Methodenartikel

Pijnstillend effect van Tuina op rattenmodellen met compressie van de dorsale wortel Ganglionpijn

DOI:

10.3791/65535

⸱

14 juli 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Tuina, Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine Affiliated to Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Rehabilitation Medicine Department, Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine Affiliated to Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 3Department of Tuina, Shuguang Hospital of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel presenteert een manipulatie voor de behandeling van chronische compressie van het dorsale wortelganglion bij ratten met behulp van Tuina-therapie, samen met een methode voor het evalueren van de effectiviteit ervan op basis van pijngedrag en histopathologische resultaten.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuropathische pijn is een veel voorkomende aandoening die 6,9%-10% van de bevolking treft en het gevolg is van zenuwbeschadiging als gevolg van verschillende etiologieën, zoals lumbale hernia, stenose van het wervelkanaal en stenose van het foramen tussen de wervels. Hoewel Tuina, een traditionele Chinese manuele therapie, in de klinische praktijk pijnstillende effecten heeft aangetoond voor de behandeling van neuropathische pijn, blijven de onderliggende neurobiologische mechanismen onduidelijk. Diermodellen zijn essentieel voor het ophelderen van de basisprincipes van Tuina. In deze studie stellen we een gestandaardiseerd Tuina-protocol voor ratten voor met compressie van het dorsale wortelganglion (DRG), waarbij DRG-compressie wordt geïnduceerd door een roestvrijstalen staaf in het intervertebrale foramen te steken, Tuina-manipulatie uit te voeren met specifieke parameters van locatie, intensiteit en frequentie in een gecontroleerde omgeving, en de gedrags- en histopathologische resultaten van Tuina-behandeling te beoordelen. Dit artikel bespreekt ook de mogelijke klinische implicaties en beperkingen van de studie en geeft aanwijzingen voor toekomstig onderzoek naar Tuina.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In klinische omgevingen is het gebruikelijk om neurologische pathologische pijn te observeren die wordt veroorzaakt door compressie van de zenuwwortel om verschillende redenen. De meest typische vorm van deze neuropathische pijn is lumbale hernia (LDH), die vaak aanhoudend, terugkerend en moeilijk te genezen is. Ongeveer 9% van de wereldbevolking wordt getroffen door LDH, wat leidt tot aanzienlijke sociale en economische lasten1. De incidentie van dit type neuropathische pijn neemt jaarlijks toe, met een trend naar jongere patiënten, als gevolg van veranderingen in de menselijke productie en levensstijl. Ondanks het gebruik van niet-steroïde pijnstillers kunnen de symptomen van patiënten niet volledig worden verlicht. Als gevolg hiervan hebben alternatieve therapieën, zoals Tuina, voor de behandeling van pijn veroorzaakt door LDH steeds meer aandacht gekregen.

Tuina-therapie, een vorm van conservatieve behandeling voor LDH, wordt wereldwijd algemeen aanbevolen in verschillende klinische praktijkrichtlijnen voor het voorkomen en behandelen van lage rugpijn 3,4. Onderzoek heeft aangetoond dat Tuina ontstekingsfactoren zoals serum IL-6 en tumornecrosefactor-alfa (TNF-α)-spiegels bij LDH-patiënten aanzienlijk kan verlagen, terwijl de pijn en lumbale functiestoornissen van patiënten worden verbeterd. Het specifieke mechanisme achter de pijnstillende effecten van de Tuina-therapie blijft echter onduidelijk.

Diermodellen zijn een waardevol hulpmiddel voor het bestuderen van neuropathische pijn veroorzaakt door LDH6. Ze maken gedragsmetingen mogelijk om de effectiviteit van Tuina-therapie te evalueren en leveren monsters van de pathologische fysiologie van LDH. Er kunnen bijvoorbeeld monsters worden genomen van de ganglia van de dorsale wortel in de dij om veranderingen in de ganglioncellen van de dorsale wortel te verifiëren. De chronische compressie van het Dorsal Root Ganglion (CCD)-model wordt vaak gebruikt om de pathologische fysiologie van LDH te evalueren, omdat het schade veroorzaakt aan de morfologie van dorsale wortelganglioncellen die consistent zijn met de pathologische veranderingen die worden waargenomen in klinische gevallen van zenuwcompressie veroorzaakt door discushernia.

