Methodenartikel

Het induceren van langdurige plasticiteit van intrinsieke neuronale prikkelbaarheid in neuronen van de dorsale laterale geniculate nucleus

951 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65950

⸱

20 september 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Unité de Neurobiologie des canaux Ioniques et de la Synapse (UNIS), UMR1072, INSERM, Aix-Marseille University

In dit artikel

Samenvatting

Hier beschrijven we een protocol voor het induceren van langetermijn plasticiteit van neuronale intrinsieke prikkelbaarheid in relaisneuronen van de dorsale laterale geniculate kern, bewaard in ex vivo hersensneden.

Samenvatting

De dorsale laterale geniculate kern (dLGN) wordt al lang beschouwd als een basisrelais voor visuele informatie die van de retina naar corticale gebieden reist, maar recente bevindingen suggereren een grotendeels onderschatte functionele plasticiteit van dLGN-hoofdcellen. De cellulaire mechanismen die deze veranderingen ondersteunen, zijn echter niet volledig onderzocht. Hier rapporteren we een protocol om langdurige potentiëring van intrinsieke neuronale exciteerbaarheid (LTP-IE) te induceren in dorsale dLGN-relaiscellen van acute herfsnedingen van jonge ratten. Intrinsieke plasticiteit wordt over het algemeen parallel geïnduceerd met synaptische plasticiteit. Bij dLGN-neuronen wordt LTP-IE echter op betrouwbare wijze geïnduceerd door spiking-activiteit met een frequentie van 40 Hz gedurende 10 min. LTP-IE in dLGN-relaisneuronen is langdurig omdat het tot 40 min na het inductieprotocol kan worden gevolgd. Kortom, de resultaten van deze studie leveren het eerste bewijs voor de inductie van intrinsieke plasticiteit in dLGN-relaiscellen en wijzen zo verder op de rol van thalamusneuronen in activiteitsafhankelijke visuele plasticiteit.

Inleiding

Het algemene doel van dit methodepapper is om een eenvoudige manier te bieden om langdurige plasticiteit van neuronale excitabiliteit in visuele thalamische neuronen van de rat in vitro te induceren, met behulp van de standaard stroomklemmodus van de patch clamp-techniek1,2. De reden achter de ontwikkeling van deze techniek is zijn eenvoud en reproduceerbaarheid. Het voordeel ten opzichte van alternatieve technieken, zoals stimulatie van synaptische inputs, gepaard of niet gepaard met postsynaptische actiepotentialen met een bepaalde timing, is de betrouwbaarheid ervan.

Plasticiteit in het visuele systeem wordt traditioneel geacht uitsluitend te worden uitgedrukt op corticaal niveau, terwijl de dorsale laterale geniculate kern (dLGN), een primaire ontvangende structuur van retinale inputs op thalamisch niveau, traditioneel wordt beschouwd als een relais van visuele informatie3. Deze eerste conclusie is echter in twijfel getrokken door recente werken die aangeven dat deze simplistische opvatting niet langer geldt4,5,6. Bijvoorbeeld, functionele tekorten in visuele respons worden al waargenomen bij amblyopische patiënten in het stadium van de LGN7. Bovendien ontvangt een groot deel van de dLGN-relaisneuronen in een bepaald monoculair territorium inputs van elk oog, wat wijst op potentiële binoculariteit voor een groot deel van de dLGN-neuronen8,9,10. Bovendien veroorzaakt monoculaire deprivatie een significante verschuiving in oculaire dominantie in dLGN-neuronen5,11,12.

