Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Normothermic Ex Vivo Lever Machine Perfusie in Muis

4.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65363

⸱

25 september 2023

 ,  ,  ,  , 
1Experimental Transplantation Surgery, Department of General, Visceral and Vascular Surgery, Jena University Hospital, 2Institute of Pathology, Klinikum Chemnitz GmbH, 3Department of Pathology, Faculty of Veterinary Medicine, Menoufia University

In dit artikel

Samenvatting

Een normotherm ex vivo leverperfusie (NEVLP) systeem werd gecreëerd voor muizenlevers. Dit systeem vereist ervaring in microchirurgie, maar zorgt voor reproduceerbare perfusieresultaten. Het vermogen om muizenlevers te gebruiken vergemakkelijkt het onderzoek van moleculaire routes om nieuwe perfusaatadditieven te identificeren en maakt de uitvoering van experimenten gericht op orgaanherstel mogelijk.

Samenvatting

Dit protocol presenteert een geoptimaliseerd erytrocytenvrij NEVLP-systeem met behulp van muizenlevers. Ex vivo conservering van muizenlevers werd bereikt door gebruik te maken van gemodificeerde canules en technieken die waren aangepast aan conventionele commerciële ex vivo perfusieapparatuur. Het systeem werd gebruikt om de conserveringsresultaten na 12 uur perfusie te evalueren. C57BL / 6J-muizen dienden als leverdonoren en de levers werden geëxplanteerd door de poortader (PV) en galwegen (BD) te cannuleren en vervolgens het orgaan te spoelen met warme (37 ° C) gehepariniseerde zoutoplossing. Vervolgens werden de geëxplanteerde levers overgebracht naar de perfusiekamer en onderworpen aan normotherme zuurstofrijke machineperfusie (NEVLP). Inlaat- en uitlaatperfuaatmonsters werden met tussenpozen van 3 uur verzameld voor perfuaatanalyse. Na voltooiing van de perfusie werden levermonsters verkregen voor histologische analyse, waarbij de morfologische integriteit werd beoordeeld met behulp van gemodificeerde Suzuki-Score door hematoxyline-eosine (HE) kleuring. De optimalisatie-experimenten leverden de volgende bevindingen op: (1) muizen met een gewicht van meer dan 30 g werden geschikter geacht voor het experiment vanwege de grotere omvang van hun galwegen (BD). (2) een 2 Fr (buitendiameter = 0,66 mm) polyurethaan canule was beter geschikt voor het cannuleren van de poortader (PV) in vergelijking met een polypropyleen canule. Dit werd toegeschreven aan de verbeterde grip van het polyurethaanmateriaal, wat resulteerde in minder slippen van de katheter tijdens de overdracht van het lichaam naar de orgaankamer. (3) voor cannulatie van de galwegen (BD) bleek een polyurethaancanule van 1 Fr (buitendiameter = 0,33 mm) effectiever te zijn in vergelijking met de polypropyleen UT - 03 (buitendiameter = 0,30 mm) canule. Met dit geoptimaliseerde protocol werden muizenlevers met succes bewaard voor een duur van 12 uur zonder significante impact op de histologische structuur. Hematoxyline-eosine (HE) kleuring onthulde een goed bewaard gebleven morfologische architectuur van de lever, gekenmerkt door overwegend levensvatbare hepatocyten met duidelijk zichtbare kernen en milde verwijding van hepatische sinusoïden.

Inleiding

Levertransplantatie vertegenwoordigt de gouden standaardbehandeling voor personen met een leverziekte in het eindstadium. Helaas overtreft de vraag naar donororganen het beschikbare aanbod, wat leidt tot een aanzienlijk tekort. In 2021 stonden ongeveer 24.936 patiënten op de wachtlijst voor een levertransplantatie, terwijl slechts 9.234 transplantaties succesvol werden uitgevoerd1. Het aanzienlijke verschil tussen vraag en aanbod van levertransplantaten benadrukt de dringende noodzaak om alternatieve strategieën te onderzoeken om de donorpool te verbreden en de toegankelijkheid van levertransplantaten te verbeteren. Een manier om de donorpool uit te breiden is het gebruik van marginale donoren2. Marginale donoren zijn mensen met gevorderde leeftijd, matige of ernstige steatose. Hoewel de transplantatie van marginale organen gunstige resultaten kan opleveren, blijven de algemene resultaten suboptimaal. Als gevolg hiervan is de ontwikkeling van therapeutische strategieën gericht op het verbeteren van de functie van marginale donoren momenteel aan de gang 3,4.

