Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

"Avatar", een gewijzigd Ex vivo werklusexperiment met In vivo spanning en activering

1.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65610

⸱

18 augustus 2023

 , 
1Northern Arizona University

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel beschrijft de methodologie voor het nabootsen van in vivo spierkrachtproductie tijdens ex vivo werklusexperimenten met behulp van een "avatar"-spier van een laboratoriumknaagdier om de bijdragen van spanningstransienten en activering aan het spierkrachtrespons te beoordelen.

Samenvatting

Bewegingsgedrag is het resultaat van dynamische systemen die voortkomen uit spierkrachtproductie en arbeidsoutput. De interactie tussen neurale en mechanische systemen vindt gelijktijdig plaats op alle niveaus van biologische organisatie, van het afstemmen van beenspiereigenschappen tijdens het rennen tot de dynamiek van de ledematen die in wisselwerking staan met de grond. Het begrijpen van de omstandigheden waaronder dieren hun neurale controlestrategieën verschuiven naar intrinsieke spiermechanica ('preflexen') in de controlehiërarchie, zou spiermodellen in staat stellen in vivo spierkracht en werk nauwkeuriger te voorspellen. Om in vivo spiermechanica te begrijpen, is ex vivo onderzoek naar spierkracht en werk onder dynamisch variërende spanning en belastingsvoorwaarden die vergelijkbaar zijn met in vivo locomotie vereist. In vivo spanningstrajecten vertonen typisch abrupte veranderingen (d.w.z. spanning en snelheidstransienten) die voortkomen uit interacties tussen neurale activering, musculoskeletale kinematica en door het milieu opgelegde belastingen. Het hoofddoel van onze "avatar"-techniek is om te onderzoeken hoe spieren functioneren tijdens abrupte veranderingen in spanningssnelheid en belasting wanneer de bijdrage van intrinsieke mechanische eigenschappen aan spierkrachtproductie het hoogst kan zijn. In de "avatar"-techniek wordt de traditionele work-loop-aanpak gewijzigd door gebruik te maken van gemeten in vivo spanningstrajecten en elektromyografische (EMG) signalen van dieren tijdens dynamische bewegingen om ex vivo spieren door meerdere stretch-shortening cycli te drijven. Deze aanpak is vergelijkbaar met de work-loop-techniek, behalve dat in vivo spanningstrajecten op geschikte wijze worden geschaald en op ex vivo muisspieren die aan een servomotor zijn bevestigd, worden opgelegd. Deze techniek stelt iemand in staat om: (1) in vivo spanning, activering, stapfrequentie en work-loop patronen na te bootsen; (2) deze patronen te variëren om de in vivo krachtreacties het nauwkeurigst te matchen; en (3) specifieke kenmerken van spanning en/of activering in gecontroleerde combinaties te variëren om mechanistische hypothese te testen.

Inleiding

Bewegende dieren bereiken indrukwekkende atletische prestaties op het gebied van uithoudingsvermogen, snelheid en behendigheid in complexe omgevingen. Dierlijke voortbeweging is bijzonder indrukwekkend in vergelijking met door de mens ontworpen machines: de stabiliteit en behendigheid van huidige gelede robots, prothesen en exoskeletten blijven slecht in vergelijking met dieren. Gelede voortbeweging in natuurlijk terrein vereist nauwkeurige controle en snelle aanpassingen om de snelheid te veranderen en omgevingskenmerken te manoeuvreren die als onverwachte verstoringen fungeren1,2,3,4. Toch is het begrijpen van niet-steady voortbeweging inherent uitdagend omdat de dynamiek afhankelijk is van complexe interacties tussen de fysieke omgeving, musculoskeletale mechanica en sensorimoteure controle1,2. Gelede voortbeweging vereist het reageren op onverwachte verstoringen met snelle multi-modale verwerking van sensorische informatie en gecoördineerde activering van ledematen en gewrichten1,5. Uiteindelijk wordt beweging mogelijk gemaakt door spieren die kracht produceren via intrinsieke mechanische eigenschappen van het musculoskeletale systeem en neurale controle1,5,6,7. Een uitstekende vraag in de neuromechanica is hoe deze factoren interageren om gecoördineerde beweging te produceren als reactie op onverwachte verstoringen. De volgende techniek maakt gebruik van de intrinsieke mechanische respons van spieren op vervorming door gebruik van in vivo spanningstrajectorieën tijdens bestuurbare ex vivo experimenten met een 'avatar' spier.

