt verkrijgen, selecteert u IR en de volume-instelling. Pas alle instellingen op pagina 14 van aanvullend materiaal 2 aan door de juiste knoppen op de bedieningsmodule in te schakelen (30° maculakubus, afstand van 30 μm, gemiddeld afhankelijk van de experimentele vereisten).
  15. Merk op dat de nabij-infrarode reflectie fundusweergave is bedekt met blauwe B-scanlijnen. Controleer de OCT-positie in het bovenste derde deel van het rechtervenster opnieuw. Druk op Acquire (Verwerven ) op de besturingsmodule en wacht 5 minuten totdat de volumescan is voltooid. Wanneer de beeldacquisitie is voltooid, selecteert u EXIT. De beelden worden opgeslagen (rode pijl).
    OPMERKING: De blauwe lijnen bakenen de afstanden die in de vorige weergave zijn weergegeven in micrometers. De scans beginnen met nummeren vanaf de onderkant (inferieur) en gaan naar boven. Let op de voortgang van de rode lijn.
  16. Laat de computer de verkregen beelden verwerken, die op het scherm verschijnen (Aanvullend materiaal 2, pagina 16).
  17. Wanneer u de medeogen van één donor in beeld brengt, mag u de positie van de montagebeugel tussen de ogen niet wijzigen. Als het linkeroog eerst wordt afgebeeld, worden de resultaten weergegeven in de kolom OD (rechteroog). Klik met de rechtermuisknop om alle afbeeldingen te selecteren en selecteer vervolgens Exchange OS/OD. De afbeeldingen worden verplaatst naar de kolom OS.
  18. Druk op Selecteer > venster > database. Het scherm is standaard ingesteld op paneel 6 met de toevoeging van het donoroog in de rechterkolom (Aanvullend materiaal 2, pagina 18). Klik met de rechtermuisknop op de patiënt in het vervolgkeuzemenu, kies Batch en exporteer het E2E-bestand.
  19. Blader naar de vooraf bepaalde map die op het bureaublad is gemaakt voor bestandsoverdrachten. Selecteer OK. De map bevat de E2E-bestanden die naar een externe harde schijf moeten worden gekopieerd en gearchiveerd.
  20. Breng het oog in de houder naar de scanlaseroftalmoscoop, die voornamelijk wordt gebruikt voor autofluorescentie van 787 nm.
    OPMERKING: raadpleeg de gebruikershandleiding van de fabrikant voor het verkrijgen en archiveren van de afbeeldingen.
  21. Schakel de computer en de laser in.
  22. Selecteer het pictogram Nieuwe patiënt . Vul de patiëntgegevens indien nodig in.
  23. Als u het ooggegevensblad hetzelfde wilt houden, drukt u op OK. Aangezien de C-curve hetzelfde blijft, drukt u op Doorgaan.
  24. Selecteer Studiemodus en voer indien nodig het wachtwoord in. Houd de C-curve op 7,7 mm. Druk op OK.
  25. Selecteer Doorgaan om de C-curve te controleren. Selecteer de gele indicator om de camera te starten.
  26. Selecteer de R-positie . Lijn de wereld uit en oriënteer ze. Selecteer de IR-modus om scherp te stellen en te oriënteren zoals hierboven.
  27. Oriënteer de camerakop door de hele eenheid in twee assen ten opzichte van de basis te bewegen (aanvullend materiaal 2, pagina 28, groene pijl) en vervolgens de hoogte (y) van de eenheid te verhogen (blauwe pijlen). Stel het beeld scherp door aan de knop te draaien (oranje pijl). De zwarte hendel bevindt zich in stand R (*). Nadat deze kop op zijn plaats is, vergrendelt u het apparaat door aan de duimschroef (paarse pijl) te draaien.
  28. Merk op dat het scherm verschijnt zoals weergegeven op pagina 29 van Aanvullend materiaal 2.
  29. Verplaats de keuzeknop van R naar A. Selecteer ICGA (om 787 nm autofluorescentie te bereiken) in blauw, 100% intensiteit, een gezichtsveld van 30° en eenfasige beeldvorming.
    OPMERKING: Net als de kleurstof indocyaninegroen wordt melanine geëxciteerd door licht met een golflengte van 787 nm.
  30. Merk op dat het scherm verschijnt zoals weergegeven op pagina 31 van Aanvullend materiaal 2. Druk op de zwarte schijf voor middeling en selecteer vervolgens Verwerven.
