Pseudomonas aeruginosa produceert de rhamnolipide biosurfactanten. Dunnelaagchromatografie detecteert en bepaalt het aandeel mono- en di-rhamnolipiden dat door elke stam wordt geproduceerd. Kwantificering van het totale aantal rhamnolipiden omvat het beoordelen van rhamnose-equivalenten die aanwezig zijn in deze biosurfactanten die worden geëxtraheerd uit de kweeksupernatanten met behulp van de orcinol-methode.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Detectie en kwantificering van mono-rhamnolipiden en di-rhamnolipiden geproduceerd door Pseudomonas aeruginosa
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De milieubacterie Pseudomonas aeruginosa is een opportunistische ziekteverwekker met een hoge antibioticaresistentie die een gevaar voor de gezondheid vormt. Deze bacterie produceert hoge niveaus van biosurfactanten, bekend als rhamnolipiden (RL), dit zijn moleculen met een aanzienlijke biotechnologische waarde, maar die ook in verband worden gebracht met virulentie-eigenschappen. In dit opzicht kan de detectie en kwantificering van RL nuttig zijn voor zowel biotechnologische toepassingen als biomedische onderzoeksprojecten. In dit artikel demonstreren we stap voor stap de techniek om de productie van de twee vormen van RL geproduceerd door P. aeruginosa te detecteren met behulp van dunne-laagchromatografie (TLC): mono-rhamnolipiden (mRL), moleculen gevormd door een dimeer van vetzuren (voornamelijk C10-C10) gekoppeld aan één rhamnosegroep, en di-rhamnolipiden (dRL), moleculen gevormd door een soortgelijk vetzuurdimeer gekoppeld aan twee rhamnosegroepen. Daarnaast presenteren we een methode om de totale hoeveelheid RL te meten op basis van de zure hydrolyse van deze biosurfactanten geëxtraheerd uit een P. aeruginosa cultuur supernatans en de daaropvolgende detectie van de concentratie van rhamnose die reageert met orcinol. De combinatie van beide technieken kan worden gebruikt om de geschatte concentratie van mRL en dRL geproduceerd door een specifieke stam te schatten, zoals hier geïllustreerd met de typestammen PAO1 (fylogroep 1), PA14 (fylogroep 2) en PA7 (fylogroep 3).
Inleiding
Pseudomonas aeruginosa is een omgevingsbacterie en een opportunistische ziekteverwekker die zeer zorgwekkend is vanwege de productie van virulentie-geassocieerde eigenschappen en de hoge antibioticaresistentie 1,2. Een kenmerkende secundaire metaboliet die door deze bacterie wordt geproduceerd, is de biosurfactant RL, die op een gecoördineerde manier wordt geproduceerd met verschillende virulentie-geassocieerde eigenschappen zoals het fenazine pyocyanine, een antibioticum met redoxactiviteit, en het protease elastase3. De tensioactieve en emulgerende eigenschappen van RL zijn geëxploiteerd in verschillende industriële toepassingen en worden momenteel gecommercialiseerd4.
De meeste P. aeruginosa-stammen, die behoren tot fylogroepen 1 en 2, produceren twee soorten RL: mRL, dat bestaat uit één rhamnosegroep die is gekoppeld aan een vetzuurdimeer dat voornamelijk uit 10 koolstofatomen bestaat, en dRL, dat een extra rhamnosegroep bevat die is gekoppeld aan de eerste rhamnose4 (zie figuur 1). Er is echter gemeld dat twee kleine P. aeruginosa fylogroepen (groepen 3 en 5) slechts mRL 5,6 produceren. De twee soorten RL bevatten een mengsel van vetzuurdimeren, die, zoals gezegd, voornamelijk C10-C10 zijn, maar er worden ook kleinere hoeveelheden moleculen geproduceerd die C12-C10, C12-C12 en C10-C12:1-dimeren bevatten. De karakterisering van de RL-congeneren geproduceerd door verschillende stammen met behulp van HPLC MS/MS is gerapporteerd 7,8. De methoden die in dit werk worden beschreven, kunnen alleen onderscheid maken tussen mRL en dRL, maar kunnen niet worden gebruikt voor de karakterisering van de RL-congeneren.
