Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

De combinatie van mechanisch geïsoleerde stromale vasculaire fractie en fibrinehydrogel: een verwerkingsprotocol

1.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65860

⸱

17 november 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Triemli City Hospital Zurich, 2Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zurich, University of Zurich, 3Institute for Human Tissue Restoration, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Yonsei University College of Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Mechanisch geïsoleerde stromale vasculaire fractie (SVF) in combinatie met een fibrine-hydrogel biedt een gemakkelijke en efficiënte drager voor levensvatbare, van vet afgeleide stromale cellen voor verschillende indicaties, waaronder weefselmanipulatie en/of wondgenezingsdoeleinden. Hier presenteren we de bereiding van een mechanisch SVF (mSVF)-fibrine hydrogelconstruct voor translationeel onderzoek en klinische toepassing.

Samenvatting

Het regeneratieve potentieel van van vet afgeleide stromale cellen (ASC's) heeft veel aandacht gekregen in regeneratief en translationeel onderzoek. In het verleden vereiste de extractie van deze cellen uit vetweefsel een op enzymen gebaseerd proces in meerdere stappen, wat resulteerde in een heterogene celmix bestaande uit ACS's en andere cellen, die gezamenlijk de stromale vasculaire fractie (SVF) worden genoemd. Meer recent geïntroduceerde mechanische SVF (mSVF) isolatieprotocollen zijn minder tijdrovend en omzeilen regelgevende problemen. We hebben onlangs een protocol voorgesteld dat mSVF genereert dat rijk is aan stromale cellen op basis van een combinatie van emulgering en centrifugatie. Een actueel probleem bij de toepassing van mSVF voor wondtherapie is het ontbreken van een steiger die bescherming biedt tegen mechanische manipulatie en uitdroging. Van fibrinehydrogels is in het verleden aangetoond dat ze een nuttige aanvulling zijn bij celoverdracht voor wondgenezingsdoeleinden. In het werk hierin schetsen we de bereidingsstappen van een mSVF-fibrine-hydrogelconstruct als een nieuwe benadering voor translationeel onderzoek en klinische toepassing.

Inleiding

In de afgelopen jaren is regeneratieve plastische chirurgie naar voren gekomen als een extra pijler van de plastische chirurgie1. Regeneratieve plastische chirurgie heeft tot doel beschadigd weefsel te herstellen door oplosbare factoren, cellen en weefsel dat van de patiënt is geoogst, over te dragen om weefselherstel op een minimaal invasieve manier te bevorderen2. Van vet afgeleide stamcellen (ASC's) hebben aandacht gekregen vanwege hun vermogen om te differentiëren in meerdere mesenchymale lijnen, waardoor ze een veelbelovende kandidaat zijnvoor onderzoek naar regeneratieve geneeskunde. Hun cytokineprofiel vertoont angiogene, immunosuppressieve en antioxidatieve effecten4.

Traditioneel werden ASC's geïsoleerd uit vetweefsel met behulp van een enzymatische benadering met collagenase, wat resulteerde in een stromale vasculaire fractie (SVF), die vervolgens werd gekweekt om ASC's te verkrijgen. Deze laboratoriumgebaseerde technologieën zijn duur, tijdrovend en, belangrijker nog, onderhevig aan strikte wettelijke beperkingen, wat klinische vertaling bemoeilijkt 5,6,7. Daarentegen bieden mechanisch geïsoleerde protocollen voor stromale vasculaire fractie (mSVF) de klinische voordelen van niet alleen het omzeilen van regelgevingskwesties, maar ook van het minimaliseren van besmettingsrisico's 8,9.

Er zijn tal van protocollen beschreven om de SVF mechanisch te isoleren10. Hiervan heeft het verschuivingsprotocol gepubliceerd door Tonnard et al. de meeste aandacht gekregen onder regeneratieve chirurgen11. Het vet dat wordt verzameld via standaard liposuctieprocedures, bekend als lipoaspiraten, kan worden overgebracht tussen twee draagbare spuiten die zijn bevestigd aan een verbindingsapparaat, wat resulteert in een vloeibare vorm die nanovet wordt genoemd. De voor de hand liggende voordelen van deze mSVF-isolatieprotocollen zijn onder meer een kortere verwerkingstijd, een minimaal risico op besmetting, aangezien de hele procedure wordt uitgevoerd in een goed gecontroleerde omgeving, en mogelijke onmiddellijke klinische vertaling12.