  31. Kies Venster > Database. Selecteer E2E-bestanden importeren van het SLO-apparaat ; Deze bestanden worden opgeslagen op een externe harde schijf en geüpload naar het bureaublad.
  32. Selecteer Openen. Controleer of de markeringen de standaardmarkeringen zijn en selecteer OK.
  33. Merk op dat de patiënt nu twee tabbladen heeft: een met de beelden verkregen uit de SLO (blauwe pijl) en het andere tabblad met de beelden verkregen van het OCT-apparaat (rode pijl) (Aanvullend materiaal 2, pagina 34).
  34. Klik met de rechtermuisknop op de 786 nm (ICGA) afbeelding en exporteer de afbeelding naar een bestand met het label SLO 786 op het bureaublad.
  35. Als u de 786 nm autofluorescentie SLO-afbeelding wilt opslaan, selecteert u de patiënt en klikt u met de rechtermuisknop om afbeeldingen als RAW-bestanden (voor .vol-bestanden) naar een map op het bureaublad te exporteren.
  36. Als u afbeeldingen van het OCT-apparaat wilt exporteren voor overdracht naar de archiefcomputer, kopieert/plakt u van RAWEXPORT naar een map met het label RAW.

9. Imaging beoordeling

  1. Verzamel de afbeeldingen (kleur, .vol-bestand, SLO-afbeeldingen) in mappen voor elke donor met submappen voor elk oog en indexeer de mappen achtereenvolgens op laboratorium-ID.
  2. Noteer de weefselafdrukken (kwaliteit, pathologie) in een database voor een gestandaardiseerd rapport.
  3. Bekijk de geëxporteerde OCT-volumes met een interne ImageJ-plug-in.
    1. Zoek het fovea-centrum, dat kan worden herkend aan het midden van de foveale dip, de naar binnen stijgende van de buitenste retinale banden of het dunste punt. In de meeste gevallen zullen deze samenvallen, maar niet altijd, omdat dit afhangt van het foveale behoud, individuele variabiliteit en de aanwezigheid van pathologie.
    2. Zoek een standaardscan in de superieure perifovea (2 mm/67 B-scans weg in de superieure richting; d.w.z. toenemende scanaantallen).
    3. Sla een .tif stapel van het hele volume op voor snelle referentie in de toekomst.
    4. Blader door het OCT-volume in zijn geheel, beginnend bij scan 1 (inferieur), terwijl u de scannummers opneemt waarin functies worden herkend.
    5. Controleer naast de macula ook het peripapillaire gebied.
      OPMERKING: Peripapillaire chorioretinale atrofie in oudere ogen omvat een onderscheidende basale laminaire afzetting en neovascularisatie. Dit is een gemeenschappelijk gebied van pigmentaire verandering in bijziende ogen en glaucoom, evenals in veroudering en AMD37.
  4. Inspecteer de kleurenfoto's en koppel eventuele bevindingen indien mogelijk aan die van OCT.
    OPMERKING: Over het algemeen is het gemakkelijker om de meeste bevindingen eerst door OCT te zien. Kleurenfoto's geven wel een groot beeld van het gebied buiten het gebied op de SLO, choroïdale pigmentatie inclusief naevi, de aanwezigheid van heem en harde exsudaten en zwart pigment in neovasculaire AMD. Donker pigment in de fovea kan losse melanosomen uit het voorste segment vertegenwoordigen en moet voorzichtig worden weggespoeld met buffer met behulp van een pipet.
  5. Inspecteer de SLO-beelden en koppel eventuele bevindingen indien mogelijk aan die van OCT.
  6. Bewaar standaard B-scans bij de fovea en perifovea, extra B-scans met opmerkelijke pathologie of andere kenmerken en SLO-beelden in een pathologierapport.
  7. Categoriseer de ogen als volgt: Onopvallend, Twijfelachtig, Vroeg-Intermediaire AMD, Atrofische AMD, Neovasculaire AMD, Overig, Onbekend, Niet gradeerbaar, Niet opgenomen. "Twijfelachtig" wordt gebruikt als het niet duidelijk is of de veranderingen ernstig genoeg zijn voor een andere categorisatie. "Niet gradeerbaar" is gereserveerd voor ogen zonder nuttige OCT-scans, zoals die met ernstig losgemaakte netvliezen. "Not Recorded" is gereserveerd voor ogen die direct na ontvangst zonder fotografie worden verwerkt.
