Methodenartikel

Geïntegreerde botvorming door in vivo endochondrale ossificatie met behulp van mesenchymale stamcellen

DOI:

10.3791/65573

⸱

14 juli 2023

 ,  ,  , 
1Department of Molecular Craniofacial Embryology, Graduate School of Medical and Dental Sciences, Tokyo Medical and Dental University, 2Department of Maxillofacial Surgery, Graduate School of Medical and Dental Sciences, Tokyo Medical and Dental University, 3Department of Regenerative and Reconstructive Dental Medicine, Graduate School of Medical and Dental Sciences, Tokyo Medical and Dental University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bottherapie via endochondrale ossificatie door het implanteren van kunstmatig kraakbeenweefsel geproduceerd uit mesenchymale stamcellen heeft het potentieel om de nadelen van conventionele therapieën te omzeilen. Hyaluronzuurhydrogels zijn effectief bij het opschalen van uniform gedifferentieerde kraakbeentransplantaten en bij het creëren van geïntegreerd bot met vascularisatie tussen gefuseerde transplantaten in vivo.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Conventionele botregeneratietherapie met mesenchymale stamcellen (MSC's) is moeilijk toe te passen op botdefecten die groter zijn dan de kritische grootte, omdat het geen mechanisme heeft om angiogenese te induceren. Het implanteren van kunstmatig kraakbeenweefsel vervaardigd uit MSC's induceert angiogenese en botvorming in vivo via endochondrale ossificatie (ECO). Daarom kan deze ECO-gemedieerde benadering in de toekomst een veelbelovende botregeneratietherapie zijn. Een belangrijk aspect van de klinische toepassing van deze ECO-gemedieerde benadering is het opstellen van een protocol voor het voorbereiden van voldoende kraakbeen om te worden geïmplanteerd om het botdefect te herstellen. Het is vooral niet praktisch om een enkele massa getransplanteerd kraakbeen te ontwerpen van een grootte die overeenkomt met de vorm van het eigenlijke botdefect. Daarom moet het te transplanteren kraakbeen de eigenschap hebben om integraal bot te vormen wanneer meerdere stukken worden geïmplanteerd. Hydrogels kunnen een aantrekkelijk hulpmiddel zijn voor het opschalen van weefselgemanipuleerde transplantaten voor endochondrale ossificatie om aan klinische vereisten te voldoen. Hoewel veel natuurlijk afgeleide hydrogels de vorming van MSC-kraakbeen in vitro en ECO in vivo ondersteunen, moet het optimale steigermateriaal om aan de behoeften van klinische toepassingen te voldoen nog worden bepaald. Hyaluronzuur (HA) is een cruciaal onderdeel van de extracellulaire matrix van het kraakbeen en is een biologisch afbreekbaar en biocompatibel polysacharide. Hier laten we zien dat HA-hydrogels uitstekende eigenschappen hebben om in vitro differentiatie van MSC-gebaseerd kraakbeenweefsel te ondersteunen en de endochondrale botvorming in vivo te bevorderen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autoloog bot is nog steeds de gouden standaard voor het repareren van botdefecten als gevolg van trauma, aangeboren afwijkingen en chirurgische resectie. Autogene bottransplantatie heeft echter aanzienlijke beperkingen, waaronder donorpijn, risico op infectie en beperkt botvolume dat kan worden geïsoleerd van de patiënten 1,2,3,4. Er zijn tal van biomaterialen ontwikkeld als botvervangers, waarbij natuurlijke of synthetische polymeren worden gecombineerd met gemineraliseerde materialen zoals calciumfosfaat of hydroxyapatiet 5,6. Botvorming in deze gemanipuleerde materialen wordt meestal bereikt met behulp van het gemineraliseerde materiaal als priming-materiaal om stamcellen rechtstreeks te laten differentiëren in osteoblasten via het intramembraanossificatieproces (IMO)7. Dit proces mist de angiogene stap, wat resulteert in onvoldoende in vivo vascularisatie van het transplantaat na implantatie 8,9,10, en daarom zijn benaderingen met een dergelijk proces mogelijk niet optimaal voor de behandeling van grote botdefecten 11.