Preklinisch en klinisch bewijs geeft aan dat de eigenschappen van mSVF, waaronder de levensvatbaarheid van cellen en wondgenezende eigenschappen, vergelijkbaar zijn met standaard enzymatische isolatiemethoden12. Het potentieel van mSVF bij het bevorderen van wondgenezing in ratten- en muizenmodellen werd gevalideerd door in vivo studies van Chen et al. en Sun et al.13,14. Er is echter een gebrek aan beschikbare gegevens over wondgenezing in de klinische setting. Veelbelovende resultaten werden gerapporteerd toen een studiegroep autologe vettransplantatie uitvoerde bij een 83-jarige patiënt die een wond had met een blootliggend implantaat in een open fractuur van de onderste extremiteit15. Verder voerden Lu et al. een vergelijking uit tussen mSVF en negatieve druk wondtherapie in een cohort van 20 patiënten met chronische wonden16. Hun bevindingen toonden aan dat mSVF-behandeling resulteerde in een hogere snelheid van wondgenezing in vergelijking met wondtherapie met negatieve druk16. In beide genoemde onderzoeken werd mSVF alleen of in combinatie met een gel in het beoogde wondgebied geïnjecteerd15,16.

In het real-world scenario is de klinische toepassing van mSVF beperkt vanwege onvoorspelbare absorptiesnelheden op de ontvangende plaatsen17,18. Scaffolds beloven een oplossing voor dit probleem, omdat ze helpen bij celbehoud, vascularisatie en integratie in het omliggende weefsel 19,20,21. Fibrine-hydrogels zijn een veelgebruikt, door de FDA goedgekeurd hulpmiddel dat wordt gebruikt in chirurgische disciplines en waarvan is aangetoond dat ze een effectieve drager zijn van mSVF19. Fibrinegel is een biopolymeer materiaal dat verschillende voordelen biedt bij het functioneren als celdrager: het vertoont een uitstekende biocompatibiliteit, bevordert de celhechting en is in staat om op een controleerbare manier af te breken 22,24,25. Bovendien vertoont het een minimale ontstekings- en lichaamsvreemde reactie en wordt het gemakkelijk opgenomen tijdens het natuurlijke verloop van wondgenezing22. Wij zijn van mening dat de diverse regeneratieve eigenschappen van de genoemde mSVF-cellen en de voordelige combinatie met een fibrine-hydrogel een innovatieve benadering kunnen bieden om wondgenezingsprocessen te verbeteren. Over het algemeen zorgt deze aanpak voor een efficiënte topische toediening van levensvatbare mSVF-cellen. Hierbij presenteren we het protocol dat mSVF combineert met een fibrine hydrogel bedoeld voor toepassing bij wondgenezing.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Deze studie werd uitgevoerd in overeenstemming met de Verklaring van Helsinki. Alle volwassen donoren gaven schriftelijke geïnformeerde toestemming om verder gebruik van de verzamelde weefselmonsters toe te staan. Het protocol volgt de richtlijnen van de ethische commissie voor menselijk onderzoek van onze instelling.

1. Oogst van vetweefsel

  1. Oogst het vetweefsel door een standaard liposuctie uit te voeren in een conventionele vetoogsttechniek die in eerdere publicaties is beschreven26,27. Zorg ervoor dat u een tumescente oplossing gebruikt die bestaat uit gewoon ringerlactaat en epinefrine in een verhouding van 1: 200.000.
  2. Voer de liposuctie uit met een aspiratiecanule van 4 mm, onder negatieve druk en trillingen, in een steriele zak. Breng het geoogste vet onmiddellijk over naar het laboratorium.

2. mSVF-Isolatie

  1. Voer de volgende stappen (secties 2 en 3) uit in een celcultuurkap om een aseptisch werkgebied te creëren. Draag een gewone laboratoriumjas en handschoenen om biologisch veiligheidsniveau 2 te garanderen.
  2. Bereid het kweekmedium voor: Vul 500 ml Dulbecco's Modified Eagles's Medium (DMEM) met een hoog glucosegehalte aan met 50 ml foetaal runderserum (FBS), 5 ml penicilline-streptomycine.
  3. Breng de lipoaspiraan over in een centrifugebuisje van 50 ml.
  4. Breng de lipoaspiraat over in een steriele Luer-lock-spuit van 20 ml en bevestig een connector van 1,4 mm. Zorg ervoor dat er geen lucht in de spuit zit.
  5. Bevestig een tweede Luer-lock-spuit van 20 ml aan de contralaterale zijde van de 1.4 mm-connector.
  6. Duw het vetweefsel in totaal 30 keer van de ene spuit naar de andere.
  7. Breng het geëmulgeerde vet over in een verse centrifugebuis van 50 ml.
  8. Centrifugeer het geëmulgeerde vet op 500 x g gedurende 10 min.
  9. Gooi na het centrifugeren de olieachtige toplaag weg. Verzamel vervolgens de centrale gezuiverde mSV-laag. Breng het over in een verse centrifugebuis van 50 ml en gooi de waterige fase weg.
  10. Vul de centrifugebuis met kweekmedium (uit stap 2.2) tot aan de markering van 40 ml.
  11. Plaats de centrifugebuis in de centrifuge en centrifugeer nogmaals gedurende 5 minuten op 500 x g.
  12. Verzamel de resulterende mSVF-laag en breng deze over in een nieuwe centrifugebuis van 50 ml.

3. Productie van mSVF-fibrine hydrogel

  1. Combineer 100 μL mSVF met 10 μL trombine (100 E/ml), 10 μL CaCl2 (80 mM) en 70 μL tranexaminezuur (100 mg/ml) in een steriele tube van 1,5 ml.
  2. Gebruik een verse pipetpunt om 10 μL fibrinogeen (100 mg/ml) toe te voegen als laatste bestanddeel, kort voor het aanbrengen. Houd er rekening mee dat hydrogelpolymerisatie wordt waargenomen binnen ongeveer 10-30 s.
  3. Voor klinische toepassing voert u deze laatste stap kort voor topische toediening uit, bij voorkeur aan het bed. Voor analytische doeleinden overbrengen naar een plaat met 12 putjes door middel van pipetteren.