Een van de strategieën is om machineperfusie te gebruiken, met name normotherme zuurstofrijke machineperfusie, om de functie van deze marginale organen te verbeteren5. Er is echter nog steeds een beperkt begrip van de moleculaire mechanismen die ten grondslag liggen aan de gunstige effecten van normotherme zuurstofrijke machineperfusie (NEVLP). Muizen, met hun overvloedige beschikbaarheid van genetisch gemodificeerde stammen, dienen als waardevolle modellen voor het onderzoeken van moleculaire routes. Bijvoorbeeld, het belang van autofagie pathways bij het verminderen van hepatische ischemie-reperfusie letsel is in toenemende mate erkend 6,7. Een belangrijke moleculaire route in de hepatische ischemie-reperfusie schade is de miR-20b-5p/ATG7 pathway8. Momenteel zijn er een aantal ATG knock-out en voorwaardelijke knock-out muizenstammen beschikbaar, maar geen overeenkomstige rattenstammen9.

Op basis van deze achtergrond was het doel om een geminiaturiseerd NEVLP-platform voor muizenlevertransplantaten te genereren. Dit platform zou de verkenning en evaluatie van potentiële genetisch gemodificeerde strategieën vergemakkelijken die gericht zijn op het verbeteren van de functionaliteit van de lever van de donor. Bovendien was het essentieel dat het systeem geschikt was voor langdurige perfusie, waardoor de ex vivo behandeling van de lever mogelijk werd, gewoonlijk "orgaanreparatie" genoemd.

Gezien de beperkte beschikbaarheid van relevante in vitro gegevens over leverperfusie bij muizen, richtte het literatuuronderzoek zich op studies uitgevoerd bij ratten. Een systematische zoektocht van literatuur van 2010 tot 2022 werd uitgevoerd met behulp van trefwoorden zoals "normotherme leverperfusie", "ex vivo of in vitro" en "ratten". Deze zoektocht was gericht op het identificeren van optimale omstandigheden bij knaagdieren, waardoor we de meest geschikte aanpak konden bepalen.

Het perfusiesysteem bestaat uit een afgesloten glazen bufferreservoir met watermantel, een peristaltische rollenpomp, een oxygenator, een bellenvanger, een warmtewisselaar, een orgelkamer en een gesloten cyclusbuizensysteem (figuur 1). Het systeem zorgt voor een nauwkeurige handhaving van een constante perfusietemperatuur van 37 °C met behulp van een speciale thermostatische machine. De peristaltische rollenpomp drijft de stroom van het perfusaat door het hele circuit aan. Het perfusiecircuit begint bij het geïsoleerde wateromhulde reservoir. Vervolgens wordt het perfusaat door de oxygenator geleid, die een gasmengsel van 95% zuurstof en 5% koolstofdioxide uit een speciale gasfles ontvangt. Na oxygenatie passeert het perfusaat de bellenvanger, waarbij eventuele ingesloten bellen door de peristaltische pomp terug naar het reservoir worden geleid. Het resterende perfusaat stroomt door de warmtewisselaar en komt in de orgelkamer, van waaruit het terugkeert naar het reservoir.

Hier rapporteren we onze ervaringen met het opzetten van een NEVLP voor muizenlevers en delen we de veelbelovende resultaten van een proefexperiment uitgevoerd met behulp van het zuurstofrijke medium zonder zuurstofdragers.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dierproeven werden uitgevoerd volgens de huidige Duitse regelgeving en richtlijnen voor dierenwelzijn en de ARRIVE-richtlijnen voor het rapporteren van dierproeven. Het protocol voor dierproeven is goedgekeurd door het Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Thüringen, Duitsland (goedkeuringsnummer: UKJ - 17 - 106).

OPMERKING: Mannelijke C57BL/6J-muizen met een gewicht van 34 ± 4 g (gemiddelde ± standaardfout van de gemiddelde [SEM]) werden gebruikt als leverdonor. Ze werden onderhouden onder gecontroleerde omgevingsomstandigheden (50% vochtigheid en 18 - 23 °C) met vrije toegang tot standaard muischow en water. Gedurende de gehele chirurgische ingreep werd een ademhalingsfrequentie van meer dan 60 ademhalingen/min gehandhaafd en werd de lichaamstemperatuur boven 34 °C gehouden.

