Methodenartikel

Kwantificering van de kolonisatiesnelheid van arbusculaire mycorrhiza-schimmels bij de studie van invasieve uitheemse planten

1.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65971

⸱

1 december 2023

 ,  , 
1State Key Laboratory for Biology of Plant Diseases and Insect Pests, Institute of Plant Protection, Chinese Academy of Agricultural Sciences

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol biedt een eenvoudige en gebruiksvriendelijke benadering voor het bepalen van de kolonisatiesnelheid van Arbusculaire mycorrhiza-schimmels (AMF) in de wortels van invasieve planten.

Samenvatting

Arbusculaire mycorrhiza-schimmels (AMF) zijn wijdverspreide bodemschimmels in ecosystemen en kunnen symbiotische associaties (mycorrhiza's) vormen met de wortels van de meeste terrestrische planten. Planten leveren koolstofbronnen aan AMF via mycorrhiza-associaties, terwijl AMF-hyfen het bereik van de opname van voedingsstoffen door wortels kunnen vergroten en de opname van voedingsstoffen door planten kunnen bevorderen. Er zijn veel verschillende soorten AMF en de symbiotische relaties tussen verschillende soorten AMF en verschillende planten variëren. Invasieve planten kunnen AMF-soorten verrijken met betere symbiotische eigenschappen door wortelexudaten, waardoor hun groei wordt bevorderd en daardoor hun kolonisatie in invasieve plantenwortels wordt vergroot. Tegelijkertijd kunnen invasieve planten ook de symbiotische relatie tussen AMF en inheemse planten verstoren, wat gevolgen heeft voor de lokale plantengemeenschap, wat een van de mechanismen is voor succesvolle planteninvasie. De kolonisatiesnelheid van AMF in de wortels van invasieve en inheemse planten weerspiegelt indirect de rol van AMF in het proces van invasie van invasieve planten. Bij deze methode kunnen verzamelde plantenwortels direct worden verwerkt of in een fixatief worden bewaard voor latere batchverwerking. Door ontkleuring, verzuring, kleuring en kleurbehandeling van wortels kunnen de schimmeldraden, sporen en arbusculaire structuren van AMF in het wortelstelsel duidelijk worden waargenomen. Deze methode kan in een basislaboratorium worden voltooid om de kolonisatiesnelheid van AMF in de wortelstelsels van invasieve planten te observeren en te berekenen.

Inleiding

Mycorrhiza-schimmels komen veel voor in natuurlijke ecosystemen en gaan symbiotische relaties aan met de wortels van de meeste planten, waardoor mycorrhizae1 ontstaat. Deze associaties zijn voor beide partijen voordelig, aangezien planten fotosynthetisch gefixeerde koolstofverbindingen zoals vetzuren en suikers leveren om de groei van mycorrhiza-schimmels te ondersteunen, terwijl de schimmels wederkerig zijn door minerale voedingsstoffen zoals fosfor en stikstof aan de waardplanten te leveren, waardoor de plantengroei wordt bevorderd2. Op basis van hun mycorrhiza-typen gevormd met plantenwortels, kunnen mycorrhiza-schimmels worden onderverdeeld in vier hoofdtypen: ectomycorrhiza (ECM) schimmels, ericoïde mycorrhiza (ERM) schimmels, orchidee mycorrhiza (ORM) schimmels en arbusculaire mycorrhiza (AM) schimmels1. Onder hen hebben arbusculaire mycorrhiza-schimmels (AMF) de breedste verspreiding en kunnen ze mycorrhiza-associaties vormen met meer dan 80% van de plantensoorten 3,4.