P. aeruginosa en sommige Burkholderia-soorten zijn natuurlijke producenten van RL9, maar de eerste bacterie is de meest efficiënte producent. Commercieel gebruikte RL wordt momenteel echter geproduceerd in Pseudomonas putida KT2440-derivaten die P. aeruginosa-genen tot expressie brengen om het gebruik van deze opportunistische ziekteverwekker te vermijden10,11. De detectie en kwantificering van RL geproduceerd door P. aeruginosa zijn van groot belang voor het bestuderen van de moleculaire mechanismen die betrokken zijn bij de expressie van virulentiegerelateerde eigenschappen12, voor de karakterisering van stammen die behoren tot clades 3 of 513, en voor het construeren van P. aeruginosa-derivaten die deze biosurfactanten overproduceren terwijl ze de virulentie verminderen14. De productie van biosurfactanten door verschillende micro-organismen is gedetecteerd op basis van enkele algemene kenmerken van deze verbindingen, zoals de collapsdruppelmethode of emulgeringsindex15, maar deze methoden zijn noch nauwkeurig, noch specifiek16.
Hier beschrijven we het protocol om mRL en dRL te detecteren met behulp van de vloeistofextractie van totaal RL uit de kweeksupernatanten van verschillende P. aeruginosa-type stammen en de scheiding van beide typen RL met behulp van TLC. Bij deze methode wordt de RL die uit het cultuursupernatans wordt geëxtraheerd, gescheiden door hun differentiële oplosbaarheid in de oplosmiddelen die voor TLC worden gebruikt, waardoor differentiële migratie op de silicagelplaat ontstaat. mRL heeft dus een snellere migratie dan dRL en ze kunnen worden gedetecteerd als afzonderlijke vlekken wanneer de platen worden gedroogd en gekleurd met α-naftol.
De hier beschreven methode voor het detecteren van mRL en dRL door TLC is gebaseerd op een eerder gepubliceerd artikel17, dat eenvoudig uit te voeren is en geen dure apparatuur vereist. Deze methode is nuttig geweest voor het detecteren van RL in verschillende P. aeruginosa-isolaten 13 met behulp van geschikte controles, zoals een van P. aeruginosa afgeleide mutant die geen RL kan produceren. Het is echter niet de voorkeursmethode voor het karakteriseren van nieuwe biosurfactanten geproduceerd door andere bacteriën dan Pseudomonas aeruginosa vanwege het gebrek aan specificiteit.
Daarnaast wordt een methode gepresenteerd voor het kwantificeren van de rhamnose-equivalenten van de totale RL geëxtraheerd uit een P. aeruginosa-cultuursupernatans . Deze methode kwantificeert deze biosurfactanten op basis van de reactie van orcinol met reductieve suikers, wat resulteert in een product dat spectrofotometrisch kan worden gemeten bij 421 nm, zoals eerder beschreven18. Aangezien de reactie met orcinol niet specifiek is voor rhamnose, is het belangrijk om deze methode uit te voeren met RL geëxtraheerd uit het cultuursupernatans dat geen significante hoeveelheden andere suikerhoudende moleculen, zoals lipopolysacchariden (LPS), bevat. Een aangezuurd chloroform/methanolmengsel wordt hier gebruikt voor vloeibare extractie van RL18, maar ethylacetaat kan ook worden gebruikt, en vastefase-extractie (SPE) levert zeer goede resultaten op19. De hier beschreven orcinol-methode vereist geen geavanceerde apparatuur en kan betrouwbare resultaten opleveren als deze met speciale zorg wordt uitgevoerd bij het voorbereiden van de geanalyseerde monsters, zoals besproken. Om een goede monstervoorbereiding te garanderen, is het belangrijk om een Pseudomonas aeruginosa rhlA-mutant die geen RL20 kan produceren, op te nemen en om voor elke bepaling drie biologische en drie technische replicaten uit te voeren.
Er is aanzienlijke controverse geweest in de literatuur 16,21 met betrekking tot RL-bepaling door de orcinol-methode, waarbij sommige studies suggereren dat de RL-productie wordt overschat en dat de test niet specifiek is voor rhamnose, waardoor mogelijk andere suikers worden gedetecteerd. We tonen hier echter aan dat de beschreven methoden onder de juiste omstandigheden nauwkeurig en specifiek kunnen zijn. Bovendien maken we voor vergelijking met de procedures die in dit artikel worden beschreven, gebruik van UPLC-MS/MS-detectie van een dRL-standaard en tonen we aan dat vergelijkbare resultaten worden verkregen met de orcinol-methode. Het gedetailleerde protocol voor het kwantificeren van RL met behulp van deze methode is opgenomen in aanvullend bestand 1.
