Methodenartikel

Effectieve technieken voor de voeding en ex situ kweek van een broedend scleractinisch koraal, Pocillopora acuta

DOI:

10.3791/65395

⸱

23 juni 2023

 ,  ,  ,  , 
1Department of Planning and Research, National Museum of Marine Biology & Aquarium, 2Department of Marine Biotechnology and Resources, National Sun Yat-sen University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Klimaatverandering heeft wereldwijd gevolgen voor ecosystemen van koraalriffen. Koralen afkomstig van ex situ aquacultuursystemen kunnen helpen bij het ondersteunen van herstel- en onderzoeksinspanningen. Hierin worden voedings- en koraalkweektechnieken geschetst die kunnen worden gebruikt om het langdurig onderhoud van broedende scleractinische koralen ex situ te bevorderen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Klimaatverandering beïnvloedt de overleving, groei en rekrutering van koralen wereldwijd, met grootschalige verschuivingen in overvloed en gemeenschapssamenstelling die de komende decennia worden verwacht in rifecosystemen. Erkenning van deze aantasting van het rif heeft geleid tot een reeks nieuwe, op onderzoek en herstel gebaseerde actieve interventies. Aquacultuur ex situ kan een ondersteunende rol spelen door het opstellen van robuuste koraalkweekprotocollen (bijv. om de gezondheid en voortplanting te verbeteren in langetermijnexperimenten) en door het bieden van een consistente aanvoer van broedbestanden (bijv. voor gebruik in herstelprojecten). Hier worden eenvoudige technieken voor het voeden en ex situ kweken van broedende scleractinische koralen geschetst met het gewone en goed bestudeerde koraal, Pocillopora acuta, als voorbeeld. Om deze aanpak te demonstreren, werden koraalkolonies blootgesteld aan verschillende temperaturen (24 °C vs. 28 °C) en voedingsbehandelingen (gevoed vs. niet-gevoed) en werd de voortplantingsoutput en -timing, evenals de haalbaarheid van het voeren van Artemia nauplii aan koralen bij beide temperaturen, vergeleken. De voortplantingsoutput vertoonde een grote variatie tussen kolonies, met verschillende trends waargenomen tussen de temperatuurbehandelingen; bij 24 °C produceerden gevoede kolonies meer larven dan niet-gevoede volken, maar het tegenovergestelde werd gevonden in kolonies die bij 28 °C werden gekweekt. Alle kolonies plantten zich voort vóór de volle maan, en verschillen in voortplantingstiming werden alleen gevonden tussen niet-gevoede kolonies in de 28 °C-behandeling en gevoede kolonies in de 24 °C-behandeling (gemiddelde maandag van voortplanting ± standaarddeviatie: respectievelijk 6,5 ± 2,5 en 11,1 ± 2,6). De koraalkolonies voedden zich efficiënt met Artemia nauplii bij beide behandelingstemperaturen. Deze voorgestelde voedings- en kweektechnieken richten zich op het verminderen van koraalstress en het bevorderen van een reproductieve levensduur op een kosteneffectieve en aanpasbare manier, met veelzijdige toepasbaarheid in zowel doorstroom- als recirculerende aquacultuursystemen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Veel ecosystemen van koraalriffen wereldwijd gaan verloren en degraderen als gevolg van stress bij hoge temperaturen als gevolg van klimaatverandering 1,2. Koraalverbleking (d.w.z. de afbraak van de symbiose tussen koraal en algen3) werd in het verleden als relatief zeldzaam beschouwd4, maar komt nu vaker voor5, waarbij jaarlijkse verbleking naar verwachting in veel regio's zal optreden tegen het midden tot het einde van de eeuw 6,7. Deze verkorting van de tussenliggende periode tussen bleekgebeurtenissen kan de capaciteit voor veerkracht van het rif beperken8. De directe effecten van stress bij hoge temperaturen op koraalkolonies (bijv. weefselbeschadiging9; energie-uitputting10) zijn intrinsiek verbonden met indirecte effecten op het niveau van rifschaal, waarvan een vermindering van de reproductie-/rekruteringscapaciteit van bijzonder belang is11. Dit heeft geleid tot een reeks toegepast onderzoek naar bijvoorbeeld de actieve in situ verbetering van rekrutering (bijv. rifzaaien12), nieuwe technologieën voor het opschalen van koraalherstel13 en de simulatie van voortplantingssignalen om voortplanting te induceren in ex situ-systemen 14. Complementair aan deze actieve interventies zijn de recente erkenning van de voordelen van heterotrofe voeding bij koralen onder hoge temperatuurstress15 en de verkenning van de rol die voedselvoorziening kan spelen bij de voortplanting16.