AMF speelt een cruciale rol bij het verbeteren van de nutriëntenkringloop van de bodem5, het verbeteren van de opname van voedingsstoffen door planten6 en het reguleren van de concurrentie en successie van planten. Ze spelen een belangrijke rol in het proces van invasieve invasie van plantensoorten 7,8. AMF, geclassificeerd onder de stam Mucoromycota9, omvat meer dan 250 soorten10. De specifieke symbiotische relaties tussen verschillende soorten AMF en verschillende planten kunnen variëren. Invasieve plantensoorten hebben het potentieel om de AMF-diversiteit te veranderen en de verrijking van AMF-soorten te bevorderen met betere symbiotische capaciteiten die bijdragen aan hun concurrentievoordeel tijdens groei en kolonisatie 8,11,12,13. Het begrijpen van de dynamiek van AMF en hun interacties met invasieve plantensoorten is essentieel voor het begrijpen van de mechanismen die ten grondslag liggen aan planteninvasies en hun ecologische impact.

Kwalitatieve studies van AMF-soorten omvatten doorgaans twee hoofdmethoden. Een daarvan is morfologische identificatie, zoals het verzamelen van AMF-sporen uit de bodem met behulp van methoden zoals nat zeven en sucrosecentrifugatie, gevolgd door het classificeren en kwantificeren van de sporen op basis van hun morfologie14. De andere methode omvat moleculaire technieken, waarbij geconserveerde gebieden van AMF-genen worden versterkt en gesequenced voor identificatie15. Deze methoden vereisen echter vaak uitgebreide ervaring met morfologische identificatie of hogere financiële middelen. Aan de andere kant bieden kwantitatieve studies van AMF-kolonisatiesnelheden, hoewel ze geen veranderingen in AMF-soorten en -samenstelling kunnen bepalen, nog steeds een uitgebreide beoordeling van de symbiotische relatie tussen AMF en planten. Dergelijke studies zijn onmisbaar in zowel fundamenteel onderzoek als het daaropvolgende validatiewerk voor inoculatie-experimenten.

De kolonisatie van AMF speelt een cruciale rol bij het bepalen van de verdeling van hulpbronnen over naast elkaar bestaande plantensoorten7. Het weerspiegelt de totstandkoming en kracht van de symbiotische relatie tussen AMF en waardplantenwortels. In dezelfde habitat vertonen invasieve plantensoorten vaak hogere kolonisatiepercentages in vergelijking met inheemse planten16,17. Deze verbeterde kolonisatie van AMF draagt bij aan de succesvolle invasie van invasieve soorten zoals Ambrosia artemisiifolia18, Solidago canadensis19, Sapium sebiferum20, Ageratina adenophora21, Sphagneticola trilobata22 en Flaveria bidentis7. Inzicht in de kolonisatiesnelheid van AMF in de wortels van invasieve planten biedt een basis voor het ontrafelen van de microbiële mechanismen in de bodem die ten grondslag liggen aan de succesvolle invasie van deze soorten. Onderzoek naar de kolonisatiesnelheid van AMF in invasieve plantenwortels werpt licht op de ecologische implicaties van plant-microbe-interacties en draagt bij aan ons begrip van de mechanismen die planteninvasies aansturen.

De bepaling van de AMF-kolonisatiesnelheid omvat een kleuringsmicroscopietechniek, die verschillende stappen omvat: wortelconservering, klaring, verzuring, kleuring, kleuring en microscopisch onderzoek (aanvullende figuur 1). In de afgelopen decennia hebben onderzoekers verschillende observatiemethoden voor AMF onderzocht en verschillende kleuringstechnieken ontwikkeld. In de vroege stadia werd Trypan-blauwe kleuring veel gebruikt23,24. Deze methode heeft echter beperkingen vanwege de toxiciteit van Trypanblauw. Zure fuchsinekleuring daarentegen is een veelgebruikte methode die zorgt voor heldere kleuren en betrouwbare en stabiele kleuringsresultaten laat zien25. Bovendien kan de kleuroplossing worden hergebruikt, waardoor deze kosteneffectiever wordt. De kolonisatiesnelheid wordt bepaald met behulp van de rasterlijn-intersect-methode, die objectievere statistische resultaten oplevert in vergelijking met andere benaderingen26. Deze methode wordt gekenmerkt door zijn eenvoud, lage kosten en minimale apparatuurvereisten, waardoor het haalbaar is om te worden uitgevoerd in eenvoudige laboratoriumomgevingen. Het biedt een praktische en toegankelijke benadering om de kolonisatiesnelheid van AMF te beoordelen en draagt bij tot ons begrip van de symbiotische associaties tussen AMF en plantenwortels.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