Onder de mechanismen van functionele plasticiteit die kunnen optreden in verschuiving van oculaire dominantie, is plasticiteit van intrinsieke neuronale excitabiliteit een potentiële kandidaat. Inderdaad, veel hersengebieden, inclusief visuele gebieden, vertonen intrinsieke plasticiteit na verschillende gedragstaken13,14. Langetermijnintrinsieke plasticiteit is gemeld in centrale neuronen na stimulatie van afferente glutamaatinputs15,16,17,18, spikingactiviteit19,20, sensorische stimulatie21 of na activiteit of sensorische deprivatie20,22,23. Hier beschrijven we een protocol dat de inductie van langetermijnpotentiëring van intrinsieke excitabiliteit (LTP-IE) in dLGN-relaisneuronen mogelijk maakt na spikingactiviteit met een frequentie van 40 Hz. De frequentie van 40 Hz komt overeen met een frequentie die wordt waargenomen in de meeste dLGN-neuronen in vivo bij visuele stimulatie24,25.

Protocol

Alle experimenten werden uitgevoerd volgens de Europese en Institutionele richtlijnen (Richtlijn 86/609/EEG van de Raad en Frans Nationaal Onderzoekscomité) en goedgekeurd door de lokale gezondheidsautoriteit (Veterinaire Diensten, Préfecture des Bouches-du-Rhône, Marseille).

1. Dieren

  1. Voer experimenten uit met 19-25 dagen oude Long Evans ratten van beide geslachten (met een gewicht tussen de 50-90 g).
  2. Huis de dieren in conventionele plastic kooien, samen met hun moeder en hun nestgenoot. Houd de temperatuur constant met een 12 uur licht/donkercyclus en ad libitum toegang tot water en voedsel.

2. Acute plakjes van ratten dLGN

  1. Bereid snij-/herstel- en extracellulaire opnameoplossingen voor.
    1. Om de snij-/hersteloplossing te bereiden, meng 92 mM n-methyl-D-glutamine, 30 mM NaHCO3, 25 mM D-glucose, 10 mM MgCl2, 2,5 mM KCl, 0,5 mM CaCl2, 1,2 mM NaH2PO4, 20 mM Hepes, 5 mM natriumascorbaat en 3 mM natriumpyruvaat en doorbubbel met 95% O2-5% CO2 (pH 7,4). Houd de snijoplossing koud tijdens de snijproceduur.
    2. Bereid de opnameoplossing (kunstmatige hersenvocht, ACSF) voor door 125 mM NaCl, 26 mM NaHCO3, 2 mM CaCl2, 2,5 mM KCl, 2 mM MgCl2, 0,8 mM NaH2PO4 en 10 mM D-glucose te mengen en deze permanent te mengen met 95% O2-5% CO2.
  2. Bereid de dissectiegereedschappen en twee ijsplatforms voor (Figuur 1A).
  3. Doe ijs in de buitentank en vul de snijdkamer van de vibratome met een ijskoude snijoplossing (Figuur 1B).
  4. Anesthesiseer jonge Long Evans rat (leeftijd: P19-P25) diep met isofluraan (5%). Nadat bevestigd is dat het dier diep anesthetiseerd is (door stevig vast te knijpen in de voet zonder reactie), euthaniseer het dier door onthoofding met een schaar of een guillotine (afhankelijk van de leeftijd/grootte van het dier) ter hoogte van de medulla. Plaats het hoofd op het eerste ijsplatform en bevochtig het geïsoleerde weefsel elke 10 s met de geoxideerde ijskoude snijojoplossing.
    OPMERKING: Anesthesie- en euthanasieverslagen moeten worden uitgevoerd in een aparte ruimte van de dierfaciliteit.
  5. Snijd de schedel in caudale richting en snijd met kleine schaars de schedel bilateraal. Open met stompe pincetten de schedel en trek snel de hersenen uit de schedel met een spatel en leg deze op het tweede ijsplatform.
    OPMERKING: De tijd mag niet langer zijn dan 2 min vanaf de onthoofding tot het extractie van de hersenen.
  6. Maak 2 sneden in het frontale vlak van de hersenen over de hele hersenen; de eerste om het voorste deel van de cortex en de reukbollen te verwijderen (zie Figuur 1C) en de tweede ter hoogte van de inferieure colliculus om het achterste deel van de cortex en de cerebellum te verwijderen.
  7. Lijm de hersenblokken op de plaat van de vibratome met de rostrale kant omhoog (zie Figuur 1D,E). Bevochtig de hersenen regelmatig (elke 10 s) tijdens het hele proces totdat deze ondergedompeld zijn in de snijdkamer van de vibratome.
  8. Maak 350 µm dunne plakken met de vibratome die de dLGN bevatten (Figuur 1G). Verwijder de cortex en de hippocampus van de middenhersenen met een potlood door voorzichtig aan deze structuren te trekken.
  9. Zuig de plakken op met een gebroken Pasteurpijpje verbonden aan een flexibele rubberen zuiger (Figuur 1H).
  10. Laat de plakken 20-30 min herstellen in de hersteloplossing (Figuur 1I).