  8. Gebruik deze criteria voor AMD: ernstige RPE-verandering met drusen of subretinale drusenoïde afzettingen, met of zonder tekenen van neovascularisatie, zoals vloeistof of fibrose, en zonder bewijs van andere oorzaken (bijgewerkt van Curcio et al.10 om SDD's te accommoderen).
    OPMERKING: De uiteindelijke diagnose wordt bevestigd door histologische analyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Tabel 1 laat zien dat in de periode 2016-2017 184 ogen van 94 witte niet-diabetische donoren >80 jaar oud werden hersteld. De gemiddelde sterfte-tot-bewaringstijd was 3,9 uur (bereik: 2,0-6,4 uur). Van de 184 onderzochte ogen hadden 75 (40,2%) bepaalde AMD. De volgende categorieën werden geïdentificeerd: Onopvallend (39,7%), Twijfelachtig (11,4%), Early-Intermediate AMD (22,8%), Atrofisch (7,6%), Neovasculair (9,8%), Overig (8,7%) en Onbekend/Niet Opgenomen/Niet Gradeerbaar (<1%). Fi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Met behulp van een populatie-gebaseerde screeningsaanpak gedurende een periode van 16 maanden in het pre-COVID-tijdperk, was het mogelijk om 75 donorogen met AMD te verkrijgen. Ze werden allemaal teruggevonden met een korte DtoP en geënsceneerd met OCT-verankerde MMI. Het leeftijdscriterium (>80 jaar) valt buiten de typische leeftijdscategorie voor weefselherstel bedoeld voor transplanteerbare hoornvliezen. Ondanks de gevorderde leeftijd resulteerden onze criteria in ogen in alle stadia van AMD. Veel RPE-fenotypen zijn g...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

C.A.C. ontvangt onderzoeksondersteuning van Heidelberg Engineering en adviseert voor Apellis, Astellas, Boehringer Ingelheim, Character Bioscience en Osanni. T.A. krijgt onderzoeksondersteuning van Novartis en adviseert voor Roche, Novartis, Bayer, Nidek en Apellis. K.B.F. is consultant voor Genentech, Zeiss, Heidelberg Engineering, Allergan, Bayer en Novartis.

Dankbetuigingen

We danken Heidelberg Engineering voor de instrumentatie en het ontwerp van de originele ooghouder, Richard F. Spaide MD voor de introductie tot OCT-gebaseerde multimodale beeldvorming, Christopher Girkin MD voor het vergemakkelijken van de toegang tot klinische beeldvormingsapparatuur en David Fisher voor figuur 1. Het herstel van de menselijke donorogen voor onderzoek werd ondersteund door subsidies van de National Institutes of Health (NIH) R01EY06019 (C.A.C.), P30 EY003039 (Pittler), R01EY015520 (Smith), R01EY027948 (C.A.C., T.A.) R01EY030192 (Li), R01EY031209 (Stambolian) en U54EY032442 (Spraggins), IZKF Würzburg (N-304, T.A.), de EyeSight Foundation of Alabama, de International Retinal Research Foundation (C.A.C.), het Arnold and Mabel Beckman Initiative for Macular Research (C.A.C.) en Research to Prevent Blindness AMD Catalyst (Schey).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Bekers, 250 mLFisher# 02-540K
Flessen, 1 L, Pyrex Fisher# 10-462-719opslag voor conserveermiddel
Bunsen-brander of warmtebronEisco# 17-12-818Om was te smelten
Camera, digitaalNikon D7200D7200
Computer en opslagAppleiMac Pro; 14 TB externe harde schijfBeeldopslag
Gekoelde containerFisher# 02-591-45Voor nat ijs
Containers, 2 per donor, 40 mLFisherSameco Bio-Tite  40 mL # 13-711-86Voor conserveermiddel
Kruimelvat, kwarts 30 mLFisher# 08-072DHoud een bol voor fotografie
Cilinder, meetfles, 250 mLFisher# 08-549G
Desinfectiemiddelen en schoonmaakartikelen  https://www.cardinalhealth.com/nl/product-solutions/medical/infection-control/antiseptics.html
Ooghouder met lens en montagebeugelcontact opnemen met J. Messingerjeffreymessinger@uabmc.eduaangepaste aanpassing van het originele Heidelberg Engineering-ontwerp
Beschermende gezichtsmaskersFisher# 19-910-667
Pincetten, Harmon FixRoboz # RS-8247
Pincetten, Micro AdsonRoboz # RS-5232
Pincetten, weefselRoboz# RS-5172
Glas petrischaal, KimaxFisher# 23064