Het is bekend dat heterotrofe voeding de prestaties van koralenbeïnvloedt 17 en is specifiek in verband gebracht met verhoogde koraalgroei18,19, evenals thermische weerstand en veerkracht20,21. Toch zijn de voordelen van heterotrofie niet alomtegenwoordig bij koraalsoorten22 en kunnen ze verschillen op basis van het soort voedsel dat wordt geconsumeerd 23, evenals het niveau van blootstelling aan licht24. In de context van de voortplanting van koralen heeft heterotrofe voeding variabele resultaten opgeleverd, waarbij waarnemingen van zowel een hogere25 als een lagere26 voortplantingscapaciteit na heterotrofe voeding worden gerapporteerd. De invloed van heterotrofe voeding op de voortplanting van koralen over een temperatuurspectrum wordt zelden beoordeeld, maar in het gematigde koraal Cladocora caespitosa bleek heterotrofie belangrijker te zijn voor de voortplanting onder lagere temperatuuromstandigheden. Een beter begrip van de rol van temperatuur en voeding op de voortplantingsoutput is waarschijnlijk nodig om te bepalen of specifieke riffen (bijv. riffen die verband houden met een hoge beschikbaarheid vanvoedsel28) een hogere rekruteringscapaciteit hebben onder klimaatverandering.

Net als bij de voortplantingsoutput blijft het effect van temperatuur en voeding op de voortplantingstiming bij koralen relatief onderbelicht, ondanks het feit dat de synchronisatie van voortplanting met abiotische/biotische omstandigheden een belangrijke overweging is voor rekruteringssucces in een opwarmende oceaan29. Van warmere temperaturen is aangetoond dat ze resulteren in eerdere voortplanting in thermische conditioneringsstudies van koraal die in het laboratorium zijn uitgevoerd30, en dit is ook waargenomen bij koralen die in seizoenen zijn verzameld uit natuurlijke riffen31. Toch is het interessant dat onlangs de tegenovergestelde trend werd waargenomen bij gevoede koralen die in de loop van 1 jaar werden gekweekt in een ex situ doorstroomsysteem (d.w.z. voortplanting vond eerder in de maancyclus plaats bij koelere wintertemperaturen en later in de maancyclus bij warmere zomertemperaturen)32. Dit contrasterende resultaat suggereert dat de voortplantingstiming kan afwijken van typische patronen onder omstandigheden die verband houden met overvloedige energetische bronnen.

Gecontroleerde experimenten op lange termijn onder verschillende temperatuurscenario's kunnen bijdragen aan een beter begrip van de invloed van heterotrofie op de voortplanting in scleractinische koralen. Het handhaven van reproducerende koraalkolonies onder ex situ-omstandigheden voor meerdere voortplantingscycli kan echter een uitdaging zijn (maar zie eerder onderzoek32,33). Hierin worden eenvoudige en effectieve technieken beschreven voor het actief voeden (voedselbron: Artemia nauplii) en het langdurig kweken van een broedend koraal (Pocillopora acuta) in een doorstroomsysteem van aquacultuur; Toch moet worden opgemerkt dat alle beschreven technieken ook kunnen worden gebruikt in recirculerende aquacultuursystemen. Om deze technieken te demonstreren, werd een voorlopige vergelijking gemaakt van de voortplantingsoutput en timing van koraalkolonies die bij 24 °C en 28 °C werden gehouden onder "gevoede" en "niet-gevoede" behandelingen. Deze temperaturen zijn gekozen om de zeewatertemperaturen in respectievelijk de winter en de zomer in het zuiden van Taiwan te benaderen30,34; Er werd niet gekozen voor een hogere temperatuur omdat het bevorderen van langdurige ex situ kweek, in plaats van het testen van de reactie van koralen op thermische stress, een primair doel van dit experiment was. Verder werd de dichtheid van Artemia nauplii voor en na de voedingssessies gekwantificeerd om de haalbaarheid van heterotrofe voeding bij beide temperatuurbehandelingen te vergelijken.