3. Whole-cell patch-clamp elektrofysiologie

OPMERKING: Gebruik voor whole-cell patch-clamp opnames van dLGN-relaisneuronen een specifieke patch-clamp versterker.

  1. Zet de pompen van de rig aan om de extracellulaire opnamezouten (zie samenstelling in stap 2.1) te laten circuleren in de opnamekamer.
  2. Bereid de intracellulaire oplossing voor door 120 mM K-gluconaat, 20 mM KCl, 10 mM Hepes, 0,5 mM EGTA, 2 mM MgCl2, 2 mM Na2ATP en 0,3 mM NaGTP (pH 7,4) te mengen.
    OPMERKING: De intracellulaire oplossing kan van tevoren worden bereid en ingevroren worden bewaard bij -80°C. Wanneer ontdooid, wordt de oplossing bij 4°C bewaard.
  3. Voeg de GABAA kanaalblokker, picrotoxine (100 µM uiteindelijke concentratie), en de ionotropische glutamaatreceptorantagonist, kynurenine (2 mM, uiteindelijke concentratie), toe aan de extracellulaire zoutoplossing.
  4. Breng de plak over naar een ondergedompelde kamer gemonteerd op een rechtopstaande microscoop. De kamer wordt temperatuurgestuurd op 30°C en continu geperfundeerd met geëquilibreerd aCSF.
  5. Plaats de U-vormige platinadraad op de plak en positioneer de plak om de dLGN te visualiseren (Figuur 2A).
  6. Bereid patchpijpjes van

Resultaten

dLGN-neuronen werden geregistreerd in een whole-cell configuratie, en LTP-IE werd geïnduceerd door actiepotentiaalvuren bij 40 Hz gedurende 10 min in aanwezigheid van ionotrope glutamaat- en GABA-receptorantagonisten (Figuur 3A). Een drievoudige toename in het aantal actiepotentialen werd waargenomen 20-30 min na de inductie (Figuur 3B) zonder enige verandering in de inputweerstand, Rin (Figuur 3C). Dit protocol induceerde betrouwbaar LTP-IE in dLGN-neuronen (Figuur 3D)26. Deze resultaten tonen aan dat het hier beschreven protocol efficiënt is voor het induceren van langdurige plasticiteit van de neuronale exciteerbaarheid in dLGN-neuronen in vitro.

Weefselpreparatie en sectie voor microscopie; opstelling microtoom en snijden in uitvoering; experimentele stappen.
Figuur 1: Methode voor het verkrijgen van hersensecties die de dLGN bevatten. (A) Benodigde instrumenten voor het extraheren van de hersenen. (B) Snijapparaat. (C) Snijden van de hersenen in frontale vlakken. (D) Lijm op de plaat. (E) Plaatsing van de hersenen op de plaat. (F) Hersenen vastgelijmd op de plaat. (G) Snijden. (H) Ontnemen van de sectie. (J) Secties in de hersteloplossing. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Microscoopopname van muis dLGN en vLGN, cellulair detail. Schaalbalken: 150 µm, 10 µm.
Figuur 2: Beeld van de coupeschnitt met de dLGN en visualisatie van neuronen onder de microscoop. (A) Globaal overzicht met een 4x objectief van de coupe met de dLGN en de vLGN, geïmmobiliseerd in de registratiekamer met een nylon draad. (B) Beeld met een 40x objectief van dLGN-neuronen in de contralaterale regio van de dLGN, aangegeven door het gestippelde rechthoekje in paneel A. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Elektrofysiologische resultaten in dLGN die AP-veranderingen tonen; grafiek en data-analyse van de neuronale respons.
Figuur 3: Inductie van LTP-IE in een dLGN-neuron. (A) Opstelling voor registratie en inductiestimulus. De stimulus die werd gebruikt voor de inductie van LTP-IE bestond uit 15 pulsen van ~1 nA om bij elke depolariserende stroompuls een actiepotentiaal op te wekken. (B) Tijdverloop van LTP-IE. Boven: representatieve traces vóór (zwart) en na (rood) de inductie van LTP-IE. Onder: tijdverloop van het genormaliseerde aantal actiepotentialen per depolariserende puls als functie van de tijd. Let op het verhoogde aantal spikes dat gedurende >40 min geen daling vertoont. (C) Stabiliteit van de inputweerstand. Afbuiging van het potentiaal geïnduceerd door een negatieve stroomstap vóór (zwart) en na (rood) de inductie van LTP-IE. De inputweerstand wordt gemeten bij een vaste latentie (gesymboliseerd door *). (D) Links: groepsgegevens van 8 dLGN-neuronen die de reproduceerbaarheid van LTP-IE tonen. Rechts: groepsgegevens van 8 dLGN-neuronen die het gebrek aan verandering in Rin tonen. Paneel B is hergebruikt met toestemming van Duménieu et al.26. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Aanvullend bestand 1: Igor LTP-IE analyse. Klik hier om dit bestand te downloaden.

Discussie

We rapporteren hier de inductie van LTP-IE in dLGN-neuronen die in leven worden gehouden in acute hersensnedes door stimulatie van het opgenomen neuron om actiepotentialen op te roepen met een frequentie van 40 Hz gedurende 10 minuten. Dit protocol is eenvoudig te implementeren in elk neurofysiologisch lab, omdat het een minimaal aantal apparatuur vereist (snijder, microscoop, 1 versterker, 1 acquisitiekaart en computer). Echter, er moeten een paar cruciale stappen worden gerespecteerd om waardevolle gegevens te verzamelen. De eerste cruciale stap binnen het protocol is de kwaliteit van het hersenweefsel. Een gezonde thalamussnede bevat veel neuronen van het oppervlak tot het midden van de snede (~150 µm). Gezonde neuronen zien er enigszins opgezwollen uit, terwijl stervende neuronen meestal verschrompeld zijn. De tweede cruciale stap is de stabiliteit van de opname tijdens de basislijn. Het aantal actiepotentialen zou stabiel moeten zijn zonder enige run-up of run-down. Bovendien mag de invoerweerstand, getest met een korte puls van hyperpolariserende stroom, geen verandering van meer dan 10% vertonen. Ten slotte moet de holding-stroom stabiel zijn binnen +/- 10 pA. Dit inductieprotocol is voor het eerst gebruikt om LTP-IE te induceren in visuele corticale neuronen19,20. We laten hier zien dat dit protocol ook intrinsieke potentiëring kan induceren in thalamische relaisneuronen van het visuele systeem26. De inductie van spikes met directe stroominjectie zou de stimulatie van de retinale input moeten nabootsen die normaal gesproken dLGN-neuronen aanstuurt, aangezien stimulatie van een enkele retinale vezel meestal een excitatorisch postsynaptisch potentiaal (EPSP) oproept die in staat is om een actiepotentiaal in dLGN-neuron te activeren27,28. De expressiemechanismen van LTP-IE in dLGN-neuronen zijn onderzocht in de originele publicatie26 en hebben aangetoond dat Kv1-kanalen worden gereguleerd na inductie van LTP-IE. Dus, de down-regulatie van Kv1-kanalen is verantwoordelijk voor zowel LTP-IE in fast-spiking corticale interneuronen16 en dLGN-neuronen26 en homeostatische plasticiteit in de CA3-regio29,30. De signaalroute verschilt echter, aangezien proteïnekinase A (PKA) betrokken is bij dLGN-neuronen, terwijl een belangrijke rol voor mTOR is voorgesteld in fast-spiking interneuronen.