Deze protocollen worden geïllustreerd met behulp van de typestammen PAO1 (fylogroep 1), PA14 (fylogroep 2) en PA7 (fylogroep 3). Deze stammen zijn gekozen omdat ze goed gekarakteriseerd zijn en verschillende RL-profielen produceren.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Deze procedure is geschematiseerd in aanvullende figuur 1. De reagentia en apparatuur die voor het onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.
1. Detectie van mRL en dRL in kweeksupernatanten van P. aeruginosa met behulp van TLC
- Begin met de gecentrifugeerde bouillon van de P . aeruginosa-stam van belang, gekweekt in vloeibaar medium gedurende 24 uur (om de stationaire groeifase te bereiken waarin RL wordt geproduceerd). Meestal bevatten deze culturen 1 x 109 bacteriën per ml.
- Pas de pH van de cultuur aan op 2 met behulp van geconcentreerd HCl.
- Doe 5 ml van het aangezuurde cultuursupernatans in een buis van 50 ml polypropyleen en voeg 5 ml van een 2:1 chloroform: methanolmengsel toe.
- Schud de buis drie keer door inversie, telkens gedurende 10 s, en laat de buis 2 minuten zonder inversie tussen elke beweging.
- Laat de buis ongeveer 3 uur onbewogen staan totdat de twee fasen zijn gescheiden, of centrifugeer de buis gedurende 10 minuten op 3.000 x g bij 4 °C.
- Breng de organische fase (onderlaag) over in een schone buis en laat de buis in een afzuigkap staan tot er droogheid optreedt.
- Herhaal het proces vanaf stap 1.3 en doe de organische fase van de tweede chloroform: methanolextractie, in de buis die bij de eerste extractie is gebruikt.
- Verdamp de organische fase tot er 1 ml of 1,5 ml over is. Breng dit volume over in een centrifugebuis van 1,5 ml en verdamp het oplosmiddel een nacht tot het droog is.
- Voeg 50 μL methanol toe aan de gedroogde buis om RL te resuspenderen.
- Voer dunnelaagchromatografie uit op silicagelplaten.
NOTITIE: De grootte van de TLC-plaat moet worden gesneden op basis van het aantal monsters dat zal worden geanalyseerd. Elk monster moet op 1,5 cm worden aangebracht en het toepassingspunt moet zich op 1 cm van de rand van de plaat bevinden (teken een horizontale lijn met een potlood). - Breng 5 μl van elk monster aan met behulp van een micropipet van 10 μl.
- De TLC vloeibare fase bestaat uit een 65:15:2 mengsel van chloroform: methanol: azijnzuur. Om 35 ml van dit mengsel te bereiden, mengt u 26 ml chloroform, 6 ml methanol en 0,8 ml van een 20% stockoplossing van azijnzuur. Meng deze oplosmiddelen en plaats ze minstens 10 minuten in de gesloten TLC-kamer voordat u met de chromatografie begint, zodat de atmosfeer verzadigd is met de vluchtige oplosmiddelen.
- Plaats de TLC-plaat in de kamer en vermijd contact met het punt waar de monsters zijn aangebracht.
- Sluit de kamer en laat de TLC staan tot het oplosmiddel 1 cm voor de rand van de plaat bereikt. Verwijder nu de plaat en laat deze drogen (een luchtstroom kan worden toegepast om het proces te versnellen).
- Bereid een oplossing van α-naftol door 5 g van deze verbinding op te lossen in 33 ml ethanol. Eenmaal opgelost, voeg 127,5 ml ethanol, 12,6 ml water en 20,5 ml koude H2SO4 toe.
- Om de aanwezigheid van mRL en dRL te detecteren, spuit u de α-naftoloplossing op de plaat in de afzuigkap en plaatst u de gespoten plaat enkele minuten in een oven op 85 °C totdat de roze markering van RL zichtbaar is.
- Gebruik een afbeelding van de TLC om het aandeel mono- en di-RL in elk monster te berekenen met behulp van software die de dichtheid van elke plek detecteert.