1. Voorbereiding

  1. De operatietafel instellen
    1. Autoclaaf alle chirurgische instrumenten en verbruiksartikelen voor sterilisatiedoeleinden.
    2. Schakel alle apparatuur in, inclusief het verwarmingsbord en de elektrocoagulatie.
    3. Plaats een spuit van 50 ml met 25 ml gehepariniseerde (2.500 U/L) zoutoplossing in een warme couveuse (37 °C).
    4. Plaats de chirurgische instrumenten, de 6 - 0 zijden hechtdraad, steriele kleine katoenen applicator, veterinaire zoutoplossing (500 ml) en niet-geweven gaassponzen (10 cm x 10 cm) op de juiste manier op de operatietafel.
    5. Plaats een naald van 26 G op de operatietafel om een klein gaatje in het deksel van de microcentrifugebuis van 0,5 ml te maken om de galbuis te ontvangen voor galverzameling.
    6. Plaats de canule (1 Fr polyurethaan canule of UT - 03 polyethyleen canule) en een gesteriliseerde 0,5 ml microcentrifugebuis voor galopvang op de operatietafel.
  2. Zelfgemaakte poortadercanule
    1. Houd de 2 Fr canule met een tang vast en prik de wand door met een naald van 30 G op 1 cm afstand van het uiteinde van de canule. Duw de naald door de canule totdat de punt van de naald zichtbaar wordt.
    2. Snijd de punt van de canule af, wat resulteert in een scherpe driehoek.
  3. Bereiding van gehepariniseerde zoutoplossing
    1. Bereid 25 ml gehepariniseerde zoutoplossing met een eindconcentratie van 2.500 IE/ml.
    2. Verwijder alle luchtbellen en plaats de spuit in de couveuse van 40 °C.
  4. Demonstratie van het perfusiesysteem
    1. Zie figuur 1 voor de belangrijkste onderdelen van het machineperfusiesysteem.
  5. Opstelling van de orgelkamer
    1. Zie figuur 2 voor de indeling van de orgelkamer.
  6. Opstelling van het perfusiesysteem
    1. Schakel het labdiagramprogramma in voor drukbewaking.
    2. Sluit de drukkalibrator en druksensor aan op het niveau van de orgelkamer.
    3. Stel de drukkalibrator in op 0 mmHg en controleer de overeenkomstige waarde op de drukregelsoftware.
    4. Stel de drukkalibrator in op 20 mmHg en controleer nogmaals de overeenkomstige waarde op de drukregelingssoftware.
    5. Zet het waterbad aan en verwarm de orgelkamer voor op 40 °C.
    6. Spoel het hele sanitairsysteem twee keer met gedestilleerd gedeïoniseerd water gedurende 30 minuten elk, zodat de ontsmettingsoplossing volledig wordt verwijderd.
    7. Start de circulatie van de desinfectieoplossing door het hele systeem gedurende een duur van 20 minuten om een grondige desinfectie te garanderen.
    8. Zet het gasmengsel (95% zuurstof (O 2) en 5% koolstofdioxide (CO2) aan.
  7. Perfusaat vulling
    1. Supplement 250 ml van Williams ' E-medium met 50 ml foetaal runderserum, 3 ml penicilline / streptomycine (1 mg / ml), 0,17 ml insuline (100 IE / ml), 0,34 ml heparine (5000 U / ml) en 0,07 ml hydrocortison (100 mg / 2 ml) om het volledige Williams 'E-medium te bereiden.
    2. Voeg gelijke volumes (150 ml) perfusaat toe aan het reservoir en de orgelkamer om het systeem voor te bereiden.
      OPMERKING: Speciale aandacht moet worden besteed aan het handhaven van de steriliteit tijdens het vulproces. Het perfusaat wordt constant door deze twee belangrijke componenten van de gesloten recirculerende machineperfusie gepompt.
    3. Zet de peristaltische pomp op gemiddelde snelheid (15 ml / min) aan om het perfusiesysteem te primen met het zuurstofrijke medium.