Het huidige protocol levert reproduceerbare resultaten op in de experimentele omstandigheden die hier worden gebruikt: 3 mM Ca2+, 2 mM Mg2+, picrotoxine en kynurenate, 10 minuten stimulatie bij 40 Hz bij ratten van 19-25 dagen26. Inderdaad, gemiddeld genomen, stelt dit protocol een 2-voudige toename van de prikkelbaarheid mogelijk. De omvang van de verhoogde prikkelbaarheid neemt af met de duur van de stimulatie, de frequentie van de stimulatie of de leeftijd van het dier26. Voor het openen van de ogen kan geen LTP-IE worden waargenomen. De frequentie die wordt gebruikt om langdurige plasticiteit van intrinsieke neuronale prikkelbaarheid te induceren komt overeen met de gammaband van hersenoscillaties die bekend staan als de bindingfrequentie voor sensorische perceptie31 en om plasticiteit in het visuele systeem te bevorderen32.

Echter, als een lagere calciumconcentratie wordt gebruikt (d.w.z. 1,5 mM Ca2+) moet het protocol waarschijnlijk worden herzien, zoals eerder is aangetoond voor synaptische plasticiteit33. In dit geval zal de frequentie van de stimulatie waarschijnlijk moeten worden verhoogd naar 60-80 Hz. De invloed van GABA-receptorblokkers (picrotoxine of gabazine) die in het huidige protocol worden gebruikt op de inductie van LTP-IE wordt beperkt geacht, aangezien spikes worden opgewekt door directe stroominjectie. Niettemin, in de in vivo situatie waarin actiepotentialen worden opgewekt in dLGN-neuronen door retinale stimulatie, zou gerekruteerd GABAerge input34 waarschijnlijk de spike-drempel verhogen. Dus, sterkere retinale inputs zouden waarschijnlijk noodzakelijk zijn om LTP-IE in dLGN-neuronen te activeren. Echter, neuromodulatorsystemen die actief zijn tijdens opwinding, zoals orexine, kunnen de drempel verlagen35.

Inductie van langdurige intrinsieke plasticiteit in dLGN-relaisneuronen kan worden bereikt door visuele deprivatie, stimulatie van retinale inputs om actiepotentialen op te roepen of direct door actiepotentialen op te wekken door stroominjectie in de opgenomen neuronen26. Dit laatste protocol is verreweg de eenvoudigste methode omdat het snel kan worden geïmplementeerd en het biedt gelijkwaardige resultaten aan de synaptische simulatieprocedure26.

Dit protocol is getoond om LTP-IE te induceren in zowel visuele corticale piramidale neuronen19 als in thalamische relaisneuronen26. Het kan waarschijnlijk ook worden gebruikt om langdurige plasticiteit van neuronale prikkelbaarheid te induceren in andere subcorticale visuele kernen, inclusief de ventrale LGN (vLGN) of de superieure colliculus (SC).

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen belangenconflict.