Strategieën die worden toegepast om het endochondrale ossificatieproces (ECO) te recapituleren, een aangeboren mechanisme in skeletogenese tijdens de ontwikkeling, blijken aanzienlijke problemen te overwinnen die verband houden met traditionele IMO-gebaseerde benaderingen. In ECO geven chondrocyten in het kraakbeensjabloon vasculaire endotheliale groeifactor (VEGF) af, die vasculaire infiltratie en remodellering van het kraakbeensjabloon in bot bevordert12. De ECO-gemedieerde benadering van osteogenese via kraakbeenremodellering en angiogenese, die ook wordt geactiveerd tijdens fractuurherstel, maakt gebruik van kunstmatig gecreëerd kraakbeenweefsel afgeleid van MSC's als primingmateriaal. Chondrocyten kunnen hypoxie bij botdefecten verdragen, angiogenese induceren en een vasculairvrij kraakbeentransplantaat omzetten in angiogeen weefsel. Talrijke studies hebben gemeld dat op MSC gebaseerde kraakbeentransplantaten in vivo bot genereren door een dergelijk ECO-programma te implementeren 13,14,15,16,17,18,19,20,21.

Een essentiële vereiste voor de klinische toepassing van deze ECO-gemedieerde benadering is hoe de gewenste hoeveelheid kraakbeentransplantaat in een klinische setting kan worden bereid. Het bereiden van klinisch kraakbeen van een grootte die past bij het werkelijke botdefect is niet praktisch. Daarom moet transplantaatkraakbeen integraal bot vormen wanneer meerdere fragmenten worden geïmplanteerd22. Hydrogels kunnen een aantrekkelijk hulpmiddel zijn voor het opschalen van weefselgemanipuleerde transplantaten voor endochondrale ossificatie. Veel natuurlijk afgeleide hydrogels ondersteunen de vorming van MSC-kraakbeen in vitro en ECO in vivo 23,24,25,26,27,28,29,30,31,32; Het optimale ondersteuningsmateriaal om aan de klinische toepassingsvereisten te voldoen, is echter onbepaald gebleven. Hyaluronzuur (HA) is een biologisch afbreekbaar en biocompatibel polysacharide dat aanwezig is in de extracellulaire matrix van kraakbeen33. HA interageert met MSC's via oppervlaktereceptoren zoals CD44 om chondrogene differentiatie te ondersteunen 25,26,28,30,31,32,34. Bovendien bevorderen HA-steigers IMO-gemedieerde osteogene differentiatie van menselijke tandpulpstamcellen35, en scaffolds in combinatie met collageen bevorderen ECO-gemedieerde osteogenese36,37.

Hier presenteren we een methode voor het bereiden van HA-hydrogels met behulp van beenmerg-afgeleide volwassen menselijke MSC's en hun gebruik voor hypertrofische chondrogenese in vitro en daaropvolgende endochondrale ossificatie in vivo38. We vergeleken de eigenschappen van HA met die van collageen, een materiaal dat veel wordt toegepast in botweefselengineering met MSC's en een bruikbaar materiaal voor het opschalen van kunstmatige transplantaten voor endochondrale ossificatie17. In een immuungecompromitteerd muismodel werden HA- en collageenconstructen gezaaid met menselijke MSC's geëvalueerd op in vivo ECO-potentieel door subcutane implantatie. De resultaten tonen aan dat HA-hydrogels uitstekend geschikt zijn als steiger voor MSC's om kunstmatige kraakbeentransplantaten te maken die botvorming door middel van ECO mogelijk maken.

Het protocol is opgedeeld in twee stappen. Eerst worden constructen van menselijke MSC's gezaaid op hyaluronzuurhydrogel bereid en gedifferentieerd tot hypertrofisch kraakbeen in vitro. Vervolgens worden de gedifferentieerde constructen subcutaan geïmplanteerd in een naaktmodel om endochondrale ossificatie in vivo te induceren (Figuur 1).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol maakt gebruik van mannelijke naaktmuizen van 4 weken oud. Huisvest vier muizen in een kooi onder een licht/donker-cyclus van 12 uur bij 22−24 °C en een relatieve luchtvochtigheid van 50%−70%. Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen die zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Tokyo Medical and Dental University (goedkeurings-ID: A2019-204C, A2020-116A en A2021-121A).