De spierwerklustechniek heeft een belangrijk kader geboden voor het begrijpen van intrinsieke spiermechanica tijdens cyclische bewegingen8,9,10. De traditionele werklustechniek drijft spieren aan door vooraf gedefinieerde, typisch sinusoïdale, spanningstrajecten met behulp van frequenties en activeringspatronen die zijn gemeten tijdens in vivo experimenten2,8,9,11. Het gebruik van sinusoïdale lengtetrajecten kan realistisch werk en vermogensoutput schatten tijdens vlucht12 en zwemmen2 onder omstandigheden waarin dieren geen snelle veranderingen in spanningstrajecten ondergaan als gevolg van interactie met de omgeving en musculoskeletale kinematica. Echter, in vivo spierspanningstrajectorieën tijdens gelede voortbeweging ontstaan dynamisch uit interacties tussen neurale activering, musculoskeletale kinematica en belastingen die door de omgeving worden toegepast5,7,13,14. Er is een realistischere werklustechniek nodig om belastingen, spanningstrajecten en krachtproductie na te bootsen die overeenkomt met in vivo spier-peesdynamiek en inzicht te bieden in hoe intrinsieke spiermechanica en neurale controle interageren om gecoördineerde beweging te produceren in het gezicht van verstoringen.

Hier presenteren we een nieuwe manier om in vivo spierkrachten na te bootsen tijdens loopbandlocomotie door gebruik te maken van een 'avatar' spier van een laboratoriumknaagdier tijdens gecontroleerde ex vivo experimenten met in vivo spanningstrajectorieën die tijdsafhankelijke in vivo belastingen vertegenwoordigen. Het gebruik van de gemeten in vivo spanningstrajectorieën van een doelspier op spieren van een laboratoriumdier tijdens gecontroleerde ex vivo experimenten zal de belastingen nabootsen die tijdens de voortbeweging worden ervaren. In de hier beschreven experimenten wordt de ex vivo muis extensor digitorum longus (EDL) spier gebruikt als een 'avatar' voor de in vivo rat mediale gastrocnemius (MG) spier tijdens lopen, trotteren en galopperen op een loopband13. Deze aanpak is vergelijkbaar met de werklustechniek, behalve dat in vivo spanningstrajectorieën op gepaste wijze worden geschaald en worden opgelegd aan ex vivo muisspieren die aan een servomotor zijn bevestigd. Hoewel muis EDL spieren in grootte, vezeltype en architectuur verschillen van de rat MG, is het mogelijk om deze verschillen te controleren. De 'avatar' techniek stelt iemand in staat om: (1) in vivo spanning, activering, stappenfrequentie en werkluspatronen na te bootsen; (2) deze patronen te variëren om de in vivo krachtreacties het nauwkeurigst te matchen; en (3) specifieke kenmerken van spanning en/of activering te variëren in gecontroleerde combinaties om hypothesen over mechanismen te testen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierstudies zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee aan de Northern Arizona University. Musculus extensor digitorum longus (EDL) spieren van mannelijke en vrouwelijke wild-type muizen (stram B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J), met een leeftijd van 60-280 dagen, werden gebruikt voor de huidige studie. De dieren zijn verkregen van een commerciële leverancier (zie Tabel met Materialen) en gehuisvest in een kolonie aan de Northern Arizona University.

1. Selectie van het in vivo stammotraject en voorbereiding voor gebruik tijdens ex vivo werkloop-experimenten

OPMERKING: In dit protocol zijn eerdere metingen van in vivo dynamische locomotie, die direct aan de auteurs werden verstrekt (Nicolai Konow, UMass Lowell, persoonlijke communicatie), gebruikt in ex vivo experimenten. De oorspronkelijke gegevens werden verzameld voor Wakeling et al.15. Tijd, lengte of rek, EMG/activatie en krachtgegevens zijn vereist om het protocol te reproduceren.

  1. Segmenteer de volledige in vivo-proef in individuele passen met behulp van een willekeurig programmeerplatform (MATLab-code is beschikbaar in Aanvullend Codebestand 1).
    1. Zet de lengteveranderingen uit vs. de tijd voor de volledige in vivo-proef. Dit wordt gebruikt om individuele passen (van standfase naar standfase) te visualiseren en om de variabiliteit tussen passen te beoordelen (Figuur 1).
    2. Bereken de rek voor de volledige proef (Lengte (L) / Maximale Isometrische Kracht bij Optimale Lengte L0).
    3. Selecteer uit de volledige proef een pas die representatief is voor alle passen, en die begint en eindigt bij vergelijkbare lengtes. Dit kan visueel worden gedaan door de lengtes over elkaar heen te plotten om elke pas te vergelijken.
    4. Nadat een representatieve pas is geselecteerd, segmenteert u de rek-, EMG/activatie- en krachtgegevens uit de volledige proef met behulp van een willekeurig programmeerplatform (zie Aanvullend Codebestand 1 voor de in MATLab gebruikte codes16).
    5. Als de bemonsteringsfrequentie verschilt voor rek, EMG/activatie of kracht, interpoleer dan de datapunten zodat al deze met dezelfde frequentie worden bemonsterd.
      OPMERKING: Onderzoekers kunnen de acquisitiefrequentie bepalen op basis van de tijdsintervallen tussen elk bemonsterd punt in de volledige proef. Als variabelen met dezelfde frequentie worden vastgelegd, zullen de bemonsteringstijden gelijk zijn.
  2. Bereken de frequentie van de gesegmenteerde passen.
    1. Bereken de frequentie door de duur van een gesegmenteerde pas in seconden te bepalen en 1 (seconde) te delen door de duur (1/duur = aantal passen per seconde).
    2. Bepaal handmatig hoeveel datapunten er in ex vivo-experimenten moeten worden verzameld om aan de frequentie te voldoen.
    3. Bereken de tijd die nodig is voor twee passen. Herhaal de passen ten minste één keer om de meetfout binnen de spier te schatten, wat nodig zal zijn voor de daaropvolgende statistische analyse.
  3. Bepaal de fase van stimulatie ten opzichte van de rek-input met behulp van de gemeten EMG-activiteit om het begin en de duur van de stimulatie voor de ex vivo work loops te bepalen. Elk programmeerplatform kan worden gebruikt (zie Aanvullend Codebestand 1 voor de in deze studie gebruikte code).
    1. Bekijk het EMG-signaal over hetzelfde x-as bereik (tijd) als de rekverandering (Figuur 1). Vergroot het EMG-signaal om het zichtbaar te maken; dit kan door het EMG-signaal te vermenigvuldigen met een willekeurig getal, de rek en EMG opnieuw te schalen zodat ze op dezelfde schaal staan, en/of het EMG-signaal aan de rek toe te voegen.
      OPMERKING: De auteurs hebben de rek en EMG opnieuw geschaald naar dezelfde schaal met behulp van de "rescale"-functie in MATLab (zie Aanvullende Figuur 1).
    2. Stel vast waar de EMG-activiteit begint en stopt, aangegeven door een verandering in intensiteit van twee standaarddeviaties17,18.
      OPMERKING: Afhankelijk van het dier en de spier kan het begin van de EMG wel of niet overeenkomen met het voetcontact (Monica Daley, UC Irvine, persoonlijke communicatie) (zie sectie Discussie).
    3. Bereken het percentage van de rekcyclus (bijv. 40%) waarop het begin van de EMG-activatie plaatsvindt en hoe lang de stimulatie zal duren (bijv. 222 ms).
      OPMERKING: Onderzoekers moeten rekening houden met een vertraging in de excitatie-contractiekoppeling (ECC) die verschilt tussen in vivo-beweging en ex vivo work loops en per dier en spier kan verschillen (bijv. in vivo ECC is 24,5 ms voor rat MG, ex vivo ECC is ~5 ms voor muis EDL).
  4. Bereid representatieve rek-inputs voor het programma van de work loop controller voor. Elk programma dat de krachtoutput kan vastleggen met input voor rek en stimulatie, kan worden gebruikt voor het programma van de work loop controller (zie sectie Discussie).
    1. Neem de geselecteerde pas en interpoleer naar het juiste aantal punten dat nodig is om de stap vast te leggen op de in vivo-frequentie voor twee cycli (zie stap 1.2).
    2. Schaal de pas opnieuw zodat deze begint en stopt bij "nul rek" (bijv. L0 of 95% L0) na rekking met een vooraf bepaalde lengte-excursie (zie stap 3.3).
    3. "Schaal" de geselecteerde pas, indien nodig, om deze als input voor rekveranderingen in de muis EDL te gebruiken (zie sectie Discussie). Kies voor het schalen een lengte-excursie waarbij de muis EDL kan worden gerekkt zonder beschadiging (bijv. wij rekken de muis EDL gewoonlijk met 10% L0, ongeacht de in vivo-soort). Dit moet mogelijk worden aangepast op basis van voorlopige resultaten (zie stap 3.3).

Gegevens van hartspiercontractie; grafiek van lengte versus tijd die cyclische bewegingspatronen toont.
Figuur 1: Lengte over tijd van de volledige in vivo meting. Lengte (mm) uitgezet tegen de tijd van de rat MG. Passen zijn gemarkeerd met cirkels, van kortste lengte naar kortste lengte, beschouwd als één enkele pas. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Evaluatie van de maximale isometrische kracht van muisspieren ex vivo

  1. Apparatuur en chirurgie opzetten.
    OPMERKING: Raadpleeg de sectie Discussie voor een uitleg over de benodigde apparatuur voor de ex vivo work loop.
    1. Bereid een weefsel-orgaanbad voor door het oxytube-naaldventiel in het watergekoelde weefselbad te plaatsen (zie Table of Materials). Verbind de oxytube met een gascilinder met 95% 02-5% CO2. Laat 20 psi het watergekoelde weefselbad vullen.
    2. Bereid het operatiegebied voor door een extra oxytube van de gaslijn naar een crystallisatieschaal te trekken, gevuld met Krebs-Henseleit-oplossing (stap 2.1.3) nabij het operatiegebied. Dit zal worden gebruikt om de spieren belucht en gehydrateerd te houden tijdens en na de operaties.
      OPMERKING: Spieren kunnen ook tot 4 u in deze beluchte oplossing worden bewaard, indien er meer dan één spier tegelijk uit de muis wordt gehaald.
    3. Bereid 1 L Krebs-Henseleit-oplossing voor die bevat (in mmol l-1): NaCl (118); KCl (4,75); MgSO4 (1,18); KH2PO4 (1,18); CaCl2 (2,54); en glucose (10,0) bij kamertemperatuur en pH op 7,4 owngezet met HCl en NaOH (zie Table of Materials). Draag bij het hanteren van HCl en NaOH de juiste PBM in de vorm van een veiligheidsbril en handschoenen.
    4. Vul het bad met Krebs-Henseleit-oplossing bij kamertemperatuur en pH 7,4. Dompel de spier en de haak volledig onder in de oplossing.
    5. Zet alle apparatuur in: het dual-mode spierhefboomsysteem, de stimulator en de signaalinterface (DAQ-board) (zie Table of Materials).
  2. Dissectie van de EDL-spier.
    1. Anestheseer de muis diep en voer vervolgens euthanasie uit via cervicale dislocatie. Plaats de muis in een rechter- of linkerzijligging met het bovenste achterbeen uitgestrekt en de tenen tegen het dissectiebord. Verwijder de vacht vanaf de enkel tot boven het kniegewricht.
    2. Trek de huid op met een pincet en snijd van het enkelgewricht naar het heupgebied. Zodra de spier is blootgelegd, snijdt u rond de enkel, zoals een "zoom" van een broek. Trek de huid omhoog om de beenspieren duidelijker bloot te leggen.
    3. Lokaliseer de fasciaklijn die de tibialis anterior (TA) en de gastrocnemius scheidt; scheid deze met een dissectieschaar om de kniepeesbloot te leggen. Plaats de dissectieschaar tussen de twee blootgelegde kniepezen. De schaar zal "haken" in een pocket net onder de blootgelegde kniepezen. Voer een botte dissectie uit van deze "pocket" terwijl u de schaar van het been af trekt, totdat de schaar de enkel bereikt om de EDL bloot te leggen.
    4. Gebruik een vooraf geknoopte lus in zijden chirurgisch hechtdraad maat 4-0 (zie Table of Materials) en haal één uiteinde van de hechtdraad onder de pees dichtst bij de knie. Knoop een dubbele vierkante knoop boven de proximale spier-peesovergang zonder deze op de spier te plaatsen of de pees erin mee te nemen. Knip boven de knoop af. Trek voorzichtig aan de lus die aan de pees is geknoopt, waardoor de EDL uit de "pocket" komt.
    5. Plak de lus op het dissectiegebied om spanning op de EDL te creëren. Knoop een dubbele vierkante knoop met een andere vooraf geknoopte lus bij de distale spier-peesovergang zonder deze op de spier te plaatsen of de pees erin mee te nemen. Knip de knoop aan de zijde die het dichtst bij het been ligt door om de gehele EDL uit de muis te verwijderen. Knip het overtollige hechtdraad weg bij de dubbele vierkante knopen aan de proximale en distale zijden van de spier en plaats de spier in het beluchte bad bij het operatiegebied.
      OPMERKING: Noteer goed welke zijde proximaal en/of distaal is indien de spier in een belucht bad wordt geplaatst.
    6. Om de spier op het servomotor-hefboomsysteem te plaatsen, bevestigt u de EDL verticaal tussen opgehangen platina-elektroden. Bevestig de distale lusknoop aan de stationaire haak en de proximale lusknoop aan de haak die aan de servomotorarm is bevestigd. Til het weefselbad op om de spier onder te dompelen in de beluchte Krebs-Henseleit-oplossing.
      OPMERKING: De beluchting mag de spier niet storen wanneer deze is ondergedompeld. Als dit wel gebeurt, verlaag dan de gasdruk. Laat de spier 10 minuten equilibreren voordat u begint met de stimulatie.
  3. Meet de maximale isometrische kracht van de EDL-spier.
    OPMERKING: Raadpleeg Table 1 voor het protocol over hoe de maximale isometrische kracht gemeten moet worden met twitch en tetanus. Zie Supplementary Figure 1 voor een illustratie van het door de auteurs gebruikte programma.
    1. Stimuleer de spier met een supramaximale twitch om te controleren of de spier niet beschadigd is geraakt tijdens de chirurgie (80 V, 1 pps, 1ms; Table 1; zie Supplementary Figure 2). Als er geen schade is ontstaan, gebruik dan de lengteknop op het spierhefboomsysteem om een spierlengte te vinden waarbij, bij twitch-stimulatie, de actieve spanning ~1V / 0,1271 N is met een passieve spanning van minder dan ~0,1V / 0,01271N.
    2. Noteer de beginlengte van de spier van knoop tot knoop in Volts en millimeters. Voer de metingen in het kalibratiegedeelte van het programma in voor de beginlengte (zie Supplementary Figure 1).
    3. Bepaal de maximale isometrische kracht bij een supramaximale twitch bij de optimale lengte (L0) van de EDL (Table 1). Er is technisch gezien geen rustperiode nodig, maar 1 minuut wachten tussen stimulaties zal de passieve spanning stabiliseren. Noteer de lengte (in Volts) waarbij de supramaximale twitch maximaal is. Dit is de optimale spierlengte (L0) voor twitch.
    4. Meet de spier bij deze lengte met een schuifmaat. Meet de spier van knoop tot knoop. Zodra L0 is gevonden, verkort u de spier terug naar de beginlengte (actieve spanning ~1V / 0,1271 N).
    5. Bepaal de maximale isometrische kracht bij een supramaximale tetanus van de EDL (80 V, 180 pps, 500 ms; Table 1). Noteer de lengte (in Volts en millimeters) van de supramaximale tetanische kracht bij L0 en meet de vezels opnieuw van knoop tot knoop met de schuifmaat.
      ​OPMERKING: Het verhogen van de spierlengte in stappen van 0,5 V/0,65 mm zal leiden tot een nauwkeuriger L0 voor zowel twitch als tetanus.
    6. Bepaal de submaximale isometrische kracht van de EDL (45 V, 110 pps, 500ms; Table 1) bij L0 voor en na het experiment om er zeker van te zijn dat er geen vermoeidheid is opgetreden door het stimulatieprotocol. Een afname van 10% in kracht wordt beschouwd als een "vermoeide" spier.
ExperimentStimulatie-intensiteit (V)Pulsfrequentie (pps / Hz)Stimulatieduur (ms)Opmerkingen
1. "Opwarmen"8011Verhoog of verlaag de lengte met 0,50 V om een passieve spanning van 1 V te vinden
2. Optimale spierlengte twitch (L0)8011Verhoog of verlaag de lengte met 0,50 V om een passieve spanning van ~1 V te vinden
3. Optimale spierlengte tetanus (L0)80180500Rust 3 min tussen het wijzigen van de lengte met 0,50 V
4. Pre-experimentele submaximale L045110500Bij lengte L0
6. Avatar-experimenten45110Gebruik cyclisch representatieve lengtewijzigingen voor de EDL van de muis
7. Post-experimentele submaximale L045110500Keer na het experiment terug naar L0 en meet L0

Tabel 1: Stimulatieprotocol. Stimulatieprotocol voor het bepalen van de supramaximale en submaximale twitch- en tetanus optimale lengte. Het protocol varieert naar stimulatie-intensiteit, timing en pulsen per seconde.

3. Voltooien van de "avatar" werklooptechniek met behulp van geselecteerde in vivo stamtrajecten

  1. Stel de software in die nodig is om "avatar" work loop-technieken uit te voeren (zie Tabel met Materialen).
    OPMERKING: Er is een inputbestand (.csv of vergelijkbaar) nodig waarin de spierlengte bij elke tijdstap is gespecificeerd (zie stap 1.4). Inputs voor het percentage van de cyclus waarop de stimulatie begint en voor de duur van de stimulatie zijn vereist (zie bijvoorbeeld Aanvullende Figuur 3).
  2. Voer de "avatar" work loop-techniek uit.
    OPMERKING: Hoewel wij een aangepast LabView-programma gebruiken, kunnen onderzoekers elk programma gebruiken waarmee de lengteveranderingen van de muis-EDL op een servomotorarm, het beginpunt (% cyclus) en de duur (ms) van de stimulatie op gespecificeerde tijdstippen kunnen worden beheerst, en waarmee de spierkracht kan worden gemeten. Zie Aanvullende Figuur 3 voor een illustratie van het door de auteurs gebruikte programma.
    1. Upload de geschaalde rekveranderingen met de geschaalde lengte-excursie in het programma vanuit stap 1.4. Zie stappen 1.4, 3.3 en de sectie Discussie voor meer informatie over "geschaalde rekveranderingen".
    2. Pas indien nodig de startlengte van de spier aan (zie sectie 3.3). Voer de startlengte in V en mm in om de resultaten te kalibreren (zie Aanvullende Figuur 3).
    3. Gebruik het beginpunt en de duur van de stimulatie die in stap 1.3 zijn berekend.
    4. Laat de spier gedurende twee cycli door de geschaalde lengteveranderingen lopen met de bepaalde lengte-excursie.
    5. Sla de gegevens op. Als er meerdere stimulatieprotocollen op dezelfde spier worden verzameld, wacht dan 3 min tussen elke stimulatie.
    6. Stimuleer bij de optimale lengte (L0) met submaximale activatie om te bepalen of er vermoeidheid is opgetreden. Als de kracht met meer dan 10% afneemt, worden de spieren als vermoeid beschouwd. Zie Tabel 1 voor de stimulatieprotocollen.
    7. Verwijder de spier uit het bad. Knip de knopen van de lus uit de spier en dep het overtollige medium van de spier af. Weeg de spier. Bepaal de fysiologische dwarsdoorsnede met behulp van de standaardformule: spiermass/(L0*1,06)19.
  3. Stel de parameters voor de "avatar" work loop-techniek af (zie sectie Discussie).
    1. Bepaal de startlengte en lengte-excursie door de ex vivo passieve spanningsstijging te matchen met de in vivo waargenomen passieve spanningsstijging (Figuur 2).
      OPMERKING: In deze studie werd het percentage L0 gebruikt om de startlengte (mm) en excursie (% L0) te schalen (zie stap 1.4 en sectie Discussie). Voor het matchen van de spanningsstijging in de ex vivo muis-EDL met die van de in vivo rat-MG, stelden de auteurs vast dat de startlengte bij L0 de beste passing opleverde (Figuur 2).
    2. Kies drie startlengtes (bijv. -5% L0, L0 en +5% L0). Voer de "avatar" work loop uit bij elk van deze startlengtes met een gespecificeerde lengte-excursie (bijv. 10% L0).
      OPMERKING: In de huidige "avatar"-experimenten met muis-EDL werd een lengte-excursie van 10% L0 gebruikt.
    3. Herhaal dit met nieuwe startlengtes en/of excursies totdat de snelheid van de ex vivo passieve spanningsstijging vergelijkbaar is met de snelheid van de in vivo passieve spanningsstijging (zie Figuur 2B).
    4. Afhankelijk van de vezeltypen en activatiedynamiek van de gebruikte spieren, kan de duur van de stimulatie worden verhoogd of verlaagd om de overeenkomst tussen de ex vivo en in vivo kracht te optimaliseren. Daarom kan het nodig zijn om het beginpunt en/of de duur van de stimulatie te wijzigen om de in vivo krachtproductie tijdens "avatar"-experimenten zo goed mogelijk te matchen.
    5. Om te beslissen of dit nodig is (zie sectie Discussie), kan de kracht over de tijd van de "avatar"- en in vivo spier worden uitgezet (Figuur 3) en kan de determinatiecoëfficiënt R2 worden berekend door de geschaalde correlatie tussen de doel- en "avatar"-spierkracht te kwadrateren (zie Representatieve resultaten).