Dankbetuigingen

Ondersteund door INSERM, CNRS (tot DD), AMU (tot MR), FRM (DVS20131228768 tot DD en DEQ20180839583 tot DD), NeuroSchool ("France 2030" programma via A*Midex (Initiative d'Excellence d'Aix-Marseille Université, AMX-19-IET-004) en ANR-financiering (ANR-17-EURE-0029 tot AW), en ANR (LoGiK, ANR-17-CE16-0022 tot DD, Plastinex, ANR-21-CE16-013 tot DD). Wij danken A Venture & K Milton voor uitstekende dierverzorging.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Automated vibrating blade microtomeLeicaVT-1200Svibratome/slicer
Borosilicate glass tubePhymepB-15086-10
Controller Typ VLuigs&NeumannTyp Vtemperatuurregelaar
Igor softwarewavemetricsanalysesoftware
Infrarood videomicroscopieOlympusXM-10 Camera
KynurenateMerk/SigmaK3375AMPA/NMDA receptoren blokker
Laag-ruis Data Acquisition SystemAxon - Molecular devicesDigidata 1440Aanaloog/digitaal interface
MicromanipulatorsLuigs&NeumannLN Mini25
Multiclamp 200BAxon - Molecular devicesN/APatch-clamp versterker
Multiclamp 700BAxon - Molecular devicesN/Apatch-clamp versterker
PC-100 pullerNarishigePC-100micropipet puller
PClamp10Axon - Molecular devicesN/Apatch-clamp opnamesoftware
PicrotoxinAbCamab120315GABAA receptoren blokker
Slice mini kamer Luigs&NeumannLN Chambre Slice mini I-IIOndergedompelde kamer
Staande microscoopOlympusBX51 WI