Veel geleerden hebben verschillende dierproeven uitgevoerd op acupressuuranalgesie 8,9,10. Bij het uitvoeren van acupressuuroperaties op diermodellen imiteren ze echter vaak menselijke acupressuur. Het therapeutische effect van acupressuur wordt beïnvloed door factoren zoals de grootte, frequentie en de richting van de uitgeoefende kracht11,12,13. Als het experiment geen uniforme acupressuurstandaard heeft, zoals de kracht, frequentie en duur van de operatie, kan dit enige afwijking in de experimentele resultaten veroorzaken. Dit artikel introduceert een reeks behandelplannen voor acupressuur op basis van de kenmerken van CCD-ratten en bevordert de ontwikkeling van gestandaardiseerde acupressuuroperaties in diermodellen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd uitgevoerd in het Pain Lab van het Neurobiology Institute van de Fudan University. De experimenten werden goedgekeurd en strikt nageleefd de richtlijnen voor de bescherming van proefdieren die zijn opgesteld door de International Association for the Study of Pain (LASP) voor alle chirurgische ingrepen en het hanteren van dieren. Voor het huidige onderzoek werden Sprague-Dawley (SD)-ratten van schone kwaliteit gebruikt, bestaande uit 32 mannetjes tussen 40-50 dagen oud, met een gemiddeld gewicht van 220 ± 1,38 g. Deze ratten zijn verkregen van het Experimental Animal Center van de Shanghai Academy of Life Sciences, Chinese Academy of Sciences. De dieren werden goed verzorgd en gehuisvest in een speciale ruimte met onafhankelijke ventilatie, gereguleerde temperatuur (22 ± 1 °C) en vochtigheid (40%-50%). De ratten hadden toegang tot voldoende voedsel en water in hun kooien. De proefdierenkamer volgde een licht-donkercyclus van 12 uur om de regelmaat van het circadiane ritme van de ratten te behouden, en aangewezen personeel verving regelmatig de vulling. De röntgenfoto werd uitgevoerd op de afdeling Radiologie van het Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, verbonden aan de Shanghai University of Traditional Chinese Medicine.

1. Studiedeelnemers en groepering

  1. Wijs 32 ratten toe aan vier groepen: naïef (controle), schijnvertoning (schijnoperatie), CCD (chronische compressie van het ganglion van de dorsale wortel) en CCD + Tuina (8 ratten/groep). Ratten hadden vrije toegang tot voedsel en water in dierenverblijven.
    OPMERKING: Naïeve ratten hadden geen interventie, terwijl de schijngroep dezelfde chirurgische ingreep onderging als de ratten uit de CCD-groep, maar zonder een "L"-vormige roestvrijstalen staaf achter te laten in het L4- en L5-intervertebrale foramen. Ratten in de CCD-groep ondergingen een volledige chronische compressiemodeloperatie met dorsale wortelganglion. Ratten in de CCD + Tuina-groep kregen tuina-therapie vanaf de vierde dag na de CCD-operatie.