We hebben experimenten uitgevoerd met één invasieve plant F. bidentis en één inheemse plant Setaria viridis. Beide planten werden gekweekt in experimentele percelen op de Langfang Scientific Research Pilot Base van de Chinese Academy of Agricultural Sciences (CAAS), Hebei, China. Elke plantensoort werd afzonderlijk geplant in afzonderlijke percelen, waarbij elk perceel 2 m x 3 m meet en er een opening van 1 meter tussen de percelen is. De planten kregen de kans om op natuurlijke wijze te groeien en na ongeveer twee maanden werden wortelmonsters verzameld.

1. Wortelvoorbereiding en conservering

  1. Selecteer voor elk perceel willekeurig drie planten met vergelijkbare groeiomstandigheden. Maak de grond rond de planten los met een schop en trek de planten er voorzichtig uit. Nadat je de grond van de wortels hebt afgeschud, snijd je het hele wortelstelsel af en breng je dit naar het laboratorium. Spoel de verzamelde wortelmonsters grondig af onder stromend water en meng de wortels van drie planten binnen hetzelfde perceel tot één replica.
    OPMERKING: Om de beschrijving van het operationele proces te vergemakkelijken, bevat dit protocol instructies voor één biologische replicaat. Om de betrouwbaarheid van de experimentele resultaten te waarborgen, wordt aanbevolen om tijdens de daadwerkelijke operaties monsters te nemen van ten minste drie biologische replicaten volgens het experimentele ontwerp.
  2. Gebruik een filterpapier om overtollig vocht van de gereinigde wortels te verwijderen en laat ze aan de lucht drogen.
  3. Gebruik een schaar om beschadigde wortels bij te knippen, intacte fijne wortels af te knippen en ze te bewaren voor opslag of door te gaan naar de volgende stap. Als u binnen 2 dagen doorgaat met de volgende stap, bewaar ze dan in de koelkast bij 4 °C. Om de wortelmonsters te bewaren voor later gebruik, bewaart u ze in een fixeeroplossing, zoals Formaline-Aceto-Alcohol-oplossing (FAA, 5 ml 38% formaline + 5 ml azijnzuur + 90 ml 70% alcohol).
    OPMERKING: Het FAA-fixatief is NIET verplicht. Als er slechts een klein aantal monsters is en de wortels binnen een korte periode na verzameling kunnen kleuren en tellen, sla dan de FAA-fixatiestap over en ga direct verder na het afwassen van de grond van de wortels. Zorg er bij het gebruik van FAA-fixeermiddel voor dat de bewerking wordt uitgevoerd in een goed geventileerde ruimte vanwege de aanwezigheid van formaldehyde.

2. Kleuring van de wortels

  1. Haal de geconserveerde wortels uit de bewaarvloeistof en spoel de wortels schoon. Plaats de wortels in een bekerglas van 100 ml en voeg ongeveer 50 ml 10% KOH (10 g KOH + 100 ml water) oplossing toe, zorg ervoor dat alle wortels volledig in de oplossing zijn ondergedompeld. Verwarm het bekerglas gedurende 30 minuten op 90 °C.
    OPMERKING: Pas de opwarmtijd aan op basis van de rijpheid van de wortels. Deze stap verwijdert pigmenten van de wortels, waardoor ze transparant worden voor microscopische observatie.
  2. Giet de KOH-oplossing uit het bekerglas en spoel het wortelmonster voorzichtig 3x-6x af met kraanwater om eventuele resterende KOH te verwijderen. Giet het overtollige water af.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat het bekerglas en al het gebruikte gereedschap grondig worden ontdaan van KOH-resten, aangezien eventuele restanten in de volgende stap kunnen leiden tot onvolledige verzuring, waardoor de kleuringseffectiviteit van het zure fuchsine wordt aangetast.
  3. Voeg een 2% HCl-oplossing toe aan de beker en zorg ervoor dat de vloeistof de wortels volledig bedekt. Laat de wortels 10 minuten weken in de zure oplossing bij kamertemperatuur.
  4. Gooi de HCl-oplossing uit het bekerglas en voeg ongeveer 50 ml 0,01% zure fuchsineoplossing toe (874 ml melkzuur, 63 ml glycerol, 63 ml gedestilleerd water, 0,1 g zure fuchsine). Kleur de wortels 20-60 minuten bij 90 °C. Na het kleuren kan de zure fuchsine-oplossing worden teruggewonnen en opnieuw worden gebruikt voor toekomstige kleuring.
    NOTITIE: De kleurtijd kan variëren, afhankelijk van de leeftijd en conditie van de wortels, waarbij jongere en tere wortels mogelijk een nacht bij kamertemperatuur moeten worden gekleurd.