Referenties

  1. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  2. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annu Rev Physiol. 46, 455-472 (1984).
  3. Wiesel, T. N., Hubel, D. H. Effect of visual deprivation on morphology and physiology of cells in the cat's lateral geniculate body. J Neurophysiol. 26, 978-993 (1963).
  4. Sherman, S. M. The thalamus is more than just a relay. Curr Opin Neurobiol. 17 (4), 417-422 (2007).
  5. Rose, T., Bonhoeffer, T. Experience-dependent plasticity in the lateral geniculate nucleus. Curr Opin Neurobiol. 53, 22-28 (2018).
  6. Duménieu, M., Marquèze-Pouey, B., Russier, M., Debanne, D. Mechanisms of plasticity in subcortical visual areas. Cells. 10 (11), 3162(2021).
  7. Hess, R. F., Thompson, B., Gole, G., Mullen, K. T. Deficient responses from the lateral geniculate nucleus in humans with amblyopia. Eur J Neurosci. 29 (5), 1064-1070 (2009).
  8. Hammer, S., Monavarfeshani, A., Lemon, T., Su, J., Fox, M. A. Multiple retinal axons converge onto relay cells in the adult mouse thalamus. Cell Rep. 12 (10), 1575-1583 (2015).
  9. Morgan, J. L., Berger, D. R., Wetzel, A. W., Lichtman, J. W. The fuzzy logic of network connectivity in mouse visual thalamus. Cell. 165 (1), 192-206 (2016).
  10. Rompani, S. B., et al. Different modes of visual integration in the lateral geniculate nucleus revealed by single-cell-initiated transsynaptic tracing. Neuron. 93 (4), 767-776 (2017).
  11. Sommeijer, J. -P., et al. Thalamic inhibition regulates critical-period plasticity in visual cortex and thalamus. Nat Neurosci. 20 (12), 1715-1721 (2017).
  12. Jaepel, J., Hübener, M., Bonhoeffer, T., Rose, T. Lateral geniculate neurons projecting to primary visual cortex show ocular dominance plasticity in adult mice. Nat Neurosci. 20 (12), 1708-1714 (2017).
  13. Mozzachiodi, R., Byrne, J. H. More than synaptic plasticity: role of nonsynaptic plasticity in learning and memory. Trends Neurosci. 33 (1), 17-26 (2010).
  14. Debanne, D., Inglebert, Y., Russier, M. Plasticity of intrinsic neuronal excitability. Curr Opin Neurobiol. 54, 73-82 (2019).
  15. Sourdet, V., Russier, M., Daoudal, G., Ankri, N., Debanne, D. Long-term enhancement of neuronal excitability and temporal fidelity mediated by metabotropic glutamate receptor subtype 5. J Neurosci. 23 (32), 10238-10248 (2003).
  16. Campanac, E., Gasselin, C., Baude, A., Rama, S., Ankri, N., Debanne, D. Enhanced intrinsic excitability in basket cells maintains excitatory-inhibitory balance in hippocampal circuits. Neuron. 77 (4), 712-722 (2013).
  17. Incontro, S., et al. Endocannabinoids tune intrinsic excitability in O-LM interneurons by direct modulation of postsynaptic Kv7 channels. J Neurosci. 41 (46), 9521-9538 (2021).
  18. Sammari, M., Inglebert, Y., Ankri, N., Russier, M., Incontro, S., Debanne, D. Theta patterns of stimulation induce synaptic and intrinsic potentiation in O-LM interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (44), e2205264119(2022).
  19. Cudmore, R. H., Turrigiano, G. G. Long-term potentiation of intrinsic excitability in LV visual cortical neurons. J Neurophysiol. 92 (1), 341-348 (2004).
  20. Nataraj, K., Le Roux, N., Nahmani, M., Lefort, S., Turrigiano, G. Visual deprivation suppresses L5 pyramidal neuron excitability by preventing the induction of intrinsic plasticity. Neuron. 68 (4), 750-762 (2010).
  21. Aizenman, C. D., Akerman, C. J., Jensen, K. R., Cline, H. T. Visually driven regulation of intrinsic neuronal excitability improves stimulus detection in vivo. Neuron. 39 (5), 831-842 (2003).
  22. Desai, N. S., Rutherford, L. C., Turrigiano, G. G. Plasticity in the intrinsic excitability of cortical pyramidal neurons. Nat Neurosci. 2 (6), 515-520 (1999).
  23. Brown, A. P. Y., Cossell, L., Margrie, T. W. Visual experience regulates the intrinsic excitability of visual cortical neurons to maintain sensory function. Cell Rep. 27 (3), 685-689 (2019).
  24. Denman, D. J., Contreras, D. On parallel streams through the mouse dorsal lateral geniculate nucleus. Front Neural Circuits. 10, 20(2016).
  25. Sriram, B., Meier, P. M., Reinagel, P. Temporal and spatial tuning of dorsal lateral geniculate nucleus neurons in unanesthetized rats. J Neurophysiol. 115 (5), 2658-2671 (2016).
  26. Duménieu, M., et al. Visual activity enhances neuronal excitability in thalamic relay neurons. bioRxiv. , (2023).
  27. Chen, C., Regehr, W. G. Developmental remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 28 (3), 955-966 (2000).
  28. Sherman, S. M. Thalamus plays a central role in ongoing cortical functioning. Nat Neurosci. 19 (4), 533-541 (2016).
  29. Cudmore, R. H., Fronzaroli-Molinieres, L., Giraud, P., Debanne, D. Spike-time precision and network synchrony are controlled by the homeostatic regulation of the D-type potassium current. J Neurosci. 30 (38), 12885-12895 (2010).
  30. Zbili, M., et al. Homeostatic regulation of axonal Kv1.1 channels accounts for both synaptic and intrinsic modifications in the hippocampal CA3 circuit. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (47), e2110601118(2021).
  31. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  32. Galuske, R. A. W., Munk, M. H. J., Singer, W. Relation between gamma oscillations and neuronal plasticity in the visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (46), 23317-23325 (2019).
  33. Inglebert, Y., Aljadeff, J., Brunel, N., Debanne, D. Synaptic plasticity rules with physiological calcium levels. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (52), 33639-33648 (2020).
  34. Blitz, D. M., Regehr, W. G. Timing and specificity of feed-forward inhibition within the LGN. Neuron. 45 (6), 917-928 (2005).
  35. Chrobok, L., Palus-Chramiec, K., Chrzanowska, A., Kepczynski, M., Lewandowski, M. H. Multiple excitatory actions of orexins upon thalamo-cortical neurons in dorsal lateral geniculate nucleus - implications for vision modulation by arousal. Sci Rep. 7 (1), 7713(2017).

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Visuele thalamische neuronenpatchclamp registratiehersenplakpreparatiewhole cell configuratieactiepotentiaal firingionkanaalplasticiteitvisuele plasticiteit
Het induceren van langdurige plasticiteit van intrinsieke neuronale prikkelbaarheid in neuronen van de dorsale laterale geniculate nucleus
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.