1. Bereiding van buffers en reagentia

  1. Bereid mesenchymale stamcelgroeimedium (MSC-groeimedium) voor door de supplementenkit van MSC-groeimedium toe te voegen aan MSC-basale media en bewaar deze bij 4 °C.
  2. Bereid Dulbecco's Modified Eagle Medium en Ham's F12 (DMEM/F-12) medium door 10% foetaal runderserum (FBS), 50 μg/ml gentamicine, 200 μM L-alanyl-L-glutamine en 1 ng/ml basisch fibroblastische groeifactor aan het medium toe te voegen en bewaar het bij 4 °C.
  3. Bereid chondrogenisch medium door vlak voor gebruik 1% ITS-G-supplement, 0,12% runderserumalbumine, 50 μg/ml gentamicine, 0,35 mM L-proline, 100 nM dexamethason en 10 ng/ml TGF-β3 aan DMEM toe te voegen.
  4. Bereid hypertrofisch medium door vlak voor gebruik 10 mM β-glycerofosfaat, 0,12% runderserumalbumine, 10 nM dexamethason, 200 μM ascorbaat-2-fosfaat, 50 nM L-thyroxine, 50 μg/ml gentamycine en 50 pg/ml IL-1β aan DMEM toe te voegen.
  5. Bestrijk een kweekschaal met 24 wells met 200 μl gesmolten paraffine voorverwarmd op 60 °C. Laat op kamertemperatuur staan tot de paraffine is uitgehard.

2. Uitbreiding van menselijke MSC's

OPMERKING: Voorafgaand aan de start van de experimenten moeten MSC's met een hoog potentieel voor MSC-chondrogenese worden geselecteerd in micromassacultuur zoals beschreven in17.

  1. Kweek volgens de instructies van de fabrikant primaire MSC's uit menselijk beenmerg (passage 2) met MSC-groeimedium in een schaal van 10 cm met een dichtheid van 5 x 103 cellen/cm2 bij 37 °C in 5% CO2 en 95% bevochtigde luchtincubator.
  2. Vervang het medium elke 2-3 dagen. Zodra de cellen 80%-90% confluentie hebben bereikt, zuigt u het medium uit de celkweekschaal op met behulp van een vacuümpomp, wast u met 5 ml PBS en zuigt u de oplossing vervolgens op met een vacuümpomp.
  3. Voeg 1 ml 0,05% trypsine/0,02% EDTA-oplossing toe aan het gerecht. Incubeer de schaal 5-10 min op 37 °C.
  4. Voeg 1 ml MSC-groeimedium toe om de enzymatische reactie te stoppen. Breng de celsuspensie over in een buisje van 50 ml.
  5. Combineer de celsuspensie van andere gerechten in de tube van 50 ml en bewaar deze op ijs.
  6. Gebruik de cellenteller om de cellen te tellen door 10 μL van de celsuspensie te mengen met 10 μL 0,4% trypan blue stain.
  7. Centrifugeer de resterende celsuspensie bij 220 x g gedurende 3 minuten bij kamertemperatuur. Verwijder het supernatans en voeg cryopreservatie-oplossing toe in een concentratie van 1,0 x 106 cellen per ml.
  8. Doseer 1 ml van de celsuspensie in elke cryobuis en bewaar deze gedurende 12 uur bij -80 °C voordat deze wordt overgebracht naar vloeibare stikstof. Voor dit protocol worden de resulterende bevroren voorraden (passage 3) gebruikt.
  9. Zaai voor de experimenten de gevulde MSC's in een schaal van 10 cm met een dichtheid van 5 x 103 cellen/cm2. Kweekcellen tot 80%-90% confluent (passage 4) in DMEM/F-12 medium.