3. Kleuring en microscopie

  1. Plaats de gekleurde wortels in ongeveer 50 ml melkzuur (85%) oplossing om het zure fuchsine uit de wortelcellen te verwijderen. De scheidingsbehandeling zal ertoe leiden dat AMF-weefsels rood worden gekleurd, terwijl wortelcellen ongekleurd of lichtrood gekleurd blijven. De centrale cilinder kan rood lijken.
  2. Bekijk het wortel- en schimmelweefsel onder een 200x microscoop om een duidelijk onderscheid te maken voordat u stopt met kleuren. Wanneer de AMF-structuur en de wortelcellen duidelijk konden worden onderscheiden, kon het kleuringsproces worden voltooid.
    OPMERKING: Pas de kleuringstijd aan op basis van de wortelrijpheid. Selecteer tijdens het proces enkele wortels voor de bereiding van pompoenen om onder een microscoop te bekijken.
  3. Verwijder de wortels uit de melkzuuroplossing en breng ze over naar ongeveer 50 ml glycerol (99%) oplossing. Het zure fuchsine in de AMF-structuur en wortelcellen zal zich niet meer afscheiden en kan worden gebruikt voor later microscopisch onderzoek.
  4. Doe een druppel glycerol op een glasplaatje. Selecteer voor elke replicaat willekeurig 30-50 wortels, snijd 1 cm lange wortelsegmenten van elke wortel. Leg ze op glaasjes met glycerol, evenwijdig aan de korte zijde van het objectglaasje, en plaats ze evenwijdig aan elkaar (aanvullende figuur 1). Plaats 10 hoofdsecties op elke dia, wat resulteert in 3 tot 5 replicaten voor elke replicaat.
    OPMERKING: In deze stap wordt het aantal wortelsegmenten beschreven dat voor observatie wordt gebruikt, verwijzend naar het aantal technische replicaten voor elke replicaat. Het aantal wortelsegmenten dat voor elk monster wordt waargenomen, moet redelijk worden gerangschikt op basis van de plantensoort en de wortelmorfologie. Voor fijne wortels is het voldoende om 30-50 wortelsegmenten, elk 1 cm lang, per monster te observeren. Voor grotere wortels, zoals die van maïs, is het echter noodzakelijk om het aantal waarnemingen op de juiste manier te verhogen. Om de betrouwbaarheid van de statistische resultaten te waarborgen, moet elke behandeling ten minste 3 biologische replicaten bevatten en moet elke biologische replicaat volgens de bovengenoemde methode worden uitgevoerd.
  5. Dek af met een dekglaasje. Vermijd na het plaatsen van het dekglaasje het horizontaal verschuiven van de monsters om wrijving of vervorming van de wortels te voorkomen. Dit zorgt ervoor dat de normale toestand van de morfologie van de hyphal zonder interferentie kan worden waargenomen, waardoor de nauwkeurigheid van de berekeningen van de kolonisatiesnelheid behouden blijft.
  6. Gebruik met een 200x microscoop de kruistellingsmethode om de kolonisatiesnelheid te bepalen aan de hand van het schematische diagram (aanvullende figuur 2).
    1. Installeer een micrometer met dradenkruis in het oculair van de microscoop. Verplaats het gezichtsveld naar het ene uiteinde van de wortel en lijn een van de dradenkruisen evenwijdig aan de wortel uit. Kijk of de andere lijn kruist met de schimmeldraden, arbuscules of blaasjes.
    2. Verplaats het gezichtsveld langs de wortelrichting naar het andere uiteinde, waarbij u elke keer dezelfde afstand verplaatst op basis van de coördinaten van de microscooptafel. Noteer de snijpunten in elk gezichtsveld met behulp van een binaire benadering (0 of 1). Als het andere dradenkruis kruist met AMF-hyfen, arbuscules of blaasjes, wordt dit geregistreerd als 1 in de overeenkomstige cel van de tabel. Anders wordt het geregistreerd als 0. Als er geen kruispunten zijn met een van de AMF-structuren, wordt dit geregistreerd als 1 in het negatieve gebied. Observeer 10 gezichtsvelden voor elk wortelsegment, voor een totaal van 100 waarnemingen per objectglaasje, wat resulteert in 300 tot 500 waarnemingen per plantmonster.