2. Leverexplantatie

  1. Pre-operatieve voorbereiding
    1. Weeg het dier. Bereid het pijnstillend middel buprenorfine (0,3 mg/ml) (0,05 mg/kg lichaamsgewicht).
    2. Verbind de inductiekamer met het stopcontact. Zet de zuurstof op 0,5 L/min. Draai isofluraan naar 3%.
    3. Plaats het dier in de kamer totdat diepe anesthesie (rechtrichtreflex positief) is bereikt.
    4. Gebruik een microspuit om de aan het lichaamsgewicht aangepaste dosis analgesie subcutaan aan te brengen.
    5. Gebruik een elektrisch scheerapparaat om de vacht op de buikhuid te trimmen.
    6. Breng de muis over naar de operatietafel en zet de isofluraan vaporizer aan tot 2,5% om de anesthesie te behouden. Bevestig de diepte van de anesthesie door de interdigitale teenreflex te testen.
  2. Voorbereiding van de buik van de muis
    1. Plaats de muis in rugligging.
    2. Test interdigitale reflex om de juiste diepte van de anesthesie te bevestigen. Bevestig alle vier de ledematen met tape.
    3. Desinfecteer beide zijden van de buik tot de mid-oksellijn met behulp van drie opeenvolgende rondes jodiumalcohol. Gebruik niet-geweven gesteriliseerd gaas om het gebied rond het chirurgische veld te bedekken.
    4. Maak een transversale incisie van 3 cm 1 cm onder de xiphoid in de buikstreek van de muis met behulp van een Metzenbaum-babyschaar en een chirurgische tang.
    5. Verleng de huidincisie bilateraal naar de midaxillaire lijn aan beide zijden.
    6. Maak voorzichtig een longitudinale incisie van 2 cm langs de linea alba met behulp van een voorjaarsschaar.
    7. Knip de buikspierlaag door met elektrocoagulatie en Vannas veerschaar.
    8. Plaats voorzichtig een stuk nat gaas om de lever te beschermen tegen elektrocoagulatie.
    9. Gebruik een 6 - 0 zijden hechting met de ronde naald om het xiphoid-proces in te trekken voor een betere blootstelling van het coronaire ligament.
    10. Gebruik twee rib retractors om de buikholte van de muis volledig bloot te leggen.
    11. Beweeg de dunne darm voorzichtig uit de buikholte met een nat wattenstaafje om het hilum volledig bloot te leggen.
  3. Gemeenschappelijke galwegvoorbereiding
    1. Transect de falciforme, phrenic en gastrohepatische ligamenten met een scherpe schaar.
    2. Maak het gemeenschappelijke galkanaal voorzichtig vrij met een fijne gebogen tang zonder tanden.
      OPMERKING: Het gemeenschappelijke galkanaal is zeer gemakkelijk beschadigd en breekt. Zodra het breekt, kan het niet meer worden gecannuleerd. Vanwege de richting van de anatomische positie is een gebogen tang beter te gebruiken.
    3. Plaats twee 6 - 0 zijden hechtlussen over het gemeenschappelijke galkanaal ter voorbereiding op de volgende stap.
  4. Gemeenschappelijke galwegcannulatie
    1. Prik voorzichtig door het galkanaal met een naald van 30 G. Gebruik een puntige gebogen tang om het kleine gaatje te vergroten zodat het in de galwegcannulatie past.
    2. Gebruik een vaatcannulatietang om de galwegcanule vast te pakken en in het galkanaal te duwen.
    3. Zet de canule dubbel vast met de vooraf ingestelde 6 - 0 hechtlussen.
      OPMERKING: Tijdens de cannulatie wordt weerstand door gal gevoeld. Als de kracht niet goed wordt gecontroleerd, wordt de canule uit de galwegen geduwd door de druk van galuitstroom. Pas de diepte van de canule zorgvuldig aan. Als het te diep is, kan het de galwegen beschadigen en als het niet diep genoeg is, kan het uitglijden.
    4. Observeer de galstroom in de canule na succesvolle cannulatie.
  5. Portaaladervoorbereiding
    1. Klem de poortader vast met een platte tang en maak het bindweefsel voorzichtig vrij met een gebogen tang. Trek niet hard om te voorkomen dat de poortader scheurt. Zodra de poortader is beschadigd, is het moeilijk om de poortader opnieuw te kannuleren.
    2. Ontleed de PV net superieur aan de bifurcatie en plaats de eerste hechtlus met behulp van 6 - 0 zijdehechting op PV dicht bij de samenvloeiing voor later gebruik.
    3. Plaats de tweede hechtlus voor latere fixatie van de PV zo dicht mogelijk bij de leverhilum.
  6. Portaalader cannulatie
    1. Gebruik een arteriële clip om de distale poortader te sluiten.
    2. Prik heel voorzichtig de poortader door met een van de bovenstaande portaladercanules. De bloedstroom kan duidelijk worden waargenomen in de canule na een succesvolle punctie.
    3. Bevestig de PV-canule met de vooraf geplaatste 6 - 0 hechtlus.
  7. Blozen van de lever
    1. Verhoog isofluraan tot 5% en euthanaseer de muis met een overdosis isofluraaninhalatie.
    2. Neem voorverwarmde heparine zoutoplossing uit de incubator. Verwijder alle luchtbellen gevormd in de gehepariniseerde zoutoplossing.
    3. Bevestig de spuit met voorverwarmde gehepariniseerde zoutoplossing in de spuitpomp.
    4. Sluit de verlengbuis van de spuitpomp aan op de canule van de poortader, stel de snelheid in op 2 ml / min en start het spoelen van de lever.
    5. Observeer de kleur van de lever aan het einde van de spoelprocedure. Snijd de lever weg zodra de kleur homogeen geel wordt.
    6. Transect het diafragma, suprahepatische inferieure vena cava, infra hepatische vena cava, leverslagader, distale poortader en eventueel overblijvend bindweefsel.
    7. Plaats de lever in de petrischaal.