2. Kwantificering van de totale hoeveelheid RL voor het meten van de rhamnose-equivalenten in de biosurfactant
- Plaats 1,2 ml van een stationaire fasecultuur (gekweekt gedurende 24 uur) in een centrifugebuis van 1,5 ml en centrifugeer gedurende 3 minuten bij 3.000 x g bij 4 °C. Vang het supernatans op in een schone buis.
- Breng 333 μL over in een schone buis (voer deze stap in drievoud uit) en voeg 1 ml ether toe.
- Meng krachtig in een draaikolk gedurende 30 s. Herhaal deze procedure met één buisje per keer.
- Centrifugeer gedurende 2 minuten bij 3.000 x g bij 4 °C. Verzamel de organische fase (bovenste fase), doe deze in een schone buis en laat deze open in de afzuigkap totdat deze droog is.
- Herhaal de extractie met ether zoals beschreven in stap 2.2. Herhaal stap 2.3 en 2.4.
- Eenmaal volledig gedroogd, voeg je 1 ml water toe aan elke buis. Laat de buizen 12 uur staan om de RL te laten hydrateren en schud vervolgens krachtig in de draaikolk.
- Leg een schone kolf 5 minuten in ijs (want het is een exotherme reactie). Bereid een oplossing van 60% H2SO4 (bescherm de kolf tegen licht).
- Bereid in een schone tube een 1,6% orcinoloplossing in gedestilleerd water. Om het orcinolreagens te bereiden, mengt u 4,4 ml van de 60% H2SO4-oplossing met 0,6 ml van de 1,6% orcinol-oplossing.
- Bereken het uiteindelijke volume van het benodigde orcinolreagens. Voeg 900 μl van dit reagens toe aan elk monster en aan elke concentratie van de kalibratiecurve, met behulp van verschillende rhamnoseconcentraties (doorgaans worden 9 concentraties rhamnose gebruikt in het bereik van 1 μg/ml tot 9 μg/ml), en één met 100 μl water, en zorg ervoor dat alles in drievoud wordt uitgevoerd.
- Voeg 100 μL van elk RL-monster toe aan 900 μL van het orcinolreagens in een glazen buis en meng de twee oplossingen.
- Incubeer gedurende 30 minuten in een voorverwarmd waterbad tot 80 °C.
- Laat de buizen afkoelen tot kamertemperatuur.
- Lees de extinctie van de monsters en de kalibratiecurve af bij 421 nm met behulp van een kwartscel.
- Bereken de concentratie van rhamnose in elk monster door de extinctie op de kalibratiecurve te interpoleren en rekening te houden met het volume dat voor de bepaling is gebruikt.
- Om de μM-concentratie te berekenen, deelt u de verkregen concentratie in μg/ml door 182.2 (het molecuulgewicht van rhamnose) en vermenigvuldigt u dit met 1000.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
In dit artikel werden drie verschillende stammen van het P. aeruginosa-type gebruikt om drie fylogroepen te vertegenwoordigen, elk met verschillende RL-productieniveaus en verhoudingen van mRL en dRL. Deze stammen omvatten PAO1 (een wondisolaat uit Australië, 195522), PA14 (een plantenisolaat uit de VS, 197723) en PA7 (een klinisch isolaat uit Argentinië, 201024). Als negatieve controle werd de PAO1 rhlA-mutant gebruikt, die niet in staat is...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De meest nauwkeurige methode voor het detecteren en kwantificeren van RL is HPLC in combinatie met massaspectrometrie (MS)7,8,27; Het vereist echter gespecialiseerde en dure apparatuur die voor veel onderzoekers misschien niet toegankelijk is. De hier beschreven methoden kunnen routinematig worden uitgevoerd met basislaboratoriummaterialen en -apparatuur om RL-concentraties te detecteren en te schatten, maar ze hebben enkele bep...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflict bekend te maken.