4. Berekening van de kolonisatiesnelheid

  1. Op basis van het geregistreerde aantal snijpunten met hyfen (H), arbuscules (A) en blaasjes (V) en niet-mycorrhiza (N) in de 10 wortels van elke dia (zoals weergegeven in tabel 1), berekent u de kolonisatiesnelheden als volgt:

    Kolonisatiesnelheid van schimmeldraden = (AH / AT) × 100%
    Arbusculaire kolonisatiesnelheid = (AA / AT) × 100%
    Vesiculaire kolonisatiesnelheid = (AV / AT) × 100%
    Totale kolonisatiesnelheid = [(AT - AN) / AT] × 100%

    Waar:
    AH: Aantal snijpunten met schimmeldraden
    AA: Aantal kruispunten met arbuscules
    AV: Aantal snijpunten met blaasjes
    AT: Totaal aantal kruispunten
    AN: Aantal snijpunten met niet-mycorrhizawortels

    Deze berekeningen geven de kolonisatiesnelheden voor elke structuur (hyfen, arbuscules en blaasjes) en de totale kolonisatiesnelheid, die de som is van de kolonisatiesnelheden voor alle structuren.
BehandelingGlijdenAantal kruispunten
NegatiefHyphaeArbusculesBlaasjesTotaal
Voorbeeld 1Schuif 1Een N1EenH1EenA 1EenV1Een T1
Schuif 2Een N2EenH2AA2EenV2Een T2
Schuif 3A N3EenH3EenA3EenV3Een T3
TotaalEen NAHEenAEenVEen T

Tabel 1: Statistische tabel van kolonisatiesnelheden van arbusculaire mycorrhiza-schimmels. Afkortingen: AH = Aantal snijpunten met hyfen; AA = Aantal kruispunten met arbuscules; AV = Aantal snijpunten met blaasjes; AT = Totaal aantal kruispunten; AN = Aantal snijpunten met niet-mycorrhizawortels.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De kleuringsresultaten van de invasieve plantenwortels met deze methode zijn weergegeven in figuur 1. De structuren (hyfen, arbuscules, sporen en blaasjes) van AMF zijn rood gekleurd, de wortelcortexcellen zijn na het kleuren lichtrood gekleurd en de centrale cilinder is rood gekleurd. Dit kleuringsresultaat is voldoende om de schimmelstructuren te onderscheiden, aangezien AMF voornamelijk in de cortex van de plant voorkomt. Uit het kleuringsresultaat kunnen...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De interacties tussen invasieve planten en AMF zijn complex en divers. Het bestuderen van deze interacties is cruciaal voor het begrijpen van het succes van invasieve planten en hun ecologische effecten. Ze kunnen het invasieve vermogen van planten, de structuur en functie van bodemecosystemen en het concurrentievermogen van inheemse planten beïnvloeden. De kolonisatiesnelheid dient als een belangrijke indicator voor het bestuderen van de relatie tussen invasieve planten en AMF. Het bied...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gefinancierd door het National Key R&D-programma van China (2021YFD1400100, 2021YFC2600400 en 2022YFC2601100) en door de National Science Foundation of China (42207162).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
70% AlcoholShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdR433197
Azijnzuur oplossingShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA116166
Fuchsine zuurShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA104917
Formaldehyde oplossing, FormalineShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdF111941
GlycerolShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdG116203
Zoutzuur, HClShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdH399657
MelkzuurShanghai Aladdin Biochemische Technologie Co., LtdL432769
Handmatig systeem Microscoop BX43Olympus (China) co., Ltd
Kaliumhydroxide, KOHShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdP112284