Grafiek van statisch evenwicht, ΣFx=0, die de analyse van de werkloop laat zien; geschaald diagram van spanning versus rek.
Figuur 2: Overeenkomstige stijging van de passieve spanning.Werkloops die de in vivo en ex vivo stijging in passieve spanning tonen (pijlen). In vivo geschaalde werkloop van rat MG (zwart) tijdens lopen bij 2,9 Hz (gegevens van Wakeling et al.15). Ex vivo geschaalde werkloops van muis EDL (groen) bij 2,9 Hz. (A) Startlengte van de muis EDL-spier is +5% L0. (B) Startlengte van de muis EDL-spier is L0. Merk op dat de ex vivo stijging van de passieve spanning overeenkomt met de in vivo spanningsstijging in A, maar niet in B. Dikkere lijnen geven stimulatie aan. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Grafiek van spanning versus tijd die dynamische responscurves in materiaaltestanalyse laat zien.
Figuur 3: Optimalisatie van de stimulatieduur van de muis EDL om de in vivo kracht van de rat MG overeen te laten komen (zwarte lijn). De kracht gegenereerd door de muis EDL met behulp van EMG-gebaseerde stimulatie (groene stippellijn) neemt eerder af dan de in vivo kracht, waarschijnlijk door een snellere deactivatie van de muis EDL vergeleken met de rat MG. Om de passing tussen de in vivo en ex vivo krachten te optimaliseren, werd de muis EDL gedurende een langere periode gestimuleerd (doorgetrokken groene lijn). EMG-gebaseerde stimulatie R2 = 0,55, Geoptimaliseerde stimulatie R2 = 0,91. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het doel van de "avatar"-experimenten is om te repliceren in vivo krachtproductie en arbeidsextractie zo dicht mogelijk tijdens ex vivo work-loop-experimenten. In deze studie is gekozen om de EDL van de muis te gebruiken als "avatar" voor de MG van de rat, omdat zowel de EDL van de muis als de MG van de rat hoofdzakelijk uit snelstroomspieren bestaan.20,21Beide spieren zijn primaire bewegers van het enkelgewricht (EDL enkelstrekker, MG enkelbuig...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Terwijl organismen naadloos door landschappen bewegen, variëren de onderliggende belastingen en spanningen die de spieren ervaren drastisch1,6,23. Tijdens zowel in vivo locomotorische bewegingen1,24 als in "avatar" experimenten, worden spieren subm maximaal gestimuleerd onder cyclische, niet-stationaire omstandigheden. De isometrische kracht-lengte en isotone kr...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Alle auteurs erkennen dat er geen belangenconflict bestaat.

Dankbetuigingen

We danken Dr. Nicolai Konow voor het verstrekken van de gegevens die in dit onderzoek zijn gebruikt. Gefinancierd door NSF IOS-2016049 en NSF DBI-2021832.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Braided Non-Absorbable Silk Suture 4-0 Mersilk 734H
Calcium Chloride Dihydrate (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit oplossing
Dextrose Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit oplossing
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit oplossing
Hydrochloric Acid (HCl) Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit oplossing
LabView Data Collection Lab-View
Magnesium Sulfate (MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit oplossing
Potassium Chloride (KCl) Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit oplossing
Potassium Phosphate Monobasic (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit oplossing
S88 StimulatorGrassM643H05Beschikbaar voor aankoop op Ebay
Series 300B Lever SystemAurora1200Ainclusief watermantel weefselbad
Sodium Bicarbonate (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit oplossing
Sodium Chloride (NaCl) Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit oplossing
Sodium Hydroxide (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit oplossing
Wild Type MuizenJackson LaboratoryB6C3Fe a/a Ttn mdm/J

Referenties

  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561(2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242(2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312(2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721(2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669(2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019(2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

In vivo spierspierkrachtproductierekstrajectenneurale activatiespiermechanicastretch shortening cyclielektromyografische signalenservomotorlocomotiedynamica
"Avatar", een gewijzigd Ex vivo werklusexperiment met In vivo spanning en activering
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.