In het bijzonder werden 24 kolonies van P. acuta (gemiddelde totale lineaire verlenging ± standaarddeviatie: 21,3 cm ± 2,8 cm) verkregen uit doorstroomtanks in de onderzoeksfaciliteiten van het National Museum of Marine Biology & Aquarium, Zuid-Taiwan. Pocillopora acuta is een veel voorkomende koraalsoort die zowel een uitgezonden paai- als een typisch broedende voortplantingsstrategie bezit35,36. De ouderkolonies van deze koralen werden oorspronkelijk verzameld uit het Outlet-rif (21.931 ° E, 120.745 ° N) ongeveer 2 jaar eerder voor een ander experiment32. Bijgevolg waren de koraalkolonies die in het huidige experiment werden gebruikt, hun hele leven lang gekweekt onder ex situ kweekomstandigheden; In het bijzonder werden de kolonies blootgesteld aan omgevingstemperatuur en een 12 h:12 h licht: donkercyclus bij 250 μmol quanta m−2·s−1 en kregen ze tweemaal per week Artemia nauplii te eten. We erkennen dat deze langdurige ex situ-cultuur van invloed kan zijn geweest op hoe de kolonies reageerden op de behandelingsomstandigheden in dit experiment. We willen daarom benadrukken dat het primaire doel hier is om te illustreren hoe de beschreven technieken effectief kunnen worden gebruikt om koralen ex situ te kweken door een toegepast voorbeeld te demonstreren waarin de effecten van temperatuur en voeding op de voortplanting van koralen werden beoordeeld.

Koraalkolonies werden gelijkmatig verdeeld over zes doorstroomsysteemkweektanks (binnenlengte van de tank x breedte x hoogte: 175 cm x 62 cm x 72 cm; lichtregime van de tank: 12 uur: 12 uur licht: donkercyclus bij 250 μmol quanta m−2·s−1) (Figuur 1A). De temperatuur in drie van de tanks werd vastgesteld op 28 °C en de temperatuur in de andere drie tanks op 24 °C; elke tank had een logger die elke 10 minuten de temperatuur registreerde (zie de materiaaltabel). De temperatuur werd in elke tank afzonderlijk geregeld met behulp van koelmachines en verwarmers, en de watercirculatie werd gehandhaafd met behulp van stromingsmotoren (zie de materiaaltabel). De helft van de volken in elk aquarium (n = 2 volken/bak) kreeg twee keer per week Artemia nauplii, terwijl de andere volken niet werden gevoerd. Elke voedingssessie duurde 4 uur en werd uitgevoerd in twee onafhankelijke temperatuurspecifieke voedingstanks. Tijdens het voeren werden alle kolonies naar de voerbakken verplaatst, inclusief de niet-gevoede volken, om het potentiële stresseffect van het verplaatsen van de kolonies tussen de tanks te standaardiseren. De volken in de gevoede en niet-gevoede behandelingen werden in hun eigen compartiment geplaatst met behulp van een gaasframe in de temperatuurspecifieke voertanks, zodat alleen de volken in de gevoede toestand voedsel kregen. De voortplantingsoutput en timing van het koraal werden dagelijks om 09:00 uur voor elke kolonie beoordeeld door het aantal larven te tellen dat 's nachts in de larvale verzamelcontainers was vrijgelaten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Hangende koraalkoloniesin ex situ aquacultuurtanks

  1. Plaats een getande staaf (lengte x breedte x hoogte: 75 cm x 1 cm x 3 cm), hierna "ophangstang" genoemd, over de kweekbak ter voorbereiding op het ophangen van de koraalkolonies.
    OPMERKING: De ophangstang die in dit experiment werd gebruikt, was op maat gemaakt, maar een eenvoudige PVC-buis met uitstekende schroeven (d.w.z. om als inkepingen te fungeren) zou voldoende zijn zolang deze op een stabiele manier over de bovenkant van de kweektank kan worden geplaatst en sterk genoeg is om de koralen vast te houden.
  2. Meet een stuk vislijn (zie de materiaaltabel) tot ~1,5 m lang en vouw het vervolgens twee keer dubbel.
    NOTITIE: De initiële lengte van de vislijn moet worden gekozen op basis van de gewenste eindpositie van de koraalkolonie in de kweektank.
  3. Maak een kleine platte knoop aan het einde van de gevouwen vislijn met de eerste uiteinden van de vislijn.
    NOTITIE: Na het maken van de knoop moeten er twee grote lussen aan de onderkant zijn en een kleine lus aan de bovenkant.
  4. Plaats de koraalkolonie in het midden van de twee grote lussen, zodat de lussen rond de kolonie worden geplaatst en het koraal stevig kunnen vasthouden wanneer het in het water wordt gehangen.
  5. Haak de kleine bovenste lus van de vislijn in een inkeping op de ophangstang (Figuur 1B).

2. Koraal voeden

  1. Het maken van de voercontainer
    1. Construeer een rechthoekig frame met acrylbuis (lengte x breedte x hoogte: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Maak twee aparte compartimenten in het frame waar respectievelijk de gevoerde en niet-gevoerde koralen kunnen worden geplaatst (Figuur 1C).
      OPMERKING: Acrylbuis werd gebruikt omdat deze licht van gewicht is (d.w.z. in tegenstelling tot zwaardere PVC-buis) en daarom de verplaatsing van de voercontainer in/uit de kweektanks zou kunnen vergemakkelijken.
    2. Gebruik een heet lijmpistool om 100 μm planktongaas aan de onderkant en zijkanten van het frame te hechten.
    3. Boor in totaal ~10 kleine gaatjes (0,5 cm in diameter) in de buizen (vooral langs de zijkanten en de onderkant van het frame) om te voorkomen dat de voercontainer gaat drijven wanneer deze in de kweektank wordt geplaatst.
    4. Boor gaten (~0,5 cm in diameter) door het planktongaas op elke hoek van de voerbak.
    5. Plaats een slang met een diameter van 8 cm en een diameter van 0,5 cm door de hoekgaten en gebruik een heet lijmpistool om deze op zijn plaats te bevestigen.
      OPMERKING: Deze slangjes worden tijdens het voeden aangesloten op een luchtpomp en bellenstenen (zie stap 2.3.2 voor meer details).
  2. Artemia teelt
    1. Verzamel 2 L zeewater uit een onafhankelijke voedingstank en giet het zeewater in een Artemia-broedcontainer (Figuur 1D).
      OPMERKING: In het huidige experiment dat werd gebruikt om de protocollen te demonstreren, werden twee onafhankelijke behandelingsspecifieke voertanks gebruikt, waardoor de voorbereiding van twee broedcontainers voor de Artemia-teelt noodzakelijk was.
    2. Sluit een luchtpomp aan op de slang die is aangesloten op de bodem van de broedcontainer gedurende ongeveer 10 minuten voordat u Artemia-cysten toevoegt.
    3. Gebruik tijdens het wachten een weegschaal om 8 g Artemia-cysten te meten (zie de tabel met materialen).
      OPMERKING: Om een gemiddelde dichtheid van 35 individuele Artemia nauplii/ml te verkrijgen, zoals voorgesteld door Huang et al.19, gebruikt u een verhouding van 4 g Artemia-cysten op 1 L zeewater.
    4. Giet na 10 minuten de 8 g Artemia-cysten in de broedcontainer.
    5. Incubeer de Artemia-cysten gedurende 48 uur.
  3. Voorbereiding van de voedingstank
    1. Plaats de voerbak zo in de voertank dat de bovenkant van de bak zich boven het wateroppervlak bevindt.
    2. Sluit het buitenste gedeelte van de hoekslang van de voercontainer aan op een luchtpomp, die lucht levert aan bellenstenen om de watercirculatie tijdens het voeden te vergemakkelijken.
    3. Zet de luchtpomp ~5 minuten voor aanvang van het voeden aan.
  4. Artemia nauplii verrijking en verzameling
    1. Voeg 2 uur voor de gewenste voedertijd 1,5 ml verrijkingsvoer (zie de materiaaltabel) toe aan de broedcontainer.
      OPMERKING: Een verhouding van 0,75 ml verrijkingsdieet tot 1 liter zeewater wordt aanbevolen door Huang et al.19.
    2. Draai na 2 uur de klep dicht die lucht naar de broedcontainer voert.
    3. Bedek de broedcontainer met een kartonnen doos om omgevingslicht buiten te sluiten en plaats een lichtbron (een zaklamp voor een mobiele telefoon is voldoende) gedurende 5 minuten op de bodem van de broedcontainer om Artemia nauplii naar de bodem van de container te lokken en zo de scheiding van levende Artemia nauplii van lege schelpen te vergemakkelijken.
    4. Verwijder na 5 minuten de doos en de lichtbron.
    5. Plaats een maatbeker van 3 L onder de broedcontainer.
    6. Maak de slang los van de broedcontainer zodat de Artemia-naupliën en de zeewateroplossing in de maatbeker kunnen stromen; vang 1 L van de Artemia nauplii en zeewateroplossing op.
      NOTITIE: Verzamel slechts de helft van het volume in de broedcontainer om ongewenste lege schelpen uit te sluiten.
    7. Terwijl u in de buurt van de voedingstank staat, giet u de Artemia-nauplii en de zeewateroplossing door een zeef van 100 μm om de Artemia-nauplii (die in de zeef blijven) van het zeewater te scheiden.
    8. Spoel de Artemia-naupliën die in de zeef worden gehouden twee keer af met water uit de voedingstank.
    9. De Artemia nauplii zijn nu klaar voor gebruik.
  5. Het voeden van de koraalkolonies
    1. Ontlaad de Artemia-naupliën door de zeef uit stap 2.4.8 in de voedingstank te plaatsen.
    2. Roer het water in de tank met de hand om de Artemia nauplii gelijkmatig te verdelen.
      OPMERKING: Verzamel monsters voor de kwantificering van de dichtheid van Artemia nauplii na deze stap (zie stap 3.1 voor meer details).
    3. Verplaats elke ophangstang (met de koraalkolonies nog steeds aan de stang) van de kweektank naar de voedingstank en plaats de stang zo dat deze stevig over de bovenkant van de voedingstank rust. De duur dat de koralen aan de lucht worden blootgesteld, moet zo kort mogelijk worden gehouden.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat kolonies elkaar niet raken en voldoende ruimte hebben om voedsel te vangen (bijv. ~5 cm uit elkaar).
    4. Doe de lichten in de voerbakken uit of gebruik een niet-luchtdicht deksel om de voerbak af te dekken om lichtverstoring tijdens het voeren te voorkomen.
    5. Laat de kolonies 4 uur ongestoord eten.
    6. Verzamel na 4 uur de monsters voor de kwantificering van de dichtheid van Artemia nauplii "na het voeden" (zie stap 3.1 voor meer details).
  6. Opruimen na het voeren
    1. Nadat de voedingssessie is voltooid, verwijdert u de koraalkolonies. Haal de ophangstaven afzonderlijk uit de voedingstank en spoel elk koraal grondig af met zeewater uit de respectievelijke kweektank om eventuele resterende Artemia nauplii te verwijderen.
      NOTITIE: Spoel de kolonies af op een stabiel oppervlak in plaats van hangend om het risico op schade te verminderen dat zou kunnen optreden als de kolonies tijdens het spoelen heen en weer zouden zwaaien. Houd bij de eerste overdracht de duur dat de koralen aan de lucht worden blootgesteld zo kort mogelijk.
    2. Plaats de ophangstangen (met koralen opgehangen) terug in de kweekbakken.
    3. Maak de slangen los die de voercontainer met de luchtpomp verbinden en verwijder de voercontainer uit de voedingstank.
    4. Spoel de voerbak grondig met zoet water om alle resterende Artemia nauplii te verwijderen.