Referenties

  1. Genre, A., Lanfranco, L., Perotto, S. Unique and common traits in mycorrhizal symbioses. Nat Rev Microbiol. 18 (11), 649-660 (2020).
  2. Shi, J., Wang, X., Wang, E. Mycorrhizal symbiosis in plant growth and stress adaptation: from genes to ecosystems. Annu Rev Plant Biol. 74, 569-607 (2023).
  3. Evelin, H., Devi, T. S., Gupta, S., Kapoor, R. Mitigation of salinity stress in plants by arbuscular mycorrhizal symbiosis: current understanding and new challenges. Front Plant Sci. 10, 470(2019).
  4. Smith, S. E., Read, D. J. Mycorrhizal symbiosis. , Academic press. (2010).
  5. Bender, S. F., Conen, F., Heijden, M. vd Mycorrhizal effects on nutrient cycling, nutrient leaching and N2O production in experimental grassland. Soil Biol Biochem. 80, 283-292 (2015).
  6. Shen, K., et al. AM fungi alleviate phosphorus limitation and enhance nutrient competitiveness of invasive plants via mycorrhizal networks in Karst Areas. Front Ecol Evol. 8, 125(2020).
  7. Zhang, F. J., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi facilitate growth and competitive ability of an exotic species Flaveria bidentis. Soil Biol Biochem. 115, 275-284 (2017).
  8. Zhang, F., et al. AM fungi facilitate the competitive growth of two invasive plant species, Ambrosia artemisiifolia and Bidens pilosa. Mycorrhiza. 28 (8), 703-715 (2018).
  9. Spatafora, J. W., et al. A phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on genome-scale data. Mycologia. 108 (5), 1028-1046 (2016).
  10. Tedersoo, L., et al. High-level classification of the fungi and a tool for evolutionary ecological analyses. Fungal Diversity. 90 (1), 135-159 (2018).
  11. Meinhardt, K. A., Gehring, C. A. Disrupting mycorrhizal mutualisms: a potential mechanism by which exotic tamarisk outcompetes native cottonwoods. Ecol Appl. 22 (2), 532-549 (2012).
  12. Dong, L. J., Ma, L. N., He, W. M. Arbuscular mycorrhizal fungi help explain invasion success of Solidago canadensis. Appl Soil Ecol. 157, 103763(2021).
  13. Ramana, J. V., Tylianakis, J. M., Ridgway, H. J., Dickie, I. A. Root diameter, host specificity and arbuscular mycorrhizal fungal community composition among native and exotic plant species. New Phytol. 239 (1), 301-310 (2023).
  14. Mertz, S. M., Heithaus, J. J., Bush, R. L. Mass production of axenic spores of the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Trans British Mycol Soc. 72 (1), 167-169 (1979).
  15. Renker, C., Heinrichs, J., Kaldorf, M., Buscot, F. Combining nested PCR and restriction digest of the internal transcribed spacer region to characterize arbuscular mycorrhizal fungi on roots from the field. Mycorrhiza. 13 (4), 191-198 (2003).
  16. Bunn, R. A., Ramsey, P. W., Lekberg, Y. Do native and invasive plants differ in their interactions with arbuscular mycorrhizal fungi? A meta-analysis. J Ecol. 103 (6), 1547-1556 (2015).
  17. Majewska, M. L., Rola, K., Zubek, S. The growth and phosphorus acquisition of invasive plants Rudbeckia laciniata and Solidago gigantea are enhanced by arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza. 27 (2), 83-94 (2017).
  18. Huang, D., Sang, W. G., Zhu, L., Song, Y. Y., Wang, J. P. Effects of nitrogen and carbon addition and arbuscular mycorrhiza on alien invasive plant Ambrosia artemisiifolia. Chinese J Appl Ecol. 21 (12), 3056-3062 (2010).
  19. Zhang, Q., et al. Positive feedback between mycorrhizal fungi and plants influences plant invasion success and resistance to invasion. PLoS ONE. 5 (8), e12380(2010).