4. Levensvatbaarheidstest en histologie

  1. Pipetteer 200 μL van het mSVF-hydrogelmengsel uit stap 3.3 in een putje van een plaat met 12 putjes.
  2. Pipette 100 μL van de mSVF-collectie (stap 2.12.) in één putje als positieve controle.
  3. Pipette 200 μL fibrinehydrogel slechts in één putje als negatieve controle.
  4. Plaats de plaat met 12 putjes in een gewone incubator bij 37 °C en 5% CO2 gedurende 30 min.
  5. Voeg na deze tijd 1 ml resazurine (alamar blauw, 10% concentratie, verdund in kweekmedium) toe aan elk putje.
  6. Na de toevoeging incubeer de plaat met 12 putjes bij 37 °C en 5% CO2 gedurende 24 uur.
  7. Meet na 24 uur de eerste fluorescentie-intensiteit met behulp van een multimode microplaatlezer voor celbeeldvorming met een excitatiegolflengte van 555 nm en een emissiegolflengte van 596 nm.
  8. Voer opeenvolgende fluorescentie-intensiteitsmetingen uit op dag 3 en 7.
  9. Als histologisch onderzoek nodig is, stop dan het experiment op dag 1, 3 en 7 en fixeer de fibrinehydrogel in 4% paraformaldehyde bij 4 °C gedurende 24 uur. Voeg na fixatie 1% fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) toe en bewaar deze bij 4 °C.
  10. Veranker de hydrogels in een verbinding met optimale snijtemperatuur (OCT) en verdeel bevroren blokken met een dikte van 10 μm met een cryostaat. Kleuring van de secties met hematoxyline en eosine (H&E) oplossing volgens standaardprotocollen28.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Resazurine test
We onderzochten eerst de in vitro cellevensvatbaarheid van de mSVF-cellen. Voor dit doel hebben we een resazurinecel-levensvatbaarheidstest uitgevoerd op dag 0, 3 en 7. De levensvatbaarheid van de cellen op dag 0, 3 en 7 van in totaal vier monsters wordt weergegeven in figuur 1. De waarden van dag 0 dienen als basislijn en zijn vastgesteld op 100%. Op dag 3 vertoonde de positieve controle (mSVF) een lichte daling ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De mechanische isolatie van SVF biedt een elegant alternatief voor de traditionele enzymatische benadering en biedt brede toegang voor klinische toepassing29. In feite wordt mSVF, zoals voorgesteld in het huidige manuscript, al klinisch gebruikt voor de behandeling van zacht weefsel van littekens of als aanvulling op cosmetische ingrepen30. Het hier gepresenteerde protocol biedt een eenvoudige methode voor efficiënte topische toediening van...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Bong-Sung Kim wordt gesteund door de Duitse Stichting voor Onderzoek (KI 1973/2-1) en de Novartis Stichting voor Medisch-Biologisch Onderzoek (#22A046).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
12-WellplateSarstedt83.3921
4′,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)BiochemicaA1001.0010
50 mL-FalconFalcon352070
Absorbent Towels, Two PackHalyard89701
Alamar blue 25 mLInvitrogenDAL1025
Albumin, Bovine (BSA)VWR0332-500G
Biotek Cytation 5 AgilentCell Imaging Multimode Microplate Reader 
CaCl2 Sigma-AldrichC5670-500G
CryostatMicrotome
DMEM with 4,5 g/L glucose,with L-Glutamine, with sodium pyruvateVWR392-0416
DPBSGibco14190-144
EpinephrinSigma-AldrichE4250
Fetal Bovine SerumBiowestS181H-500
Fibrinogen Human Plasma 100 mgSigma-Aldrich341576-100MG
FormalinFisher ScientificSF100-4
Formalin 4%Formafix1308069
FSC 22-Einbettmedium, blauBiosystems3801481S
Hematoxylin & Eosin SolutionSigma-AldrichH3136 / HT110132
Lactated Ringer’s Solution 1000 mLB BraunR5410-01
Mercedes Cannula 4mmMicroAirePAL-R404LL
NaCl 0.9%Bbraun570160
OCT Embedding Matrix 125 mLCellPathKMA-0100-00A
ParaformaldehydeFisher Scientific10342243
PBS 1%Sigma-AldrichP4474
PenStrepSigma-AldrichP4333-100ML
Petridish 150mmSarstedt83.1803
Phalloidin-iFluor 488 ReagentAbcamab176753
Sterile Syringe 20 mL LuerHENKE-JECT5200-000V0
Sterile Syringe 30 mL Luer-LockBD10521
Thrombin from Human PlasmaSigma-AldrichT6884-100UN
Tranexamic acidOrpha Swiss6837093
Tulipfilter 1.2Lencion SurgicalATLLLL
Tulipfilter 1.4Lencion SurgicalATLLLL