3. Kwantificering van de dichtheid van Artemia nauplii voor en na het voeden

  1. Verzamelen van de monsters
    1. Verzamel de monsters op twee tijdstippen: eerst wanneer de Artemia nauplii zijn uitgeladen en gelijkmatig in de voerbak zijn verdeeld (stap 2.5.2) en nogmaals nadat de voedersessie is voltooid (stap 2.5.6).
    2. Gebruik voor elk tijdstip drie spuiten om respectievelijk 20 ml water van het oppervlak, de middelste laag en de onderste laag van de voedingscontainer te halen.
  2. Verdunning van het monster
    1. Breng voor elke spuit het watermonster van 20 ml over in een onafhankelijk bekerglas van 500 ml.
    2. Voeg 180 ml heet water (~60 °C) toe aan het bekerglas (verdunning 1:10).
      NOTITIE: Het hete water wordt gebruikt om de Artemia-naupliën te immobiliseren om de nauwkeurigheid van de telling te vergroten.
    3. Voeg 2 ml van het watermonster uit het bekerglas toe aan elk putje van een bord met 9 putjes.
      OPMERKING: Meng het monster in het bekerglas om de Artemia-naupliën gelijkmatig in de waterkolom te verdelen voordat u het monster van 2 ml afneemt.
    4. Tel het aantal Artemia nauplii in elk putje onder een stereomicroscoop met een vergroting van 6,5x (zie de tabel met materialen).
  3. Berekening van de dichtheid van Artemia nauplii
    1. Deel het aantal Artemia nauplii in elk putje door 2 om het aantal Artemia nauplii per ml te verkrijgen. Vermenigvuldig dat getal vervolgens met 10 (om rekening te houden met verdunning) om de dichtheid van Artemia nauplii te berekenen.
    2. Bereken de gemiddelde dichtheid van Artemia nauplii (d.w.z. de gemiddelde dichtheid over de 27 putreplicaten voor versus na het voeden) om de dichtheid van Artemia nauplii tussen voor- en navoeding te vergelijken.