3. Lever- en kamerverbinding

  1. Leveroverdracht
    1. Breng de lever voorzichtig over in de orgaankamer met behulp van een petrischaaltje.
    2. Bewaar een kleine hoeveelheid zoutoplossing in de petrischaal om te voorkomen dat de lever uitdroogt.
      OPMERKING: Portaalader en galwegen kunnen gemakkelijk worden gedraaid tijdens deze procedure, wat de leverperfusie en galverzameling kan beïnvloeden.
  2. Portaal ader canule verbinding
    1. Infundeer langzaam normale zoutoplossing in de poortadercanule met een spuit om de luchtbellen in de canule te evacueren.
    2. Sluit de poortadercanule aan op de perfusate uitstroombuis in de orgelkamer.
  3. Galwegcanule aansluiting
    1. Leid de galkanaalcanule van de muis door de klep van een rubberen dop die is verbonden met de orgelkamer.
    2. Plaats de galwegcanule in een vooraf voorbereide microbuis van 0,5 ml met een klein gaatje in het deksel.
    3. Plaats de microbuis op klei buiten de orgelkamer.

4. Pas het debiet aan volgens de PV-druk

  1. Zet de peristaltische pomp aan vanaf 1 ml/min.
  2. Controleer de poortaderdrukmeting om het debiet aan te passen.
  3. Houd de poortaderdruk in het fysiologische bereik tussen 7 - 10 mmHg door het debiet aan te passen.
    OPMERKING: Het nominale debiet kan enigszins variëren, afhankelijk van het gebruik en de positionering van buizen.

5. Monsterverzameling

  1. Verkrijg inlaatperfuaatmonsters uit de poortaderinstroombuis en uitlaatperfusaatmonsters uit de orgelkamer met intervallen van 3 uur.
  2. Verzamel monsters van alle leverkwabben voor histologische analyse aan het einde van de perfusieperiode van 12 uur.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Vaststelling van de chirurgische procedure
In totaal werden 17 dieren gebruikt voor dit experiment: 14 muizen werden gebruikt voor het optimaliseren van het orgaanverkrijgingsproces, inclusief cannulatie van de poortader (PV) en galwegen (BD), terwijl 3 muizen werden gebruikt om de procedure te valideren (tabel 1). Histologische resultaten (figuur 3) werden vergeleken om de identificatie van de optimale perfusieconditie te vergemakkelijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Kritieke stappen in het protocol
De twee cruciale stappen bij leverexplantatie zijn de cannulatie van de poortader (PV) en de daaropvolgende cannulatie van het galkanaal (BD). Deze stappen zijn van het grootste belang voor het succesvol ophalen van organen en de daaropvolgende perfusie- of transplantatieprocedures.

Uitdagingen en oplossingen
PV-cannulatie brengt drie uitdagingen met zich mee: letsel van de vaatwand, verplaatsing van de katheter en uitvoe...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Er zijn geen financiële belangenconflicten bekend te maken.