Referenties

  1. Daar, A. S., Greenwood, H. L. A proposed definition of regenerative medicine. J Tissue Eng Regen Med. 1 (3), 179-184 (2007).
  2. Machens, H. G., Mailänder, P. Regenerative medicine and plastic surgery. Chirurg. 76 (5), 474-480 (2005).
  3. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  4. Hassan, W. U., Greiser, U., Wang, W. Role of adipose-derived stem cells in wound healing. Wound Repair Regen. 22 (3), 313-325 (2014).
  5. Gir, P., Oni, G., Brown, S. A., Mojallal, A., Rohrich, R. J. Human adipose stem cells: current clinical applications. Plast Reconstr Surg. 129 (6), 1277-1290 (2012).
  6. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  7. Raposio, E., Ciliberti, R. Clinical use of adipose-derived stem cells: European legislative issues. Ann Med Surg (Lond). 24, 61-64 (2017).
  8. Condé-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: Review of upcoming techniques. Plast Reconstr Surg Glob Open. 4 (9), e1017(2016).
  9. Dykstra, J. A., et al. Concise review: Fat and furious: Harnessing the full potential of adipose-derived stromal vascular fraction. Stem Cells Transl Med. 6 (4), 1096-1108 (2017).
  10. Aronowitz, J. A., Lockhart, R. A., Hakakian, C. S. Mechanical versus enzymatic isolation of stromal vascular fraction cells from adipose tissue. Springerplus. 4, 713(2015).
  11. Tonnard, P., et al. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plast Reconstr Surg. 132 (4), 1017-1026 (2013).
  12. Tiryaki, K. T., Cohen, S., Kocak, P., Canikyan Turkay, S., Hewett, S. In-vitro comparative examination of the effect of stromal vascular fraction isolated by mechanical and enzymatic methods on wound healing. Aesthet Surg J. 40 (11), 1232-1240 (2020).
  13. Sun, M., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel secretes angiogenic factors and enhances skin wound healing in a murine model. Biomed Res Int. 2017, 3105780(2017).
  14. Chen, L., et al. Autologous nanofat transplantation accelerates foot wound healing in diabetic rats. Regen Med. 14 (3), 231-241 (2019).
  15. Lin, Y. N., et al. Fat grafting for resurfacing an exposed implant in lower extremity: A case report. Medicine (Baltimore). 96 (48), e8901(2017).
  16. Deng, C., Wang, L., Feng, J., Lu, F. Treatment of human chronic wounds with autologous extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A STROBE-compliant study. Medicine (Baltimore). 97 (32), e11667(2018).
  17. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  18. Gonzalez, A. M., Lobocki, C., Kelly, C. P., Jackson, I. T. An alternative method for harvest and processing fat grafts: an in vitro study of cell viability and survival. Plast Reconstr Surg. 120 (1), 285-294 (2007).
  19. Kim, B. S., et al. In vivo evaluation of mechanically processed stromal vascular fraction in a chamber vascularized by an arteriovenous shunt. Pharmaceutics. 14 (2), 417(2022).
  20. Dryden, G. W., Boland, E., Yajnik, V., Williams, S. Comparison of stromal vascular fraction with or without a novel bioscaffold to fibrin glue in a porcine model of mechanically induced anorectal fistula. Inflamm Bowel Dis. 23 (11), 1962-1971 (2017).
  21. Mahoney, C. M., Imbarlina, C., Yates, C. C., Marra, K. G. Current therapeutic strategies for adipose tissue defects/repair using engineered biomaterials and biomolecule formulations. Front Pharmacol. 9, 507(2018).
  22. Li, Y., Meng, H., Liu, Y., Lee, B. P. Fibrin gel as an injectable biodegradable scaffold and cell carrier for tissue engineering. ScientificWorldJournal. 2015, 685690(2015).
  23. Malafaya, P. B., Silva, G. A., Reis, R. L. Natural-origin polymers as carriers and scaffolds for biomolecules and cell delivery in tissue engineering applications. Adv Drug Deliv Rev. 59 (4-5), 207-233 (2007).
  24. Jackson, M. R. Fibrin sealants in surgical practice: An overview. Am J Surg. 182 (2 Suppl), 1s-7s (2001).
  25. Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1451-H1460 (2005).
  26. Alharbi, Z., et al. Conventional vs. micro-fat harvesting: how fat harvesting technique affects tissue-engineering approaches using adipose tissue-derived stem/stromal cells. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 66 (9), 1271-1278 (2013).