3. Bereiding van MSC-ingekapselde hydrogels

  1. Trypsiniseer de cellen en bereid de celsuspensie voor zoals beschreven in de stappen 2.3 - 2.6.
  2. Om 10 constructen te maken (2,5 x 10 5 cellen per construct), aliquoteert u de celsuspensie met 2,5 x 106 cellen in een microbuis van1,5 ml.
  3. Centrifugeer de suspensie op 220 x g gedurende 3 minuten, verwijder het supernatans met een vacuümpomp en bewaar het op ijs.
  4. Breng de met thiol gemodificeerd hyaluronzuur (HA), thiolreactieve crosslinker, polyethyleenglycoldiacrylaat en ontgaste waterflessen op kamertemperatuur.
  5. Voeg onder steriele omstandigheden 1,0 ml ontgast water toe aan de HA-bevattende fles (zie instructies van de fabrikant) met behulp van een injectiespuit met een naald.
  6. Vortex af en toe opwarmen tot 37 °C totdat de oplossing helder is en vervolgens op ijs plaatsen. Het duurt minder dan 30 minuten voordat de vaste stoffen volledig zijn opgelost.
  7. Voeg onder steriele omstandigheden 0,5 ml ontgast water toe aan de crosslinkerfles met behulp van een spuit met een naald. Los op door meerdere keren om te keren en leg ze vervolgens op ijs.
  8. Voeg 120 μl van de opgeloste HA-oplossing toe aan de gealiquoteerde celpellet (2,5 x 106 cellen). Resuspendeer de celpellet door heen en weer te pipetteren.
  9. Voeg 30 μL van de opgeloste crosslinkeroplossing toe aan het buisje met het HA en de cellen (stap 3.8) en combineer door op het buisje te tikken en draai het dan kort naar beneden. Combineer de HA-oplossing en de crosslinker-oplossing in een verhouding van 4:1.
  10. Laat 15 μl van de gecombineerde oplossing met MSC's (2,5 x 10,5 cellen) op de met paraffine beklede plaat met 24 putjes vallen en laat deze gedurende 30 minuten stollen bij 37 °C (figuur 2). Bereid vanwege de hoge viscositeit ten minste 10% meer van het cel/hydrogelmengsel dan nodig is.
    OPMERKING: De kenmerken van de hydrogel zijn eerder beschreven39.

4. Voorwaarden voor in-vitrodifferentiatie

  1. Voeg 0,5 ml chondrogenisch differentiatiemedium toe aan een constructie van MSC-gezaaide HA-hydrogels. Vervang het medium elke 2-3 dagen.
  2. Schakel na 3 weken over op hypertrofisch differentiatiemedium (0,5 ml per putje) en kweek de constructen nog eens 2 weken.

5. In vivo implantatie van MSC's

  1. Na in totaal 5 weken in-vitrokweek, implanteert u de constructen subcutaan in de rug van naakte muizen zoals eerder beschreven38,40.
  2. Weeg muizen en dien een combinatie-anestheticum toe dat is bereid met 0,75 mg/kg lichaamsgewicht (lichaamsgewicht) medetomidine, 4,0 mg/kg lichaamsgewicht midazolam en 5,0 mg/kg lichaamsgewicht butorfanol via intraperitoneale injectie zoals beschreven38.
  3. Bevestig adequate anesthesie door immobiliteit voor chirurgische stimuli en controleer de ademhalingsdiepte door langzame, regelmatige borstbewegingen en een goede zuurstoftoevoer door de kleur van het roze slijmvlies periodiek tijdens de operatie. Gebruik veterinaire zalf op de ogen om uitdroging tijdens anesthesie te voorkomen.
  4. Plaats de muis op een steriel chirurgisch laken in buikligging, steriliseer de incisieplaats met 50 ppm hypochloorzuur water (pH 5,0; HAW), en plaats een geperforeerd chirurgisch laken over de muis.
    NOTITIE: Steriliseer alle chirurgische materialen in een autoclaaf, ethyleenoxidegas of HAW. De chirurgen moeten hun vingers wassen en operatiejassen en handschoenen dragen.
  5. Maak met een schaar twee 5 mm lange huidincisies met een tussenruimte van 2 cm in de schouder- en heupgebieden langs de middellijn van de wervelkolom.
  6. Steek een spatel onderhuids door de incisie om een onderhuidse zak te creëren.
  7. Steek twee tot drie constructies (elk ~15 μL, stap 5.1) met een pincet in elke zak. HA-constructies die in dezelfde zak worden geïmplanteerd, zijn zeer vaak vatbaar voor fusie. Om fusie te voorkomen, steekt u één HA-constructie in elke zak.
  8. Sluit de incisies met 4-0 gevlochten zijden hechtingen. Injecteer de muis met een antagonist voor anesthetica bereid met 0,75 mg/kg lichaamsgewicht atipamezol zoals beschreven38.
  9. Terwijl de muizen herstellen van anesthesie, plaatst u de muizen in steriele herstelkooien met steriel vloerbeddengoed zonder voedsel- en waterflessen en bewaakt u continu de lichaamstemperatuur, hartslag en ademhaling.
  10. Laat de muizen niet onbeheerd achter totdat ze weer voldoende bij bewustzijn zijn om sternale lighouding te behouden. Breng de dieren na volledig herstel terug naar de fokkamer met de andere dieren.
  11. Controleer de dieren tijdens de genezingsperiode om de paar dagen op mogelijke complicaties. Euthanaseer de muizen door kooldioxide-inhalatie met weinig lijden 4 en 8 weken na implantatie.
  12. Snijd de huid op de getransplanteerde plaatsen in en verwijder de geïmplanteerde constructies met een pincet. Fixeer de constructen gedurende 16 uur in 4% paraformaldehyde en onderwerp ze vervolgens aan analyse.