Dankbetuigingen

Tijdens het schrijven van dit artikel heb ik veel steun en hulp gekregen. Ik wil in het bijzonder mijn teamgenoot XinPei Chen bedanken voor zijn geweldige samenwerking en geduldige ondersteuning tijdens mijn operatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.5 ml Micro Tube PPSarstedt72699
1 Fr Rubber CannulaVygonSample Cannula
10 µL Micro SyringeHamilton701N
2 Fr Rubber CannulaVygonSample Cannula
24 G Butterfly CannulaTerumoSR+OF2419
26 G Butterfly CannulaTerumoSR+DU2619WX
30 G Hypodermic NeedleSterican100246
50 ml Syringe PumpBraun110356
6-0 Perma-Hand SeideEthicon639H
Arterial ClipBraunBH014R
Autoclavable Moist ChamberHugo Sachs Elektronik73-4733
Big Cotton Applicator NOBA Verbandmittel Danz GmbH974018
Bubble TrapHugo-Sachs-ElektronikV83163
Buprenovet (0.3 mg / ml)Elanco/
CIDEX OPA solution (2 L)Cilag GmbH20391
Electrosurgical Unit for Monopolar Cutting VIO® 50 CERBE/
Fetal Bovine Serum(500 ml) Sigma-AldrichF7524-500ML
Gas Mixture (95 % oxygen & 5 % carbon dioxide)House Supply/
Heating Circulating BathsHarvard-Apparatus75-0310
Heparin 5000 (I.E. /5 ml)Braun1708.00.00
Hydrocortisone (100 mg / 2 ml)Pfizer15427276
Insulin(100 IE / ml)SigmaI0516-5ML
Iris Scissors Fine Science Instruments15000-03
Isofluran (250 ml)Cp-Pharma1214
Membrane OxygenatorHugo Sachs ElektronikT18728
Microsurgery Microscope LeicaM60
Mouse Retractor Set Carfil Quality180000056
NanoZoomer 2.0 HTHamamatsu/
Non-Woven Sponges Kompressen866110
Penicillin Streptomycin (1 mg / ml) C.C.ProZ-13-M
Perfusion Extension Tube (30 cm)Braun4256000
Peristaltic PumpHarvard-ApparatusP-70
Petri Dishc 100x15 mmVWR®391-0578
Povidon-Jod (Vet-Sep Spray)Livisto799-416
Pressure Transducer SimulatorUTAH Medical Products650-950
Reusable Blood Pressure TransducersAD InstrumentsMLT-0380/D
S & T Vessel Cannulation ForcepsFine Science Instruments00608-11
Small Cotton ApplicatorNOBA Verbandmittel Danz GmbH974116
Straight Forceps 10 cm Fine Science Instruments00632-11
Suture Tying ForcepsFine Science Instruments11063-07
Syringe 50ml Original PerfusorBraun8728810F-06
UT - 03 CannulaUnique Medical, Japan/
Vannas Spring ScissorsFine Science Instruments15018-10
Veterinary Saline (500 ml)WDT18X1807
Water Jacketed Reservoir  2 LHarvard-Apparatus73-3441
William's E Medium (500 ML)Thermofischer ScientificA1217601

Referenties

  1. Kwong, A. J., et al. OPTN/SRTR 2021 Annual data report: liver. American Journal of Transplantation. 23 (2), S178-S263 (2023).
  2. Linares, I., Hamar, M., Selzner, N., Selzner, M. Steatosis in Liver Transplantation: Current Limitations and Future Strategies. Transplantation. 103 (1), 78-90 (2019).
  3. Cheng, N., et al. Pharmacological activating transcription factor 6 activation is beneficial for liver retrieval with ex vivo normothermic mechanical perfusion from cardiac dead donor rats. Frontiers in Surgery. 8, 665260(2021).
  4. Porte, R. J. Improved organ recovery after oxygen deprivation. Nature. 608 (7922), 273-274 (2022).
  5. Goumard, C., et al. Ex-Vivo Pharmacological Defatting of the Liver: A Review. Journal of Clinical Medicine. 10 (6), 1253(2021).
  6. Mao, B., Yuan, W., Wu, F., Yan, Y., Wang, B. Autophagy in hepatic ischemia-reperfusion injury. Cell Death Discovery. 9 (1), 115(2023).
  7. Hale, A. N., Ledbetter, D. J., Gawriluk, T. R., Rucker, E. B. 3rd Autophagy: regulation and role in development. Autophagy. 9 (7), 951-972 (2013).
  8. Tang, B., Bao, N., He, G., Wang, J. Long noncoding RNA HOTAIR regulates autophagy via the miR-20b-5p/ATG7 axis in hepatic ischemia/reperfusion injury. Gene. 686, 56-62 (2019).
  9. Kuma, A., Komatsu, M., Mizushima, N. Autophagy-monitoring and autophagy-deficient mice. Autophagy. 13 (10), 1619-1628 (2017).
  10. van der, V. alk J. Fetal bovine serum-A cell culture dilemma. Science. 375 (6577), 143-144 (2022).
  11. Haque, O., et al. Twenty-four hour ex-vivo normothermic machine perfusion in rat livers. Technology (Singapore World Science). 8 (1-2), 27-36 (2020).
  12. Op den Dries, S., et al. Normothermic machine perfusion reduces bile duct injury and improves biliary epithelial function in rat donor livers. Liver Transplantation. 22 (7), 994-1005 (2016).
  13. Izamis, M. L., et al. Machine perfusion enhances hepatocyte isolation yields from ischemic livers. Cryobiology. 71 (2), 244-255 (2015).
  14. Gassner, J. M. G. V., et al. Improvement of normothermic ex vivo machine perfusion of rat liver grafts by dialysis and kupffer cell inhibition with glycine. Liver Transplantation. 25 (2), 275-287 (2019).
  15. Casado, J., et al. Rat splanchnic net oxygen consumption, energy implications. The Journal of Physiology. 431, 557-569 (1990).
  16. Tolboom, H., et al. A model for normothermic preservation of the rat liver. Tissue Engineering. 13 (8), 2143-2151 (2007).
  17. Yamada, S., et al. Effects of short-term normothermic and subnormothermic perfusion after cold preservation on liver transplantation from donors after cardiac death. Transplantation Proceedings. 52 (6), 1639-1642 (2020).
  18. Behrends, M., et al. Acute hyperglycemia worsens hepatic ischemia/reperfusion injury in rats. Journal of Gastrointestinal Surgery. 14 (3), 528-535 (2010).
  19. Tolboom, H., et al. Sequential cold storage and normothermic perfusion of the ischemic rat liver. Transplant Proceeding. 40 (5), 1306-1309 (2008).
  20. Daemen, M. J., et al. Liver blood flow measurement in the rat. The electromagnetic versus the microsphere and the clearance methods. Journal of Pharmacological Methods. 21 (4), 287-297 (1989).
  21. Koo, A., Liang, I. Y. Microvascular filling pattern in rat liver sinusoids during vagal stimulation. The Journal of physiology. 295, 191-199 (1979).
  22. Beal, E. W., et al. [D-Ala2, D-Leu5] Enkephalin improves liver preservation during normothermic ex vivo perfusion. Journal of Surgical Research. 241, 323-335 (2019).
  23. Birnie, J. H., Grayson, J. Observations on temperature distribution and liver blood flow in the rat. The Journal of Physiology. 116 (2), 189-201 (1952).
  24. Silitonga, M., Silitonga, P. M. Haematological profile of rats (Rattus norvegicus) induced BCG and provided leaf extract of Plectranthus amboinicus Lour Spreng). AIP Conference Proceedings. 1868, 090008090008(2017).
  25. Jacob Filho, W., et al. Reference database of hematological parameters for growing and aging rats. Aging Male. 21 (2), 145-148 (2018).
  26. Tian, X., et al. Heme oxygenase-1-modified bone marrow mesenchymal stem cells combined with normothermic machine perfusion repairs bile duct injury in a rat model of DCD liver transplantation via activation of peribiliary glands through the Wnt pathway. Stem Cells International. 2021, 9935370(2021).
  27. Yang, L., et al. Normothermic machine perfusion combined with bone marrow mesenchymal stem cells improves the oxidative stress response and mitochondrial function in rat donation after circulatory death livers. Stem Cells Development. 29 (13), 835-852 (2020).
  28. Wang, L., He, H. W., Zhou, X., Long, Y. Ursodeoxycholic Acid (UDCA) promotes lactate metabolism in mouse hepatocytes through cholic acid (CA) - farnesoid x receptor (FXR) pathway. Current Molecular Medicine. 20 (8), 661-666 (2020).
  29. Akateh, C., Beal, E. W., Whitson, B. A., Black, S. M. Normothermic ex-vivo liver perfusion and the clinical implications for liver transplantation. Journal of Clinical and Translational Hepatology. 6 (3), 276-282 (2018).
  30. Westerkamp, A. C., et al. Metformin preconditioning improves hepatobiliary function and reduces injury in a rat model of normothermic machine perfusion and orthotopic transplantation. Transplantation. 104 (9), e271-e280 (2020).