Dankbetuigingen
Het laboratorium van GSCh wordt gedeeltelijk ondersteund door subsidie IN201222 van Programa de Apoyo a Proyectos de Investigación e Innovación Tecnológica (PAPIIT), Dirección General de Asuntos del Personal Académico -UNAM.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 1-NAPHTHOL | SIGMA-ALDRICH | 70442 | |
| AZijnzuur | J.T. BAKER | 9508-02 | |
| CENTRIFUGE | Voor het centrifugeren van buizen van 1,5 mL en 50 mL | ||
| CHLOROFORM | J.T. BAKER | 9180-02 | |
| DROOGON | |||
| ETHER | J.T. BAKER | 9244-02 | |
| GLASNPIPET | SIGMA-ALDRICH | CLS706510 | |
| ZALZUUR | J.T. BAKER | 5622-02 | |
| LB | |||
| L-RHAMNOSE MONOHYDRATE | SIGMA-ALDRICH | R-3875 | |
| METHANOL | J.T. BAKER | 9049-02 | |
| ORCINOL MONOHYDRATE | SIGMA-ALDRICH | O1875 | |
| PPGAS Broth | Tris HCL (0.12M), Kaliumchloride (0.02M) Ammoniumchloride (0.02M), Peptone (1%), pH 7,4 Geautoclaveerd. Voeg Glucose (5%) en Magnesiumsulfaat (0.0016M) toe | ||
| QUARTZ CELL (CUVETTE) | SIGMA-ALDRICH | Z276669 | |
| RECTANGULAIRE TLC-ONTWIKKELINGSTAND | FISHER SCIENTIFIC | K4161801020 | |
| RHAMNOLIPIDES | SIGMA-ALDRICH | R-90 | |
| SPECTROFOTOMETER | VIS | ||
| SPRAYAPPARAAT | SIGMA-ALDRICH | Z529710-1EA | |
| ZWAZUREZUUR | J.T. BAKER | 9681-02 | |
| TES BUIZEN 5mL | CORNING | 352002 | |
| TLC SILICA GEL 60 F254 | MERCK | 1.05554.0001 | |
| WATERBAAD | > 80 °C |
Referenties
- Moradali, M. F., Ghods, S., Rehm, B. H. A. Pseudomonas aeruginosa lifestyle: A paradigm for adaptation, survival, and persistence. Frontiers in Cell Infection and Microbiology. 7, 1-29 (2017).
- Gellatly, S. L., Hancock, R. E. W. Pseudomonas aeruginosa: New insights into pathogenesis and host defenses. Pathogens and Disease. 67 (3), 159-173 (2013).
- Williams, P., Cámara, M. Quorum sensing and environmental adaptation in Pseudomonas aeruginosa: a tale of regulatory networks and multifunctional signal molecules. Current Opinion in Microbiology. 12 (2), 182-191 (2009).
- Soberón-Chávez, G., González-Valdez, A., Soto-Aceves, M. P., Cocotl-Yañez, M. Rhamnolipids produced by Pseudomonas: From molecular genetics to the market. Microbial Biotechnology (MBT). 14 (1), 136-146 (2021).
- Freschi, L., et al. The Pseudomonas aeruginosa pan-genome provides new insights on its population structure, horizontal gene transfer, and pathogenicity. Genome Biology and Evolution. 11 (1), 109-120 (2019).
- Quiroz-Morales, S. E., García-Reyes, S., Ponce-Soto, G. Y., Servin-Gonzalez, L. Tracking the origins of Pseudomonas aeruginosa phylogroups by diversity and evolutionary analysis of important pathogenic marker genes. Diversity. 14 (5), 345(2022).
- Déziel, E., et al. Liquid chromatography/mass spectrometry analysis of mixtures of rhamnolipids produced by Paeudomonas aeruginosa strain 57RP grown on mannitol or naphthalene. Biochemistry and Biophysic Acta. 1440 (2-3), 244-252 (1999).
- Abdel-Mawgoud, A. M., Lépine, F., Déziel, E. Rhamnolipids: Diversity of structures, microbial origins, and roles. Applied Microbiology and Biotechnology. 86 (5), 1323-1336 (2010).
- Toribio, J., Escalante, A. E., Soberón-Chávez, G. Production of rhamnolipids in bacteria other than Pseudomonas aeruginosa. European Journal of Lipid Science and Technology. 112, 1082-1087 (2010).
- Filbig, M., et al. Metabolic and process engineering on the edge-Rhamnolipids are a true challenge: A review. Biosurfactants. Foundations and Frontiers in Enzymology. Soberón-Chávez, G., et al. , Academic Press. New York. Chapter 8 157-181 (2023).