Handschoenen Diamond GripFisher# MF-300
Laboratoriumjassen GenProFisher# 19-166-116
BeeldbewerkingssoftwareAdobePhotoshop 2021, Creative Suite
KimWipesFisher# 06-666
Lampen, 3 goosenecksSchott Imaging# A20800
StereomicroscoopNikonSMZ 1000voor dissectie
StereomicroscoopOlympus SZX9kleur fundusfotografie
Paraformaldehyde, 20% EMS# 15713-Svoor conserveermiddel; verdunnen voor opslag
pH-meterFisher # 01-913-806
Fosfaatbuffer, Sorenson’s, 0.2 M pH 7.2 EMS# 11600-10
RingflitserB & H Photo VideoSigma EM-140 DG 
Rubienkorrel, 1 mm diameterMeller Optics# MRB10MD
Veiligheidsbrillen 3MFisher# 19-070-940
Scanning laser oogspiegelHeidelberg EngineeringHRA2
Schaar, gebogen veerRoboz# RS-5681
Container voor scherpe voorwerpenFisher# 1482763
Shutterkoord, op afstandNikonMC-DC2
Spectral Domain OCT-apparaatHeidelberg EngineeringSpectralis HRA&OCThttps://www.heidelbergengineering.com/media/e-learning/Totara-US/files/pdf-tutorials/2238-003_Spectralis-Training-Guide.pdf
Roestvrijstalen kogellager, 25,4 mm diameterMcMaster-Carr# 9529K31
Weefselmarkeringsverf, zwartCancer Diagnostics Inc# 0727-1
WeefselsnijdermessenThomas Scientific# 6767C18
Trephine, 18 mm diameterStratis Healthcare# 6718L
TV-monitor (HDMI) en snoer voor digitale cameraB&H Photo VideoBH # COHD18G6PROBvoor live bekijken en functies voor externe cameraweergave
Roze tandheelkundig wasEMS # 72670
Houten applicatorsPuritan# 807-12

Referenties

  1. Spaide, R. F., et al. Consensus nomenclature for reporting neovascular age-related macular degeneration data: Consensus on neovascular age-related macular degeneration nomenclature study group. Ophthalmology. 127 (5), 616-636 (2020).
  2. Spaide, R. F., Ooto, S., Curcio, C. A. Subretinal drusenoid deposits a.k.a. pseudodrusen. Survey of Ophthalmology. 63 (6), 782-815 (2018).
  3. Curcio, C. A., Zanzottera, E. C., Ach, T., Balaratnasingam, C., Freund, K. B. Activated retinal pigment epithelium, an optical coherence tomography biomarker for progression in age-related macular degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (6), 211-226 (2017).
  4. Cao, D., et al. Hyperreflective foci, OCT progression indicators in age-related macular degeneration, include transdifferentiated retinal pigment epithelium. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 62 (10), 34(2021).
  5. Zanzottera, E. C., et al. Visualizing retinal pigment epithelium phenotypes in the transition to geographic atrophy in age-related macular degeneration. Retina. 36, S12-S25 (2016).
  6. Edwards, M. M., et al. Subretinal glial membranes in eyes with geographic atrophy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (3), 1352-1367 (2017).
  7. Zhang, Z., Shen, M. M., Fu, Y. Combination of AIBP, apoA-I, and aflibercept overcomes anti-VEGF resistance in neovascular AMD by inhibiting arteriolar choroidal neovascularization. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (12), 2(2022).
  8. Jiang, M., et al. Microtubule motors transport phagosomes in the RPE, and lack of KLC1 leads to AMD-like pathogenesis. Journal of Cell Biology. 210 (4), 595-611 (2015).
  9. Collin, G. B., et al. Disruption of murine Adamtsl4 results in zonular fiber detachment from the lens and in retinal pigment epithelium dedifferentiation. Human Molecular Genetics. 24 (24), 6958-6974 (2015).
  10. Curcio, C. A., Medeiros, N. E., Millican, C. L. The Alabama Age-related Macular Degeneration Grading System for donor eyes. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 39 (7), 1085-1096 (1998).
  11. Bastek, J. V., Siegel, E. B., Straatsma, B. R., Foos, R. Y. Chorioretinal juncture. Pigmentary patterns of the peripheral fundus. Ophthalmology. 89 (12), 1455-1463 (1982).
  12. Lewis, H., Straatsma, B. R., Foos, R. Y., Lightfoot, D. O. Reticular degeneration of the pigment epithelium. Ophthalmology. 92 (11), 1485-1495 (1985).