6. Statistische analyse

  1. Rapporteer kwantitatieve gegevens als gemiddelde ± standaarddeviatie (SD). Voer statistische analyses uit met behulp van commerciële software.
  2. Gebruik de Student's t-toets of eenrichtings-ANOVA gevolgd door Tukey's meervoudige vergelijkingstest om significante verschillen tussen groepen vast te stellen. p<0,05 en p<0,01 duiden op significante verschillen tussen twee groepen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MSC-ingekapselde HA-hydrogels werden gekweekt in chondrogenisch medium aangevuld met TGFβ3, een inductor van chondrogenese41 (stap 4.1). We vergeleken de eigenschappen van HA met die van collageen, waarvan is aangetoond dat het effectief is bij het maken van op MSC gebaseerde kunstmatige kraakbeentransplantaten voor endochondrale ossificatie, zoals eerder beschreven38. Ongedifferentieerde MSC's werden niet opgenomen als negatieve controles in deze studie omdat is aangetoond...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het gebruik van geschikte steigermaterialen die de overgang van hypertrofisch kraakbeen naar bot bevorderen, is een veelbelovende benadering om op MSC gebaseerde gemanipuleerde hypertrofische kraakbeentransplantaten op te schalen en botdefecten van klinisch significante grootte te behandelen. Hier laten we zien dat HA een uitstekend steigermateriaal is om de differentiatie van MSC-gebaseerd hypertrofisch kraakbeenweefsel in vitro te ondersteunen en om endochondrale botvorming in vivo te bevorderen