2. Vaststelling van een diermodel

  1. Dien isofluoraan toe om ratten te verdoven. Zodra de ratten het bewustzijn verliezen (geen staartreflex of beenflexiereflex), scheert u het haar in het operatiegebied met een scheermes.
    OPMERKING: Pijnstillers werden 15 minuten voor de operatie aangebracht en ratten werden subcutaan geïnjecteerd met tramadol 20 mg/kg.
  2. Zet de rat vast op een foamboard (zie Materiaaltabel) en gebruik elastiekjes om zijn ledematen en snijtanden vast te zetten. Veeg het voorbereide gebied af met een steriele bereiding van afwisseling van alcohol en jodium gedurende minimaal 3 cycli.
  3. Plaats de "L"-vormige sonde (zie Tabel met materialen).
    1. Gebruik een schaar om laag voor laag een incisie van 2-3 cm door de huid, oppervlakkige fascia en diepe fascia te maken. Lokaliseer eerst de voorste superieure iliacale wervelkolom, die overeenkomt met de vijfde lumbale wervelkolom. Lokaliseer vervolgens achtereenvolgens de derde en vierde processus spinosus.
    2. Klem de processus spinosus vast met een getande pincet en til deze op zodat de schaar dicht bij de rechterkant van de processus spinosus is en knip de spier af die aan de rechterkant van de processus spinosus is bevestigd.
    3. Ontleed vervolgens botweg de spier die aan het buitenoppervlak van de wervelplaat is bevestigd totdat er weerstand is aan de rechterkant. Het uitsteeksel is het zygapophysiale gewricht. Ontleed op dezelfde manier botweg de spier en fascia op het zygapophysiaalgewricht.
      OPMERKING: De transversale processus die in de richting van de kop van de rat wijst, wordt eerst aangeraakt in de onderste buitenste voorkant van het zygapophysiale gewricht. Onder de processus transversaal bevindt zich het intervertebrale foramen, dat gevuld is met zenuwwortels en omliggende zachte weefsels en meestal niet gemakkelijk te vinden is.
    4. Gebruik eerst een "L"-vormige sonde om de positie van het tussenwervelforamen te bepalen en gebruik vervolgens een "L"-vormige roestvrijstalen staaf (die moet worden gemaakt met een diameter van 0,4 mm en een lengte van 4 mm) om deze in het tussenwervelforamen te steken.
    5. Als het ganglion van de dorsale wortel met succes wordt samengedrukt, zal de rat een staartbeweging en beenflexiereflex vertonen. Steek de roestvrijstalen staaf in het vierde en vijfde lumbale intervertebrale foramen. Hecht vervolgens (3-0, zie Materiaaltabel) de spier, fascia en huid laag voor laag.
  4. Plaats de rat in een thermostatische doos totdat hij wakker wordt. Observeer na het ontwaken of de functie van de rechter achterpoot van de rat normaal is. Als er sprake is van slepen, betekent dit dat de operatie de motorische zenuwen heeft verwond en dat de rat moet worden weggegooid. Als de functie van de rechter achterpoot normaal is, kan de rat worden gebruikt en in een kooi worden geplaatst om te eten.

3. Tuina therapie

  1. Zorg voor een comfortabele omgeving: voordat u met de Tuina-therapie begint, moet u de rat 30 minuten in de restrainer laten acclimatiseren om hem de kans te geven zich aan te passen (Figuur 1). Dit apparaat kan de dij van de rat volledig blootleggen en immobiliseren, waardoor Tuina-manoeuvres worden vergemakkelijkt (zie Tabel met materialen).
    OPMERKING: De temperatuur in de behandelkamer moet tussen de 22-26 °C worden gehouden en de luchtvochtigheid moet tussen de 40%-50% liggen.
  2. Standaardisatie van Tuina: zorg ervoor dat de therapeuten draadloze vingerhulzen dragen die de druk en frequentie van Tuina kunnen monitoren en real-time feedbackgegevens kunnen geven. Oefen eerst Tuina met de feedbackgegevens van de vingerhulzen, waarbij je de kracht instelt op 5 N en de frequentie op 2 Hz. Voer vervolgens dezelfde manoeuvres uit op de ratten, waarbij u gedurende de hele procedure een consistente kracht en frequentie aanhoudt (Figuur 2).
    OPMERKING: Op basis van ons eerdere werk is de berekende optimale perskracht 5 N (zie het gedeelte Discussie voor details).
  3. Identificeer het acupunt: selecteer de gastrocnemius-spier van de rechter achterpoot als het Tuina-gebied van de rat, op de kruising van de twee koppen van de gastrocnemius-spier, ongeveer op de locatie van BL5714.
  4. Voer de Tuina uit: zorg ervoor dat de therapeut naar het achterste deel van de dij van de rat kijkt en de rechter achterpoot van de rat vasthoudt met zijn rechter bovenste ledemaat. Plaats de duim verticaal op het BL57-acupunt en zorg ervoor dat de onderarm en vingers kracht uitoefenen om ritmische roterende bewegingen op kleine afstand uit te voeren terwijl ze een druk van 5 N uitoefenen (Figuur 3).
  5. Zorg er tijdens de behandeling voor dat de kracht en frequentie van de manipulatiefeedback overeenkomen met de vooraf ingestelde waarden. Start de ingreep vanaf de vierde dag na de operatie, waarbij Tuina eenmaal per dag gedurende 15 minuten wordt uitgevoerd, continu gedurende 18 dagen.

4. Gedragstesten op pijn

OPMERKING: Gedragstests werden uitgevoerd vóór het modelleren, na het modelleren, op interventiedag 1, interventiedag 3, interventiedag 7, interventiedag 14, interventiedag 17 en interventiedag 21.