  27. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  28. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  29. Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 21 (18), 4252-4260 (2017).
  30. Pallua, N., Kim, B. S. Microfat and lipoconcentrate for the treatment of facial scars. Clin Plast Surg. 47 (1), 139-145 (2020).
  31. Pallua, N., Grasys, J., Kim, B. S. Enhancement of progenitor cells by two-step centrifugation of emulsified lipoaspirates. Plast Reconstr Surg. 142 (1), 99-109 (2018).
  32. Lehnhardt, M., et al. Major and lethal complications of liposuction: a review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plast Reconstr Surg. 121 (6), 396e-403e (2008).
  33. Shoshani, O., et al. The effect of lidocaine and adrenaline on the viability of injected adipose tissue--an experimental study in nude mice. J Drugs Dermatol. 4 (3), 311-316 (2005).
  34. Girard, A. C., et al. New insights into lidocaine and adrenaline effects on human adipose stem cells. Aesthetic Plast Surg. 37 (1), 144-152 (2013).
  35. Grambow, F., et al. The impact of lidocaine on adipose-derived stem cells in human adipose tissue harvested by liposuction and used for lipotransfer. Int J Mol Sci. 21 (8), 2869(2020).
  36. Xiao, S., et al. Mechanical micronization of lipoaspirates combined with fractional CO2 laser for the treatment of hypertrophic scars. Plast Reconstr Surg. 151 (3), 549-559 (2023).
  37. Zhang, J., et al. Adipose tissue-derived pericytes for cartilage tissue engineering. Curr Stem Cell Res Ther. 12 (6), 513-521 (2017).
  38. Yao, Y., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A novel adipose tissue-derived injectable for stem cell therapy. Plast Reconstr Surg. 139 (4), 867-879 (2017).
  39. Williams, S. K., Touroo, J. S., Church, K. H., Hoying, J. B. Encapsulation of adipose stromal vascular fraction cells in alginate hydrogel spheroids using a direct-write three-dimensional printing system. Biores Open Access. 2 (6), 448-454 (2013).
  40. Denost, Q., et al. Colorectal wall regeneration resulting from the association of chitosan hydrogel and stromal vascular fraction from adipose tissue. J Biomed Mater Res A. 106 (2), 460-467 (2018).
  41. Nilforoushzadeh, M. A., et al. Engineered skin graft with stromal vascular fraction cells encapsulated in fibrin-collagen hydrogel: A clinical study for diabetic wound healing. J Tissue Eng Regen Med. 14 (3), 424-440 (2020).
  42. Lin, S. D., et al. Injected implant of uncultured stromal vascular fraction loaded onto a collagen gel: In vivo study of adipogenesis and long-term outcomes. Ann Plast Surg. 76 (Suppl 1), S108-S116 (2016).
  43. Lv, X., et al. Comparative efficacy of autologous stromal vascular fraction and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells combined with hyaluronic acid for the treatment of sheep osteoarthritis. Cell Transplant. 27 (7), 1111-1125 (2018).
  44. de Boer, M. T., Boonstra, E. A., Lisman, T., Porte, R. J. Role of fibrin sealants in liver surgery. Dig Surg. 29 (1), 54-61 (2012).
  45. Fuller, C. Reduction of intraoperative air leaks with Progel in pulmonary resection: a comprehensive review. J Cardiothorac Surg. 8, 90(2013).
  46. Ratnalingam, V., Eu, A. L., Ng, G. L., Taharin, R., John, E. Fibrin adhesive is better than sutures in pterygium surgery. Cornea. 29 (5), 485-489 (2010).
  47. Sierra, D. H. Fibrin sealant adhesive systems: a review of their chemistry, material properties and clinical applications. J Biomater Appl. 7 (4), 309-352 (1993).
  48. Rampersad, S. N. Multiple applications of Alamar Blue as an indicator of metabolic function and cellular health in cell viability bioassays. Sensors (Basel). 12 (9), 12347-12360 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Mechanische isolatievetweefselwondgenezingemulsieprotocolcentrifugatiemethoderesazurine assaycelviabiliteithistologische analyse
De combinatie van mechanisch geïsoleerde stromale vasculaire fractie en fibrinehydrogel: een verwerkingsprotocol
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.