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben verklaard dat er geen tegenstrijdige belangen zijn.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door een Grant-in-Aid for Scientific Research (KAKENHI) van de Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) (subsidienrs. JP19K10259 en 22K10032 naar MAI).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.25w/v% Trypsin-1mmol/L EDTA.4Na SolutionFUJIFILM Wako Pure Chemical 209-16941
AntisedanNippon Zenyaku Kogyo
ascorbate-2-phosphateNacalai Tesque13571-14
BambankerGC LymphotecCS-02-001
basic fibroblastic growth factorReprocellRCHEOT002 
bovine serum albuminFUJIFILM Wako Pure Chemical 012-238817.5 w/v%
Countess Automated Cell Counter with cell counting chamber slides and Trypan Blue stain 0.4%InvitrogenC10283
dexamethasoneMerckD8893
DomitorNippon Zenyaku Kogyo
DormicumAstellas Pharma
Dulbecco's Modified Eagle MediumMerckD6429hoge glucose
Dulbecco's Modified Eagle's Medium/Nutrient Mixture F-12 HamMerckD6421
Fetal bovine serumHycloneSH30396.03
Gentamicin sulfateFUJIFILM Wako Pure Chemical 1676045 10 mg/mL
Haccpper GeneratorTechnoMaxCH-400-5QB50 ppm hypochloorzuur water
Human Mesenchymal Stem CellsLonzaPT-2501
HyStem Cell Culture Scaffold KitMerckHYS020
IL-1ßPeproTechAF-200-01B
ITS-G supplementFUJIFILM Wako Pure Chemical 090-06741×100
L-Alanyl-L-GlutamineFUJIFILM Wako Pure Chemical 016-21841200mmol/L (×100)
L-prolineNacalai Tesque29001-42
L-ThyroxineMerckT1775
MSCGM Mesenchymal Stem Cell Growth Medium
BulletKit		LonzaPT-3001
paraffinFUJIFILM Wako Pure Chemical 165-13375
PBS / pH7.4 100mlMedicago09-2051-100
TGF-β3 ProteintechHZ-1090
VetorphaleMeiji Seika Kaisha
Visiocare OintmentSAVAVET/SAVA Healthcare
β-glycerophosphateFUJIFILM Wako Pure Chemical 048-34332