4. Koraallarven collectie

  1. Het maken van de larvenopvangbak (Figuur 1E)
    1. Kies een plastic waterfles van 6 liter en snijd de bodem van de fles helemaal af.
      OPMERKING: Deze opening wordt gebruikt voor het overbrengen van de kolonies in en uit de larvenopvangbak.
    2. Maak twee vensters door aan elke kant van de fles een rechthoek van ~15 cm x 20 cm uit te snijden.
      OPMERKING: Een plastic waterfles van 6 liter is geschikt voor koralen met een diameter van ~15 cm; Pas de grootte van de fles aan op basis van de grootte van de koralen die worden bestudeerd.
    3. Gebruik een heet lijmpistool en vervolgens epoxy om een planktongaas van 100 μm op elk van de ramen te plakken.
    4. Maak twee kleine gaatjes (~0,5 cm in diameter) aan elke kant van de bodem van de fles.
    5. Steek een touwtje door de twee kleine gaatjes en bind beide uiteinden vast om een handvat te maken om de larvenopvangbak aan de ophangstang te haken.
    6. Plaats de flessen voor het eerste gebruik minimaal 24 uur in een doorstroomtank (zonder koralen) om eventuele lijmresten te verwijderen.
  2. Voorbereiding op het verzamelen van koralen
    1. Dompel de larvenopvangbak volledig onder in de kweekbak.
    2. Plaats de kolonie in de larvenopvangbak terwijl u zowel de kolonie als de bak ondergedompeld houdt in water.
    3. Haak het handvat van de larvenopvangbak aan de ophangstang.
      NOTITIE: Zorg er na het ophangen voor dat de bovenkant van de opvangbak ~3 cm boven het water is.
    4. Herhaal de stappen 4.2.1-4.2.3 totdat alle kolonies in hun larvenopvangbakken zitten.
  3. Verzamelen en inventariseren van de koraallarven
    1. Zet een maatbeker van 3 liter, een kom, een pipet van 3 ml en buisjes van 50 ml klaar.
    2. Haak de vislijn los van de ophangstang en haal een kolonie uit de larvenopvangbak. Plaats de kolonie onmiddellijk terug in de kweekbak.
      NOTITIE: Zorg ervoor dat de duur van de blootstelling aan de lucht zo kort mogelijk is.
    3. Plaats een hand op het uiteinde van de dop van de larvenopvangbak.
      NOTITIE: Wanneer de opvangbak voor larven gevuld is met water, kan deze zwaar zijn. Zonder de juiste ondersteuning kan de container breken wanneer deze uit het water wordt gehaald.
    4. Haak het "handvat" van de larvenopvangbak los van de ophangstang.
    5. Til de larvenopvangbak langzaam uit het water.
    6. Houd de opvangbak enkele seconden in een hoek van ongeveer 45° boven de kweekbak om overtollig water via de vensters van de larvenopvangbak terug in de tank te laten stromen.
      NOTITIE: Kantel de container niet verder dan 45° om de kans te verkleinen dat larven vanaf de bovenkant van de container worden uitgegoten.
    7. Haal de larvenopvangbak uit de tank en plaats deze bovenop de maatbeker.
    8. Voordat u de dop losdraait, gebruikt u één vinger om een matige hoeveelheid druk uit te oefenen op de dop en draait u vervolgens de dop los.
      NOTITIE: Water in de opvangbak kan snel vrijkomen wanneer de dop wordt verwijderd als deze niet eerst door de vinger wordt ondersteund (d.w.z. mogelijk resulterend in een verlies van larven).
    9. Doe een deel van het water in de maatbeker in een kom.
    10. Tel handmatig het aantal larven in de kom door een pipet van 3 ml te gebruiken om de larven in een buisje van 50 ml te verplaatsen.
      OPMERKING: Houd er rekening mee dat sommige larven vast kunnen komen te zitten in de pipet. Als dit gebeurt, zuig dan wat zeewater in de pipet en schud voorzichtig terwijl u de pipet met één vinger afsluit om de larven los te maken.
    11. Ga door met stap 4.3.9 en stap 4.3.10 totdat alle larven zijn geteld. In dit stadium kunnen de larven worden gebruikt in volgende experimenten.
    12. Herhaal stap 4.3.2-4.3.10 voor alle andere koraalkolonies.
      NOTITIE: De maatbeker en kom moeten tussen de kolonies door worden gespoeld.