- Noll, P., et al. Limits for sustainable biosurfactant production: Techno-economic and environmental assessment of a rhamnolipid production process. Bioresource Technology. 25, 101767(2024).
- García-Reyes, S., Cocotl-Yañez, M., González-Valdez, A., Servín-González, L., Soberón Chávez, G. The PqsR-independent quorum-sensing response of Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027 outlier-strain reveals new insights on the PqsE effect on RhlR activity. Molecular Microbiology. 116 (4), 1113-1123 (2021).
- Grosso-Becerra, M. V., et al. Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027 is a non-virulent strain suitable for mono-rhamnolipids production. Applied Microbiology and Biotechnology. 100 (23), 9995-10004 (2016).
- Gutiérrez-Gómez, U., Soto-Aceves, M. P., Servín-González, L., Soberón-Chávez, G. Overproduction of rhamnolipids in Pseudomonas aeruginosa PA14 by redirection of the carbon flux from polyhydroxyalcanoate synthesis and overexpression of the rhlAB-R operon. Biotechnology Letters. 40 (11), 1561-1566 (2018).
- Zibek, S., Soberón-Chávez, G. Overview on glycosylated lipids produced by bacteria and fungi: Rhamno-, Sophoro-, Mannosylerythritol and Cellobiose Lipids. Biosurfactants for a Biobased. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. Hausmann, R., Henkel, M. , Springer. Berlin, Heidelberg. Chapter 4 181(2022).
- Twigg, M. S., et al. Microbial biosurfactant research: time to improve the rigour in the reporting of synthesis, functional characterization and process development. Microbial Biotechnology. 14 (1), 147-170 (2021).
- Matsuyama, T., Sogawa, M., Yano, I. Direct colony thin layer chromatography and rapid characterization of Serratia marscescens wetting agents. Applied and Environmental Microbiology. 53 (5), 1186-1188 (1987).
- Chandrasekaran, E. V., Bemiller, J. N. Constituent analyses of glycosaminoglycans. Methods on Carbohydrate Chemistry. 8, 89-96 (1980).
- Behrens, B., Engelen, J., Tiso, T., Blank, L. M., Hayen, H. Characterization of rhamnolipids by liquid chromatography/mass spectrometry after solid-phase extraction. Analytic and Bioanalytic Chemistry. 408 (10), 2505-2514 (2016).
- Rahim, R., et al. Cloning and functional characterization of the Pseudomonas aeruginosa rhlC gene that encodes rhamnosyltransferase 2, an enzyme responsible for di-rhamnolipid biosynthesis. Molecular Microbiology. 40 (3), 708-718 (2001).
- Irorere, V. U., Tripathi, L., Marchant, R., McClean, S., Banat, I. M. Microbial rhamnolipid production: A critical re-evaluation of published data and suggested future publication criteria. Applied Microbiology and Biotechnology. 101 (10), 3941-3951 (2017).
- Holloway, B. W. Genetic Recombination in Pseudomonas aeruginosa. Journal of General Microbiology. 13 (3), 572-581 (1955).
- Mathee, K. Forensic investigaction into the origin of Pseudomonas aeruginosa PA14-old but not lost. Journal of Medical Microbiology. 67 (8), 1019-1021 (2018).
- Roy, P. H., et al. Complete genome sequence of the multiresistant taxonomic outlier Pseudomonas aeruginosa PA7. PLoS ONE. 5, e8842(2010).
- Zhang, Y., Miller, R. M. Enhanced octadecane dispersion and biodegradation by a Pseudomonas rhamnolipid surfactant (biosurfactant). Applied and Environmental Microbiology. 58 (10), 3276-3282 (1992).
- Miller, J. Experiments in Molecular Genetics. , Cold Spring Harbor Laboratory. New York. 352-355 (1992).
- Abdel-Mawgoud, A. M., Lépine, F., Déziel, E. Liquid chromatography/mass spectrometry for the identification and quantification of rhamnolipids. Pseudomonas Methods and Protocols. 30, 359-373 (2014).
- Lee, D. G., et al. Genomic analysis reveals that Pseudomonas aeruginosa virulence is combinatorial. Genome Biology. 7 (10), 90(2006).
- Kubicki, S., et al. A straightforward assay for screening and quantification of biosurfactants in microbial culture supernatants. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 958(2020).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