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goldberg, V. M., Stevenson, S. Natural history of autografts and allografts. Clinical Orthopaedics and Related Research. (225), 7-16 (1987).
  2. Amini, A. R., Laurencin, C. T., Nukavarapu, S. P. Bone tissue engineering: recent advances and challenges. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 40 (5), 363-408 (2012).
  3. Vining, N. C., Warme, W. J., Mosca, V. S. Comparison of structural bone autografts and allografts in pediatric foot surgery. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 32 (7), 719-723 (2012).
  4. Roddy, E., DeBaun, M. R., Daoud-Gray, A., Yang, Y. P., Gardner, M. J. Treatment of critical-sized bone defects: clinical and tissue engineering perspectives. European Journal of Orthopaedic Surgery and Traumatology. 28 (3), 351-362 (2018).
  5. Rezwan, K., Chen, Q. Z., Blaker, J. J., Boccaccini, A. R. Biodegradable and bioactive porous polymer/inorganic composite scaffolds for bone tissue engineering. Biomaterials. 27 (18), 3413-3431 (2006).
  6. Swetha, M., et al. Biocomposites containing natural polymers and hydroxyapatite for bone tissue engineering. International Journal of Biological Macromolecules. 47 (1), 1-4 (2010).
  7. Meijer, G. J., de Bruijn, J. D., Koole, R., van Blitterswijk, C. A. Cell-based bone tissue engineering. PLOS Medicine. 4 (2), e9(2007).
  8. Tremblay, P. L., Hudon, V., Berthod, F., Germain, L., Auger, F. A. Inosculation of tissue-engineered capillaries with the host's vasculature in a reconstructed skin transplanted on mice. American Journal of Transplantation. 5 (5), 1002-1010 (2005).
  9. Ko, H. C., Milthorpe, B. K., McFarland, C. D. Engineering thick tissues--the vascularisation problem. European Cells and Materials. 14, 1-19 (2007).
  10. Santos, M. I., Reis, R. L. Vascularization in bone tissue engineering: physiology, current strategies, major hurdles and future challenges. Macromolecular Bioscience. 10 (1), 12-27 (2010).
  11. Almubarak, S., et al. Tissue engineering strategies for promoting vascularized bone regeneration. Bone. 83, 197-209 (2016).
  12. Kronenberg, H. M. Developmental regulation of the growth plate. Nature. 423 (6937), 332-336 (2003).
  13. Farrell, E., et al. Chondrogenic priming of human bone marrow stromal cells: a better route to bone repair. Tissue Engineering Part C: Methods. 15 (2), 285-295 (2009).
  14. Scotti, C., et al. Recapitulation of endochondral bone formation using human adult mesenchymal stem cells as a paradigm for developmental engineering. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (16), 7251-7256 (2010).
  15. Janicki, P., Kasten, P., Kleinschmidt, K., Luginbuehl, R., Richter, W. Chondrogenic pre-induction of human mesenchymal stem cells on beta-TCP: enhanced bone quality by endochondral heterotopic bone formation. Acta Biomaterialia. 6 (8), 3292-3301 (2010).
  16. Farrell, E., et al. In-vivo generation of bone via endochondral ossification by in-vitro chondrogenic priming of adult human and rat mesenchymal stem cells. BMC Musculoskeletal Disorders. 12, 31(2011).
  17. Scotti, C., et al. Engineering of a functional bone organ through endochondral ossification. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (10), 3997-4002 (2013).
  18. Harada, N., et al. Bone regeneration in a massive rat femur defect through endochondral ossification achieved with chondrogenically differentiated MSCs in a degradable scaffold. Biomaterials. 35 (27), 7800-7810 (2014).
  19. van der Stok, J., et al. Chondrogenically differentiated mesenchymal stromal cell pellets stimulate endochondral bone regeneration in critical-sized bone defects. European Cells and Materials. 27, 137-148 (2014).
  20. Sheehy, E. J., Vinardell, T., Toner, M. E., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Altering the architecture of tissue engineered hypertrophic cartilaginous grafts facilitates vascularisation and accelerates mineralisation. PLoS One. 9 (3), e90716(2014).
  21. Sheehy, E. J., Mesallati, T., Vinardell, T., Kelly, D. J. Engineering cartilage or endochondral bone: a comparison of different naturally derived hydrogels. Acta Biomaterialia. 13, 245-253 (2015).
  22. Bahney, C. S., et al. Stem cell-derived endochondral cartilage stimulates bone healing by tissue transformation. Journal of Bone and Mineral Research. 29 (5), 1269-1282 (2014).
  23. Mauck, R. L., Yuan, X., Tuan, R. S. Chondrogenic differentiation and functional maturation of bovine mesenchymal stem cells in long-term agarose culture. Osteoarthritis Cartilage. 14 (2), 179-189 (2006).
  24. Dickhut, A., Gottwald, E., Steck, E., Heisel, C., Richter, W. Chondrogenesis of mesenchymal stem cells in gel-like biomaterials in vitro and in vivo. Frontiers in Bioscience. 13, 4517-4528 (2008).
  25. Chung, C., Burdick, J. A. Influence of three-dimensional hyaluronic acid microenvironments on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Tissue Engineering Part A. 15 (2), 243-254 (2009).
  26. Erickson, I. E., et al. Macromer density influences mesenchymal stem cell chondrogenesis and maturation in photocrosslinked hyaluronic acid hydrogels. Osteoarthritis Cartilage. 17 (12), 1639-1648 (2009).