  13. Lewis, H., Straatsma, B. R., Foos, R. Y. Chorioretinal juncture. Multiple extramacular drusen. Ophthalmology. 93 (8), 1098-1112 (1986).
  14. Sarks, J. P., Sarks, S. H., Killingsworth, M. C. Evolution of geographic atrophy of the retinal pigment epithelium. Eye. 2 (5), 552-577 (1988).
  15. Sarks, J. P., Sarks, S. H., Killingsworth, M. C. Evolution of soft drusen in age-related macular degeneration. Eye. 8 (3), 269-283 (1994).
  16. Ghazi, N. G., Dibernardo, C., Ying, H. S., Mori, K., Gehlbach, P. L. Optical coherence tomography of enucleated human eye specimens with histological correlation: Origin of the outer "red line". American Journal of Ophthalmology. 141 (4), 719-726 (2006).
  17. Brown, N. H., et al. Developing SDOCT to assess donor human eyes prior to tissue sectioning for research. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 247 (8), 1069-1080 (2009).
  18. Helb, H. M., et al. Clinical evaluation of simultaneous confocal scanning laser ophthalmoscopy imaging combined with high-resolution, spectral-domain optical coherence tomography. Acta Ophthalmologica. 88 (8), 842-849 (2010).
  19. Spaide, R. F., Curcio, C. A. Drusen characterization with multimodal imaging. Retina. 30 (9), 1441-1454 (2010).
  20. Naghavi, M., et al. From vulnerable plaque to vulnerable patient: a call for new definitions and risk assessment strategies: Part 1. Circulation. 108 (14), 1664-1672 (2003).
  21. Garcia-Garcia, H. M., Gonzalo, N., Regar, E., Serruys, P. W. Virtual histology and optical coherence tomography: from research to a broad clinical application. Heart. 95 (16), 1362-1374 (2009).
  22. Strouthidis, N. G., et al. Comparison of clinical and spectral domain optical coherence tomography optic disc margin anatomy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 50 (10), 4709-4718 (2009).
  23. Sarks, S. H. Ageing and degeneration in the macular region: A clinico-pathological study. British Journal of Ophthalmology. 60 (5), 324-341 (1976).
  24. Sura, A. A., et al. Measuring the contributions of basal laminar deposit and Bruch's membrane in age-related macular degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 61 (13), 19(2020).
  25. Chen, L., Messinger, J. D., Kar, D., Duncan, J. L., Curcio, C. A. Biometrics, impact, and significance of basal linear deposit and subretinal drusenoid deposit in age-related macular degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 62 (1), 33(2021).
  26. Litts, K. M., et al. Clinicopathological correlation of outer retinal tubulation in age-related macular degeneration. JAMA Ophthalmology. 133 (5), 609-612 (2015).
  27. Olsen, T. W., Feng, X. The Minnesota grading system of eye bank eyes for age-related macular degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (12), 4484-4490 (2004).
  28. Mano, F., Sprehe, N., Olsen, T. W. Association of drusen phenotype in age-related macular degeneration from human eye-bank eyes to disease stage and cause of death. Ophthalmology Retina. 5 (8), 743-749 (2021).
  29. Age-related eye disease study research group. The Age-Related Eye Disease Study system for classifying age-related macular degeneration from stereoscopic color fundus photographs: The Age-Related Eye Disease Study Report Number 6. American Journal of Ophthalmology. 132 (5), 668-681 (2001).
  30. Arnold, J. J., Sarks, S. H., Killingsworth, M. C., Sarks, J. P. Reticular pseudodrusen. A risk factor in age-related maculopathy. Retina. 15 (3), 183-191 (1995).
  31. Olsen, T. W., Bottini, A. R., Mendoza, P., Grossniklausk, H. E. The age-related macular degeneration complex: linking epidemiology and histopathology using the Minnesota grading system (the inaugural Frederick C. Blodi Lecture). Transactions of the American Ophthalmological Society. 113, (2015).
  32. Owen, L. A., et al. The Utah protocol for postmortem eye phenotyping and molecular biochemical analysis. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (4), 1204-1212 (2019).
  33. Wang, J. J., et al. Ten-year incidence and progression of age-related maculopathy: The Blue Mountains Eye Study. Ophthalmology. 114 (1), 92-98 (2007).
  34. Joachim, N., Mitchell, P., Burlutsky, G., Kifley, A., Wang, J. J. The incidence and progression of age-related macular degeneration over 15 years: The Blue Mountains Eye Study. Ophthalmology. 122 (12), 2482-2489 (2015).