  1. Voer de Mechanical Stimulation Response Threshold (Paw Withdrawal Threshold, PWT) uit door de onderstaande stappen te volgen (Figuur 4).
    1. Gebruik de von Frey-methode om de reactiedrempel van mechanische stimulatie in de poten van de ratten te testen. Plaats de ratten in een transparant compartiment van gehard glas van 20 cm × 10 cm × 20 cm, dat op een metalen roosterstandaard met openingen van 10 mm × 10 mm op een hoogte van 40 cm is geplaatst. Houd de kamertemperatuur op 23 ± 2 °C en de omgeving rustig.
    2. Meet de mechanische onttrekkingsdrempel met elektronische Von Frey-vezels (zie Tabel met materialen). Stimuleer het voetcentrum van de rat totdat deze merkbaar beweegt, zoals het optillen van de poot of het ontwijken. De machine registreert automatisch de maximale drukwaarde (N).
    3. Wacht 15 s of langer voordat je dezelfde rat opnieuw stimuleert. Houd elke stimulatie onder de 5 s om tactiele overgevoeligheid in de poten van de rat te voorkomen. Herhaal de test vijf keer totdat de drie opeenvolgende metingen minder dan 10 N verschillen.
  2. Voer Paw Withdrawal Latency (PWL) uit als reactie op thermische stimulatie (Figuur 5).
    1. Beoordeel de PWL met behulp van de Hargreaves-methode15,16. Plaats de ratten in een kleine kamer van transparant gehard glas van 20 cm x 10 cm x 20 cm, met een transparant glazen deksel met een ventilatiegat. Verwarm het centrale gedeelte van het glazen deksel met behulp van een verwarmingsplaat tot 45 °C tot het een stabiele temperatuur heeft bereikt.
    2. Laat de ratten tijdens de gedragstestfase elke dag minstens 2 uur acclimatiseren in het gedragslaboratorium om de impact van omgevingsfactoren op de testresultaten te minimaliseren.
    3. Plaats de ratten vóór de formele test 30 minuten in het gedragslaboratorium om ze in staat te stellen zich aan te passen aan de omgeving en interferentie te verminderen.
    4. Verwarm de verwarmingsplaat tot 45 °C en plaats de achterpoten van de rat op de verwarmingsplaat.
    5. De latentie van het terugtrekken van de poot (PWL) werd gedefinieerd als de tijd vanaf het begin van de verwarming tot het verschijnen van de terugtrekkingsreflex van de poot als reactie op thermische stimulatie. Test bij elke test drie keer achter elkaar dezelfde achterpoot en de gemiddelde waarde om de responslatentie van die achterpoot te verkrijgen. Breng de ratten na het testen terug naar hun kooien om te eten.

5. Perfusie

  1. Bereiding: bereid vooraf een 0,9% zoutoplossing en een 4% paraformaldehyde-oplossing. Plaats de zoutoplossing in een oven met een constante temperatuur van 37 °C en bewaar de paraformaldehydeoplossing in de koelkast bij 4 °C voor later gebruik.
  2. Voer anesthesie uit en zorg voor toegang.
    1. Begin met het injecteren van 25% urethaan (0,6 ml/100 g, zie materiaaltabel) in de buikholte van de rat om diepe anesthesie te induceren. Wacht tot er geen teen-, hoornvlies- of draaireflex wordt waargenomen. Bevestig de rat op een foamboard.
    2. Knip het borstbeen af met een schaar en open de huid en fascia laag voor laag. Snijd het middenrif door en snijd de ribben aan beide kanten af om het hart volledig bloot te leggen. Scheid het hartzakje voorzichtig. Scheid de longen van het hart.
    3. Gebruik een tang om aan de aorta te trekken en bloot te leggen door het hart naar zich toe te trekken. Lijn de naald, linkerventrikel en aorta uit in een rechte lijn en op hetzelfde horizontale vlak. Steek vervolgens de naald vanuit de linker hartkamer in de aorta totdat de naald zichtbaar is in de aorta.
    4. Gebruik een pincet om de aorta en de naald in de aorta vast te klemmen en knip vervolgens het linker atrium open met een schaar. Op dit moment zal een grote hoeveelheid bloed uit het linker atrium spuiten. Open de klep voor de zoutoplossing en sluit de zoutoplossing aan om 37 °C zoutoplossing te doordringen, voor een totaal van ongeveer 150-200 ml.
  3. Nadat de zoutoplossing is voltooid, schakelt u over op de 4% paraformaldehyde-oplossing en perfuseert u met 4% paraformaldehyde-oplossing voor een totaal van ongeveer 400 ml bij 4 °C. Houd bij het starten van de paraformaldehyde-perfusie de voortanden van de rat vast met één pincet en trek ze naar voren, terwijl u de staart met één hand vasthoudt en naar achteren trekt, wat voordelig is voor het volledig strekken van de wervelkolom en het vergroten van het foramen tussen de wervels om DRG-bemonstering te vergemakkelijken.
  4. Tijdens de perfusie worden de lever, het mesenterium en het grotere omentum van de rat geleidelijk bleek totdat de lever stijf wordt. Vertraag vervolgens het debiet en pas het aan tot ongeveer 2 druppels per seconde totdat alle paraformaldehyde is geperfuseerd.