  27. Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Chondrocytes and bone marrow-derived mesenchymal stem cells undergoing chondrogenesis in agarose hydrogels of solid and channelled architectures respond differentially to dynamic culture conditions. Journal of tissue engineering and regenerative medicine. 5 (9), 747-758 (2011).
  28. Erickson, I. E., et al. High mesenchymal stem cell seeding densities in hyaluronic acid hydrogels produce engineered cartilage with native tissue properties. Acta Biomaterialia. 8 (8), 3027-3034 (2012).
  29. Ma, K., Titan, A. L., Stafford, M., Zheng, C., Levenston, M. E. Variations in chondrogenesis of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in fibrin/alginate blended hydrogels. Acta Biomaterialia. 8 (10), 3754-3764 (2012).
  30. Levett, P. A., et al. A biomimetic extracellular matrix for cartilage tissue engineering centered on photocurable gelatin, hyaluronic acid and chondroitin sulfate. Acta Biomaterialia. 10 (1), 214-223 (2014).
  31. Reppel, L., et al. Chondrogenic induction of mesenchymal stromal/stem cells from Wharton's jelly embedded in alginate hydrogel and without added growth factor: an alternative stem cell source for cartilage tissue engineering. Stem Cell Research & Therapy. 6, 260(2015).
  32. Amann, E., Wolff, P., Breel, E., van Griensven, M., Balmayor, E. R. Hyaluronic acid facilitates chondrogenesis and matrix deposition of human adipose derived mesenchymal stem cells and human chondrocytes co-cultures. Acta Biomaterialia. 52, 130-144 (2017).
  33. Hemshekhar, M., et al. Emerging roles of hyaluronic acid bioscaffolds in tissue engineering and regenerative medicine. International Journal of Biological Macromolecules. 86, 917-928 (2016).
  34. Pfeifer, C. G., et al. Higher Ratios of Hyaluronic Acid Enhance Chondrogenic Differentiation of Human MSCs in a Hyaluronic Acid-Gelatin Composite Scaffold. Materials (Basel). 9 (5), (2016).
  35. La Noce, M., et al. Hyaluronan-Based Gel Promotes Human Dental Pulp Stem Cells Bone Differentiation by Activating YAP/TAZ Pathway. Cells. 10 (11), (2021).
  36. Thompson, E. M., Matsiko, A., Kelly, D. J., Gleeson, J. P., O'Brien, F. J. An Endochondral Ossification-Based Approach to Bone Repair: Chondrogenically Primed Mesenchymal Stem Cell-Laden Scaffolds Support Greater Repair of Critical-Sized Cranial Defects Than Osteogenically Stimulated Constructs In Vivo. Tissue Engineering Part A. 22 (5-6), 556-567 (2016).
  37. Wang, H., et al. Cell-mediated injectable blend hydrogel-BCP ceramic scaffold for in situ condylar osteochondral repair. Acta Biomaterialia. 123, 364-378 (2021).
  38. Yamazaki, S., et al. Hyaluronic acid hydrogels support to generate integrated bone formation through endochondral ossification in vivo using mesenchymal stem cells. PLoS One. 18 (2), e0281345(2023).
  39. Zarembinski, T., Skardal, A. Hydrogels - Smart Materials for Biomedical Applications. , (2019).
  40. Vinardell, T., Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. A comparison of the functionality and in vivo phenotypic stability of cartilaginous tissues engineered from different stem cell sources. Tissue Engineering Part A. 18 (11-12), 1161-1170 (2012).
  41. Mueller, M. B., et al. Hypertrophy in mesenchymal stem cell chondrogenesis: effect of TGF-beta isoforms and chondrogenic conditioning. Cells Tissues Organs. 192 (3), 158-166 (2010).
  42. Lertkiatmongkol, P., Liao, D., Mei, H., Hu, Y., Newman, P. J. Endothelial functions of platelet/endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31). Current Opinion in Hematology. 23 (3), 253-259 (2016).
  43. Kloxin, A. M., Kasko, A. M., Salinas, C. N., Anseth, K. S. Photodegradable hydrogels for dynamic tuning of physical and chemical properties. Science. 324 (5923), 59-63 (2009).
  44. Chan, C. K., et al. Endochondral ossification is required for haematopoietic stem-cell niche formation. Nature. 457 (7228), 490-494 (2009).
  45. Murdoch, A. D., et al. Chondrogenic differentiation of human bone marrow stem cells in transwell cultures: generation of scaffold-free cartilage. Stem Cells. 25 (11), 2786-2796 (2007).
  46. Tortelli, F., Tasso, R., Loiacono, F., Cancedda, R. The development of tissue-engineered bone of different origin through endochondral and intramembranous ossification following the implantation of mesenchymal stem cells and osteoblasts in a murine model. Biomaterials. 31 (2), 242-249 (2010).
  47. Knuth, C. A., Witte-Bouma, J., Ridwan, Y., Wolvius, E. B., Farrell, E. Mesenchymal stem cell-mediated endochondral ossification utilising micropellets and brief chondrogenic priming. European Cells and Materials. 34, 142-161 (2017).
  48. Simmons, C. A., Alsberg, E., Hsiong, S., Kim, W. J., Mooney, D. J. Dual growth factor delivery and controlled scaffold degradation enhance in vivo bone formation by transplanted bone marrow stromal cells. Bone. 35 (2), 562-569 (2004).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Botregeneratiekunstkraakbeenhyaluronzuurhydrogelenkraakbeendifferentiatiein vivo botvormingchondrogene differentiatiesteigermaterialeninductie van angiogenese

Gerelateerde artikelen