  35. Pang, C., Messinger, J. D., Zanzottera, E. C., Freund, K. B., Curcio, C. A. The onion sign in neovascular age-related macular degeneration represents cholesterol crystals. Ophthalmology. 122 (11), 2316-2326 (2015).
  36. Keilhauer, C. N., Delori, F. C. Near-infrared autofluorescence imaging of the fundus: Visualization of ocular melanin. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (8), 3556-3564 (2006).
  37. Curcio, C. A., Saunders, P. L., Younger, P. W., Malek, G. Peripapillary chorioretinal atrophy: Bruch's membrane changes and photoreceptor loss. Ophthalmology. 107 (2), 334-343 (2000).
  38. Curcio, C. A. Imaging maculopathy in the post-mortem human retina. Vision Research. 45 (28), 3496-3503 (2005).
  39. Brinkmann, M., et al. Histology and clinical lifecycle of acquired vitelliform lesion, a pathway to advanced age-related macular degeneration. American Journal of Ophthalmology. 240, 99-114 (2022).
  40. Ramtohul, P., et al. Bacillary layer detachment: Multimodal imaging and histologic evidence of a novel optical coherence tomography terminology. Literature review and proposed theory. Retina. 41 (11), 2193-2207 (2021).
  41. Wilson, J. D., Foster, T. H. Mie theory interpretations of light scattering from intact cells. Optics Letters. 30 (18), 2442-2444 (2005).
  42. Ghazi, N. G., Green, W. R. Pathology and pathogenesis of retinal detachment. Eye. 16 (4), 411-421 (2002).
  43. Berlin, A., et al. Correlation of optical coherence tomography angiography of type 3 macular neovascularization with corresponding histology. JAMA Ophthalmology. 140 (6), 628-633 (2022).
  44. Berlin, A., et al. Histology of type 3 macular neovascularization and microvascular anomalies in anti-VEGF treated age-related macular degeneration. Ophthalmology Science. 3 (3), 100280(2023).
  45. Schaal, K. B., et al. Outer retinal tubulation in advanced age-related macular degeneration: optical coherence tomographic findings correspond to histology. Retina. 35 (7), 1339-1350 (2015).
  46. Chen, L., et al. Histology and clinical imaging lifecycle of black pigment in fibrosis secondary to neovascular age-related macular degeneration. Experimental Eye Research. 214, 108882(2022).
  47. Balaratnasingam, C., et al. Histologic and optical coherence tomographic correlations in drusenoid pigment epithelium detachment in age-related macular degeneration. Ophthalmology. 124 (1), 644-656 (2017).
  48. Curcio, C. A., et al. Subretinal drusenoid deposits in non-neovascular age-related macular degeneration: Morphology, prevalence, topography, and biogenesis model. Retina. 33 (2), 265-276 (2013).
  49. Owsley, C., et al. Biologically guided optimization of test target location for rod-mediated dark adaptation in age-related macular degeneration: ALSTAR2 baseline. Ophthalmology Science. 3 (2), 100274(2023).
  50. Anderson, D. M. G., et al. The molecular landscape of the human retina and supporting tissues by high resolution imaging mass spectrometry. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 31 (12), 2426-2436 (2020).
  51. Lee, J., Yoo, M., Choi, J. Recent advances in spatially resolved transcriptomics: challenges and opportunities. BMB Reports. 55 (3), 113-124 (2022).
  52. Diabetes. Alabama Public Health. , Available from: https://www.alabamapublichealth.gov/healthrankings/diabetes.html (2022).
  53. Francis, J. H., et al. Swept-source optical coherence tomography features of choroidal nevi. American Journal of Ophthalmology. 159 (1), 169-176 (2015).
  54. Inoue, M., Dansingani, K. K., Freund, K. B. Progression of age-related macular degeneration overlying a large choroidal vessel. Retina Cases Brief Reports. 10 (1), 22-25 (2016).
  55. Jaffe, G. J., et al. Imaging features associated with progression to geographic atrophy in age-related macular degeneration: CAM Report 5. Ophthalmology Retina. 5 (9), 855-867 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Ex vivo beeldvormingoptische coherentietomografiesectoneren van retinaal weefselkleurenfundusfotografiespectral domain OCTnabij infraroodreflectiesubretinale drusen de afzettingen
Ex Vivo OCT-gebaseerde multimodale beeldvorming van menselijke donorogen voor onderzoek naar leeftijdsgebonden maculaire degeneratie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.