6. Verzameling van ganglion met dorsale wortel

OPMERKING: Snijd na perfusie snel het lumbale gedeelte van de wervelkolom van de rat af. Lokaliseer het L5 en L4 foramen van de tussenwervels door de hoogste punten van de iliacale kam aan beide zijden te verbinden met de processus lumbale doornosus L5 met behulp van deze positioneringsmethode, en verwijder het ganglion van de dorsale wortel van het tussenwervelforamen. De specifieke verzamelmethode is als volgt:

  1. Steek vanaf de ingang van het wervelkanaal (thoracaal wervelkanaal) de schaar in het wervelkanaal en knip de lamina aan beide zijden af totdat alle laminae volledig kunnen worden verwijderd, waardoor het hele wervelkanaal bloot komt te liggen.
    NOTITIE: Pas op dat u het ruggenmerg en de zenuwwortels buiten het wervelkanaal niet beschadigt bij het doorsnijden van de laminae.
  2. Verwijder voorzichtig het ruggenmerg en het achterste longitudinale ligament. Scheid de dura mater die aan het binnenste gat van het tussenwervelforamen is bevestigd.
  3. Gebruik een oogheelkundige pincet om het ganglion van de dorsale wortel, dat de vorm heeft van een parel en enigszins gelig is, vast te klemmen en eruit te trekken.
    OPMERKING: Vanwege de kwetsbaarheid en slechte taaiheid van zenuwweefsel, is het noodzakelijk om de kracht en trekrichting vast te pakken bij het uittrekken van het ganglion van de dorsale wortel en geen brute kracht te gebruiken.
  4. Zorg er bij het uittrekken van het ganglion van de dorsale wortel voor dat u de omliggende zachte weefsels, inclusief de dura mater en de arachnoïde, van tevoren reinigt om het soepel trekken van het ganglion van de dorsale wortel te vergemakkelijken.
  5. Plaats het ganglion van de dorsale wortel op absorberend papier, snijd het axon af met een mes en reinig de bloedvaten op het oppervlak van het ganglion van de dorsale wortel.
  6. Weeg na het trimmen het ganglion van de dorsale wortel en dompel het gedurende voldoende tijd, meestal ongeveer 2-4 uur, onder in een 4% paraformaldehyde-oplossing met een concentratie van 4% en een temperatuur van 4 °C, en breng vervolgens het dorsale wortelganglion over in 10%, 20% en 30% PB sucrose-oplossing (4 °C) die van tevoren is bereid voor stapsgewijze uitdroging.

7. Cryosectie

  1. Begin met het plaatsen van het ganglion van de dorsale wortel in een PBS-oplossing van 0,01 M. Schud ze gedurende 10 minuten en spoel dan de sucrose-oplossing weg. Snijd voorzichtig de axonvezels van beide segmenten van de dorsale wortelganglia. Reinig de vrieskop van de cryosectiemachine en voeg de optimale snijtemperatuur (OCT) toe (zie Materiaaltabel).
  2. Plaats de vrieskop op het oppervlak van een metalen omhulsel met vloeibare stikstof, wacht tot het weefsel is bevroren, verwijder het en snijd het plat. Plaats daarna de vrieskop op de basis van de snijmachine. De dikte van de plakjes van de ganglia van de dorsale wortel moet 15 mm zijn. Schik de gesneden dunne secties in een houten kist op volgorde en bewaar ze in een koelkast van -20 °C, uit de buurt van licht.

8. Hematoxyline- en eosinekleuring

  1. Plaats de secties 2 minuten in xyleen en dehydrateer ze in een reeks alcoholen, waaronder 100%, 95%, 80% en 70%, elk gedurende 2 minuten. Plaats vervolgens de secties 2 minuten in gedestilleerd water, 1 minuut in hematoxyline, spoel 5 minuten met kraanwater en voer differentiatie uit in 1% zoutoplossing gedurende 30 s, gevolgd door 30 s in verzadigd lithiumcarbonaat.
  2. Leg vervolgens de plakjes 2 minuten elk in gedestilleerd water en kraanwater, 5 minuten in eosine-oplossing (0,5%), 1 minuut snel spoelen in gedestilleerd water, twee rondes van elk 2 minuten in 95% en 100% alcohol, 30 s in 100% xyleen met toegevoegd natriumbicarbonaat, drie rondes van elk 3 minuten in xyleen, en tot slot, afdichten met neutraal balsem (zie Materiaaltabel).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tuina-therapie kan helpen de mechanische en thermische stimulatiedrempels van ratten te verlagen die worden veroorzaakt door CCD-modellering
Na 17 dagen Tuina-therapie werd een significant verschil waargenomen in PWT-drempels tussen de CCD-ratten die Tuina-therapie kregen en de onbehandelde CCD-groep (P = 0,021, <0,05) (Figuur 6 en Tabel 1).

De ratten in de CCD-groep die Tuina-therapie kregen, vertoonden vanaf het begi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Onze onderzoeksgroep heeft in een vroeg stadium relevante studies uitgevoerd naar de parameters van Tuina-manipulatie. Ten eerste is het belangrijk om de krachtintensiteit voor Tuina-manipulatie in te stellen. In klinische Tuina passen behandelaars de krachtintensiteit aan op basis van hun ervaring en de subjectieve gevoelens van de patiënt, waardoor het beste Tuina-effect wordt bereikt door middel van communicatie. Bij dierproeven is dit echter niet haalbaar. In dierproeven wordt een "responsdrempel" gebruikt om de inte...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door ShanghaiCritical Clinical Specialties ConstructionProject (subsidienummer: Shslczdzk04001); het zeilprogramma van de Shanghai Science and Technology Commission (subsidienummer: 22YF1444300); Projecten binnen het budget vanShanghai University of Traditional ChineseMedicine(Subsidienummer: 2021LK091).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
"L" roestvrij stalen staaf (4 mm lang en 0,4 mm in diameter)handgemaakt/Voor CCD-modellen maken
ALMEMO meettoestelahlborn2450-1Mechanische intrekkingsdrempeltest
Constante temperatuur slicer CM-1900Leica1491950C1USVoor specimenproductie
Ontsmettingsmiddel (jodium) 100 mL/flesLIRCON/Shandong Lilkang/Voor desinfectie
Eenmalige steriele spuit 5 mLShanghai Misha Wa Medical Industry/Voor injectie
Elektronenmicroscoop CX-31Olympus, JapanBJ002318Voor specimenobservatie
Vingerdruk opnamenSuzhou Changxian Optoelectronic TechnologyCX1003wVoor Tuina manipulatie
Schuimbord (35 cm x 20 cm)handgemaakt/Het is ons zelfgemaakte apparaat voor het fixeren van ratten
MERSILK W2512Johnson & Johnson/Voor weefselnaad
Neutrale balsemSinopharm Chemical Reagent10004160Voor specimenproductie
paraformaldehydeChina National Chemical Reagent/Voor specimenproductie
Pentobarbital natriumSigma-AldrichP3761Voor anesthesie van rat
Plantaire testapparatuur (Hargreaves-methode) voor muizen en rattenIITC Life Science/Ponsintrekkingslatentie
Precisie elektronische schaal voor experiment JY3002Shanghai Precision Scientific Instrument/Wegen van rat
RattenhaartrimmerPhilipsHP6341/00Scherven van rattenhaar
Fixatie voor rattenTongji University (zelfgemaakt)/Het is een zelfgemaakt apparaat gemaakt door Tongji University, dat de ratten effectief kan immobiliseren en hun achterpoten volledig kunnen blootleggen.
Tissue-Tek O.C.T. CompoundSAKURA4583Voor specimenproductie
UratanChina National Chemical Reagent/Voor anesthesie van rat
X-ray detector XR-600Dongguan Kaso Electronic Technology/Onderzoek van CCD-modellen
xyleenShanghai Sinopharm Group100092Voor specimenproductie