  31. Nösser, M., et al. Development of a rat liver machine perfusion system for normothermic and subnormothermic conditions. Tissue Engineering. Part A. 26 (1-2), 57-65 (2020).
  32. Yao, J., et al. Extracellular vesicles derived from human umbilical cord mesenchymal stem cells alleviate rat hepatic ischemia-reperfusion injury by suppressing oxidative stress and neutrophil inflammatory response. FASEB Journal. 33 (2), 1695-1710 (2019).
  33. Haque, O., et al. The effect of blood cells retained in rat livers during static cold storage on viability outcomes during normothermic machine perfusion. Scientific Reports. 11 (1), 23128(2021).
  34. Gillooly, A. R., Perry, J., Martins, P. N. First report of siRNA uptake (for RNA interference) during ex vivo hypothermic and normothermic liver machine perfusion. Transplantation. 103 (3), e56-e57 (2019).
  35. Beal, E. W., et al. A small animal model of ex vivo normothermic liver perfusion. Journal of visualized experiments. (136), e57541(2018).
  36. Claussen, F., et al. Dual versus single vessel normothermic ex vivo perfusion of rat liver grafts using metamizole for vasodilatation. PLoS One. 15 (7), (2020).
  37. Yang, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells combine with normothermic machine perfusion to improve rat donor liver quality-the important role of hepatic microcirculation in donation after circulatory death. Cell and Tissue Research. 381 (2), 239-254 (2020).
  38. Wu, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells modified with heme oxygenase-1 alleviate rejection of donation after circulatory death liver transplantation by inhibiting dendritic cell maturation in rats. International Immunopharmacology. 107, 108643(2022).
  39. Lonati, C., et al. Quantitative Metabolomics of Tissue, Perfusate, and Bile from Rat Livers Subjected to Normothermic Machine Perfusion. Biomedicines. 10 (3), (2022).
  40. Oldani, G., et al. The impact of short-term machine perfusion on the risk of cancer recurrence after rat liver transplantation with donors after circulatory death. PLoS One. 14 (11), e0224890(2019).
  41. Abraham, N., et al. Two compartment evaluation of liver grafts during acellular room temperature machine perfusion (acRTMP) in a rat liver transplant model. Frontiers in Medicine (Lausanne). 9, 804834(2022).
  42. Scheuermann, U., et al. Sirtuin-1 expression and activity is diminished in aged liver grafts. Scientific Reports. 10 (1), 11860(2020).
  43. Scheuermann, U., et al. Damage-associated molecular patterns induce inflammatory injury during machine preservation of the liver: potential targets to enhance a promising technology. Liver Transplantation. 25 (4), 610-626 (2019).
  44. Carnevale, M. E., et al. The novel N, N-bis-2-hydroxyethyl-2-aminoethanesulfonic acid-gluconate-polyethylene glycol-hypothermic machine perfusion solution improves static cold storage and reduces ischemia/reperfusion injury in rat liver transplant. Liver Transplantation. 25 (9), 1375-1386 (2019).
  45. Von,, Horn, C., Zlatev, H., Pletz, J., Lüer, B., Minor, T. Comparison of thermal variations in post-retrieval graft conditioning on rat livers. Artificial Organs. 46 (2), 239-245 (2022).
  46. Tomizawa, M., et al. Oncostatin M in William's E medium is suitable for initiation of hepatocyte differentiation in human induced pluripotent stem cells. Molecular Medicine Reports. 15 (5), 3088-3092 (2017).
  47. Dondossola, D., et al. Human red blood cells as oxygen carriers to improve ex-situ liver perfusion in a rat model. Journal of Clinical medicine. 8 (11), (2019).
  48. Jägers, J., Wrobeln, A., Ferenz, K. B. Perfluorocarbon-based oxygen carriers: from physics to physiology. European Journal of Physiology. 473 (2), 139-150 (2021).
  49. Jia, J., et al. A promising ex vivo liver protection strategy: machine perfusion and repair. Surgery and Nutrition. 8 (2), 142-143 (2019).
  50. Jennings, H., et al. The immunological effect of oxygen carriers on normothermic ex vivo liver perfusion. Frontiers in Immunology. 13, 833243(2022).
  51. Kim, J. S., et al. Carbamazepine suppresses calpain-mediated autophagy impairment after ischemia/reperfusion in mouse livers. Toxicology and Applied Pharmacology. 273 (3), 600-610 (2013).
  52. Imber, C. J., et al. Advantages of normothermic perfusion over cold storage in liver preservation. Transplantation. 73 (5), 701-709 (2002).
  53. Tolboom, H., et al. Recovery of warm ischemic rat liver grafts by normothermic extracorporeal perfusion. Transplantation. 87 (2), 170-177 (2009).
  54. Rigo, F., Navarro-Tableros, V., De Stefano, N., Calleri, N., Romagnoli, A. Ex vivo normothermic hypoxic rat liver perfusion model: an experimental setting for organ recondition and pharmacological intervention. Methods in Molecular Biology. 2269, 139-150 (2021).
  55. van Dyk, J. C., Pieterse, G. M., van Vuren, J. H. Histological changes in the liver of Oreochromis mossambicus (Cichlidae) after exposure to cadmium and zinc. Ecotoxicology and Environmental Safety. 66 (3), 432-440 (2007).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Normothermische leverperfusieex vivo perfusieconservering van muizenleversmachineperfusiesysteemcanulatie van de poortadercanulatie van de galgangspoelen met hepariniseerde zoutoplossinganalyse van het perfusaathematoxyline eosin kleuringmorfologische integriteit
Normothermic Ex Vivo Lever Machine Perfusie in Muis
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.