    13. Spoel na het tellen elke opvangbak grondig af met zoet water, vooral de ramen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De beschreven protocollen maakten het mogelijk om (1) de reproductieve output en timing van individuele koraalkolonies te vergelijken tussen verschillende voedings- en temperatuurbehandelingen en (2) een beoordeling van de haalbaarheid van Artemia nauplii-voeding bij verschillende temperaturen. Hierin wordt een kort overzicht gegeven van de bevindingen, maar voorzichtigheid is geboden met betrekking tot de brede interpretatie van de gerapporteerde effecten van temperatuur en voeding op de voortplanting van koraa...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze voorlopige beoordeling van het effect van temperatuur en voeding op de voortplanting van koraal onthulde verschillen in voortplantingsoutput en timing tussen kolonies die onder verschillende behandelingsomstandigheden werden gekweekt. Verder bleek het voeren van Artemia nauplii aan koraalkolonies effectief te zijn bij zowel relatief koele (24°C) als warme temperaturen (28°C). Deze gecombineerde bevindingen benadrukken de toepasbaarheid van deze eenvoudige technieken voor het voeden en kweken van reproducere...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen tegenstrijdige financiële belangen of andere belangenconflicten.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit onderzoek werd gefinancierd door het Ministerie van Wetenschap en Technologie (Taiwan), subsidienummers MOST 111-2611-M-291-005 en MOST 111-2811-M-291-001.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Artemia cysten Supreme plusNAVoedselbron 
ChillerResunCL650Om de watertemperatuur te verlagen indien nodig
Geleidbaarheid draagbare meterWTWCond 3110Om de saliniteit te meten
VerrijkingsdiëtenOmegaNAGebruikt bij Artemia-cultuur
VisserlijnSuperNylon monofilamentOm de koraalkolonies op te hangen
StroombakkenMaxspectGP03Om waterstroming te creëren
Verwarming 350 WISTANAVerwarmingen gebruikt in tanks
HOBO snoerloggerOnset ComputerUA-002-08Om de watertemperatuur te registreren
LED-verlichtingMean WellFTS: HLG-185H-36BNA
Licht draagbare meterLI-CORLI-250AApparaat gebruikt met lichtsensor om lichtintensiteit in PAR te meten
LichtsensorLI-CORLI-193SANA
Planktonnet 100 µm maaswijdteOmegaNAOm larven en artemia te verzamelen 
Primaire pomp 6000 L/HMr. AquaBP6000Om water uit tanks in chiller te trekken
Propeller type stroomsnelheidsmeterKENEKGR20Apparaat gebruikt met propeller type detector om stroomsnelheid te meten
Propeller type detectorKENEKGR3T-2-20NNA
StereomicroscoopZeissStemi 2000-C Om het aantal artemia te tellen 
Temperatuurregelaar 1000 WRep ParkO-RP-SDP-1Om de watertemperatuur in te stellen en te handhaven

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019).
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , Springer. Cham, Switzerland. 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510(2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830(2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443(2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -L., Mayfield, A. B., Fan, T. -Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988(2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644(2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956(2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -B., Fan, T. -Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218(2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976(2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388(2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362(2019).
  36. Yeoh, S. -R., Dai, C. -F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. An R Companion to Applied Regression. Third edition. , SAGE Publications, Inc. Newbury Park, CA. (2019).
  41. Harell, F. E. Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27(2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -Y., Dai, C. -F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -L., Weis, V. M., Fan, T. -Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906(2014).
  52. Lin, C. -H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246(2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200(2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68(2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466(2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631(2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399(2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Ex situ koraalkweekkoraalvoedingstechniekenvoeding met Artemia naupliireproductieve output van koraaltemperatuurb behandelingenverzameling van koraallarvenaquacultuursystemenkoraalrestauratie

Gerelateerde artikelen