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vos, T., et al. national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. The Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).
  2. Amin, R. M., Andrade, N. S., Neuman, B. J. Lumbar Disc Herniation. Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 10 (4), 507-516 (2017).
  3. Stochkendahl, M. J., et al. National Clinical Guidelines for non-surgical treatment of patients with recent onset low back pain or lumbar radiculopathy. European Spine Journal. 27 (1), 60-75 (2018).
  4. Bostelmann, R., Steiger, H. J. Comment on "An evidence-based clinical guideline for the diagnosis and treatment of lumbar disc herniation with radiculopathy". The Spine Journal. 14 (9), 2273(2014).
  5. Tang, J., et al. Effect of bone-setting massage combined with acupuncture and moxibustion on simple lumbar disc herniation and its effect on pain and sensory disorder of lower limbs. Chinese Archives of Traditional Chinese Medicine. 38 (10), 244-247 (2020).
  6. Lin, X. -Y., Yang, J., Li, H. -M., Hu, S. -J., Xing, J. -L. Dorsal root ganglion compression as an animal model of sciatica and low back pain. Neuroscience Bulletin. 28 (5), 618-630 (2012).
  7. Shi, C., et al. Animal models for studying the etiology and treatment of low back pain. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 36 (5), 1305-1312 (2018).
  8. Zhao, X. -y, et al. Effect of Tuina on the expression of TNF-α,IL-6,TGF-β1 and CTGF in the degenerative tissue of rabbits′lumbar intervertebral disc. Journal of Chengdu Medical College. 14 (6), 741-745 (2019).
  9. Zhang, L., Li, Z. -y, Yu, Z. -y, Yue, X. -y, Fu, R. -y Effect of GABA and GABAAR in analgesic loop of CCI rats by pressing manipulation based on "Taking Tenderness as Acupoints" theory. Journal of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine. 28 (3), 50-53 (2014).
  10. Long, B. -cal, et al. Analgesic effect of massage on rats with neuropathic pain and its mechanism. Guangxi Medical Journal. 44 (17), 2003-2009 (2022).
  11. Al-Bedah, A., Ali, G., Aboushanab, T., Qureshi, N. Tui Na (or Tuina) massage: A minireview of pertinent literature, 1970-2017. Journal of Complementary and Alternative Medical Research. 3, 1-14 (2017).
  12. Au, D. W. H., et al. Effects of acupressure on anxiety: a systematic review and meta-analysis. Acupuncture in Medicine: Journal of the British Medical Acupuncture Society. 33 (5), 353-359 (2015).
  13. Hsiung, W. -T., Chang, Y. -C., Yeh, M. -L., Chang, Y. -H. Acupressure improves the postoperative comfort of gastric cancer patients: A randomised controlled trial. Complementary Therapies in Medicine. 23 (3), 339-346 (2015).
  14. Wu, S., et al. Neural interconnection between acupoint "Chéngshān (BL57)" and sciatic nerve in the rat. World Journal of Acupuncture - Moxibustion. 31 (2), 129-135 (2021).
  15. Banik, R. K., Kabadi, R. A. A modified Hargreaves method for assessing threshold temperatures for heat nociception. Journal of neuroscience methods. 219 (1), 41-51 (2013).
  16. Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal pain sensation in rats and mice using the hargreaves test. Bio-protocol. 7 (16), e2506(2017).
  17. Randall, L. O., Selitto, J. J. A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue. Archives Internationales De Pharmacodynamie Et De Therapie. 111 (4), 409-419 (1957).
  18. Yan, J. -t Science of Tuina. , Traditional Chinese Medicine Publishing House. (2003).
  19. Himes, B. T., Tessler, A. Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in adult and neonatal rats. The Journal of Comparative Neurology. 284 (2), 215-230 (1989).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Tuina analgesieneuropathische pijnrattenpijnmodelcompressieletselgedragsbeoordelingVon Frey testHargreaves methodeacupuntstimulatiepijndrempel

Gerelateerde artikelen