  20. Yang, Q., Li, B., Siemann, E. Positive and negative biotic interactions and invasive Triadica sebifera tolerance to salinity: a cross-continent comparative study. Oikos. 124 (2), 216-224 (2015).
  21. Li, L. Q., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi enhance invasive plant, Ageratina adenophora growth and competition with native plants. Chinese J Ecol. 35 (1), 79-86 (2016).
  22. QI, S. S., et al. Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on the growth and the competition of an invasive plant Wedelia trilobata. Microbiol China. 47 (11), 3801-3810 (2020).
  23. Phillips, J. M., Hayman, D. S. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans British Mycol Soc. 55 (1), 158-161 (1970).
  24. Koske, R. E., Gemma, J. N. A modified procedure for staining roots to detect VA mycorrhizas. Mycol Res. 92 (4), 486-488 (1989).
  25. Kormanik, P. P., Bryan, W. C., Schultz, R. C. Procedures and equipment for staining large numbers of plant root samples for endomycorrhizal assay. Can J Microbiol. 26 (4), 536-538 (1980).
  26. McGonigle, T. P., Miller, M. H., Evans, D. G., Fairchild, G. L., Swan, J. A. A new method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol. 115 (3), 495-501 (1990).
  27. Souza, T. Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Springer International Publishing. Switzerland. (2015).
  28. Chandwani, S., Maiti, S., Amaresan, N. Microbial Symbionts. , Academic Press. (2023).
  29. Piercey, M. M., Graham, S. W., Currah, R. S. Patterns of genetic variation in Phialocephala fortinii across a broad latitudinal transect in Canada. Mycol Res. 108 (Pt 8), 955-964 (2004).
  30. Jumpponen, A. R. I., Trappe, J. M. Dark septate endophytes: a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi. New Phytol. 140 (2), 295-310 (1998).
  31. Du, E., et al. Rhizoglomus intraradices and associated Brevibacterium frigoritolerans enhance the competitive growth of Flaveria bidentis. Plant Soil. 453, 281-295 (2020).
  32. Wang, S. Y., et al. Practical methods for arbuscular mycorrhizal fungal spore density, hyphal density and colonization rate of AMF. Bio-protocol. 101, e2104253(2022).
  33. Sheng, P., Liu, R., Li, M. Methodological comparison of observation and colonization measurement of arbuscular mycorrhizal fungi. MYCOSYSTEMA. 30 (4), 519-525 (2011).
  34. Grace, C., Stribley, D. P. A safer procedure for routine staining of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Mycol Res. 95 (10), 1160-1162 (1991).
  35. Vierheilig, H., Coughlan, A. P., Wyss, U., Piche, Y. Ink and vinegar, a simple staining technique for arbuscular-mycorrhizal fungi. Appl Environ Microbiol. 64 (12), 5004-5007 (1998).
  36. Vierheilig, H., Schweiger, P., Brundrett, M. An overview of methods for the detection and observation of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Physiol Plant. 125 (4), 393-404 (2005).
  37. Dalpé, Y., Séguin, S. M. Microwave-assisted technology for the clearing and staining of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Mycorrhiza. 23, 333-340 (2013).
  38. Biermann, B., Linderman, R. G. Quantifying vesicular-arbuscular mycorrhizae: a proposed method towards standardization. New Phytol. 87 (1), 63-67 (1981).
  39. Bethlenfalvay, G. J., Pacovsky, R. S., Brown, M. S. Measurement of mycorrhizal infection in soybeans. Soil Sci Soc Am J. 45 (5), 871-875 (1981).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Mycorrhiza kolonisatiewortelkolonisatiegraadwortelsymbiose van plantenAMF kleuringnutri ntenopname door plantenroot decolorizationbodemschimmelssymbiotische associaties
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen