Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Het opstellen van een maxillair orthodontisch model bij muizen

2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66033

⸱

27 oktober 2023

 ,  , 
1State Key Laboratory of Oral Diseases and National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Endodontics, West China Stomatology Hospital, Sichuan University

In dit artikel

Samenvatting

Hier demonstreren we stap voor stap een hanteerbaar, orthodontisch tandbewegingsprotocol dat wordt uitgevoerd op een maxillair model van muizen. Met de expliciete uitleg van elke stap en visuele demonstratie kunnen onderzoekers dit model onder de knie krijgen en met een paar aanpassingen toepassen op hun experimentele behoeften.

Samenvatting

Vanwege het gebrek aan reproduceerbare protocollen voor het opstellen van een maxillair orthodontisch model bij muizen, presenteren we een betrouwbaar en reproduceerbaar protocol om onderzoekers een haalbaar hulpmiddel te bieden om mechanische belasting-geassocieerde botremodellering te analyseren. Deze studie presenteert een gedetailleerd stroomdiagram naast verschillende soorten schematische diagrammen, bedieningsfoto's en video's. We voerden dit protocol uit op 11 volwassen C57/B6J-muizen van het brede type en verzamelden monsters op postoperatieve dagen 3, 8 en 14. De micro-CT en histopathologische gegevens hebben het succes bewezen van tandbewegingen in combinatie met botremodellering met behulp van dit protocol. Bovendien hebben we volgens de micro-CT-resultaten op dag 3, 8 en 14 de botmodellering in drie fasen verdeeld: voorbereidingsfase, botresorptiefase en botvormingsfase. Van deze fasen wordt verwacht dat ze onderzoekers die zich bezighouden met verschillende stadia helpen om de tijd voor het verzamelen van monsters redelijk vast te stellen. Dit protocol kan onderzoekers uitrusten met een hulpmiddel om regeneratieve analyse van botremodellering uit te voeren.

Inleiding

Bot is een zeer actief gereconstrueerd weefsel dat zijn grootte, vorm en eigenschappen aanpast gedurende de levensduur van het individu 1,2. Naast hormonen, veroudering, voeding en andere biologische of biochemische factoren3, heeft het idee dat mechanische belasting de meest bepalende factor is, algemene acceptatie gekregen 4,5. Onder sommige omstandigheden met abnormale mechanische belasting kan de onbalans tussen botresorptie en botvorming leiden tot abnormale botremodellering en botaandoeningen. Botziekten zoals onbruik osteoporose en botverlies tijdens langdurige bedrust of in aanwezigheid van microzwaartekracht tijdens ruimtevluchten hebben een nauwe relatie met abnormale mechanische belasting 6,7,8.

Mechanische belasting is ook gebruikt om botgerelateerde ziekten te behandelen, zoals afleidingsbehandeling en orthodontische behandeling. Afleidingsbehandeling is gebruikt bij ontwikkelingsziekten zoals craniosynostose en mandibulaire hypoplasie 9,10, terwijl orthodontische behandeling op grote schaal is gebruikt om abnormale tandstand en eventuele malocclusie te corrigeren11. De kern van een orthodontische behandeling is ook het beheer van mechanische belasting. Wanneer het botweefsel wordt blootgesteld aan mechanische belasting, wordt een sterk gecoördineerd botremodelleringsproces geïnduceerd door koppeling van botresorptie gevolgd door botvorming, die tanden kan verplaatsen om het orthodontische doel te bereiken12,13.

Hoewel orthodontische behandeling op grote schaal is toegepast in de klinische praktijk, zijn de resultaten van orthodontische behandelingen oncontroleerbaar omdat onze kennis van de biologische effecten van mechanische belasting beperkt is. Om deze beperkingen te overwinnen, zijn verschillende diermodellen zoals muis, rat, konijn, kat, hond, aap en varken opgesteld om het onderliggende mechanisme van mechanische belasting-geïnduceerde botremodellering te onderzoeken (Tabel 1)14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29,30,31,32. Grote dieren zoals honden, apen en varkens hebben enkele voordelen ten opzichte van kleine dieren bij orthodontische operaties: ze hebben meer mensachtige tanden en gebitten, zodat de chirurgische ingreep gemakkelijk bij mensen kan worden gerepliceerd. Bovendien kan een brede kijk de moeilijkheidsgraad van de operatie verminderen en het mogelijk maken om verschillende orthodontische schema's toe te passen33,34. Grote dieren zijn echter moeilijk te verkrijgen, wat leidt tot uitdagingen in verband met de steekproefomvang, en ze zijn onderworpen aan ethische beperkingen35. Bovendien maken routinematige extractieprocedures en complexe instrumenten de experimenten moeilijk uit te voeren, waardoor grote dieren zelden worden gebruikt.

Onder dergelijke omstandigheden worden knaagdieren voornamelijk gebruikt om orthodontische modellen op te stellen. Van deze modellen hebben ratten en konijnen een lagere bedieningsmoeilijkheid en meer tandbewegingsschema's in vergelijking met muizen. Het muizenmodel heeft echter het unieke voordeel dat er een groot aantal genetisch gemodificeerde muizen beschikbaar is, wat vooral cruciaal is voor het onderzoeken van de onderliggendemechanismen36. Het muizenmodel is echter het moeilijkst te manipuleren model vanwege zijn kleine formaat. Als we de huidige methoden bekijken, is het verplaatsen van de eerste kies in de mesiale richting de enige praktische methode voor een orthodontisch model. Twee apparaten worden voornamelijk gebruikt om de tandspiraalveer en elastische band te verplaatsen. Het gebruik van een elastische band is gemakkelijker, maar de orthodontische kracht varieert sterk, waardoor het moeilijk is om stabiele resultaten te verkrijgen.

Xu et al.15 hebben een muizenmodel opgesteld met een spiraalveer op de onderkaak. Vanwege de beweeglijkheid van de onderkaak en de obstructieve aard van de tong is een operatie aan de bovenkaak echter altijd de eerste keuze voor zowel intraoperatieve als postoperatieve overwegingen. Taddei et al.16 beschreven 10 jaar geleden een gedetailleerder protocol over de bovenkaak van muizen en er zouden meer visuele en pellucide details moeten worden toegevoegd. Samenvattend heeft dit protocol systematisch een gedetailleerd orthodontisch tandbewegingsprotocol beschreven in een maxillair model van muizen om onderzoekers te helpen de modelleringsmethode op een gestandaardiseerde manier onder de knie te krijgen en de vergelijkende evaluatie tussen verschillende onderzoeken mogelijk te maken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De dierproeven in deze studie werden beoordeeld en goedgekeurd door de ethische commissie van de West China School of Stomatology, Sichuan University (WCHSIRB-D-2017-041). In dit onderzoek werden volwassen C57BL/6-muizen gebruikt (zie de materiaaltabel). Dit protocol voegt mechanische belasting toe aan de rechter maxillaire eerste molaar (M1) voor mesiale beweging, waarbij een sterk gecoördineerd botremodelleringsproces wordt geïnduceerd door koppeling van botresorptie en botvorming (Figuur 1).

1. Preoperatieve voorbereiding

  1. Chirurgische artikelen
    1. Bereid de volgende chirurgische artikelen voor op de operatie: chirurgisch platform (Figuur 2A), bevestigingsmiddel (Figuur 2B), chirurgische instrumenten (Figuur 2C en aanvullende Figuur S1), orthodontische benodigdheden (Figuur 2C) en tandheelkundige restauratiebenodigdheden (Figuur 2D).
      OPMERKING: De op maat gemaakte spiraalveer is op maat gemaakt en levert een kracht van 10cN wanneer deze wordt uitgerekt tot 10 mm.
  2. Sterilisatie
    1. Steriliseer de chirurgische instrumenten door middel van autoclaveren en alle chirurgische artikelen met ultraviolette bestraling gedurende ten minste 30 minuten.
  3. Anesthesie
    1. Verdoof de muis door ketamine (100 mg/kg) en diazepam (5 mg/kg) toe te dienen via intraperitoneale injectie.
    2. Breng dierenartszalf aan op de ogen van de muizen met een wattenstaafje om uitdroging van de ogen te voorkomen.
    3. Ga alleen door met de operatie als de muis niet reageert wanneer zijn tenen met een tang worden geknepen.

2. Chirurgisch proces

  1. Spreid en plak de ledematen van de verdoofde muis in rugligging met plakband op het chirurgische platform.
  2. Speld een naald van 27 G aan weerszijden boven het hoofd en nog een naald van 27 G aan weerszijden onder de oksel.
  3. Wikkel een elastiekje om de bovenste twee naalden en de bovenste snijtanden en een andere om nog eens twee naalden en de onderste snijtanden. Verander de naaldposities om de mate van opening en de oriëntatie van de mond te regelen (Figuur 3A).
    OPMERKING: Houd voor de orthodontische tandverplaatsing de mond maximaal open voordat de buccinator volledig strak wordt. De tong moet naar de niet-operatieve kant worden getrokken om het operatieveld bloot te leggen en ischemie te voorkomen.
  4. Buig het uiteinde van 1,5 mm van een 3 cm 304 roestvrij staaldraad en duw het gebogen uiteinde door de interproximale ruimte tussen de M1 en de maxillaire tweede kies (M2) vanaf de buccale zijde met een gebogen oogheelkundig pincet (Figuur 3B). Wanneer het palatinale uiteinde van de ligatuurdraad vanaf de palatinale kant wordt gezien, trekt u het tot ongeveer de helft van zijn lengte naar buiten en haalt u het door het ene uiteinde van de aangepaste spiraalveer.
  5. Leg een vierkante knoop met de twee uiteinden van de ligatuurdraad in de mesiale richting van de maxillaire M1 totdat de veer stevig aan de tand is bevestigd (Figuur 3C). Trek de overtollige draad af.
  6. Prik op dezelfde manier een tweede 3 cm 304 roestvrijstalen draad door het andere uiteinde van de spiraalveer.
  7. Reinig en droog de oppervlakken van de snijtanden met wattenbolletjes. Breng lijm aan op al die oppervlakken met wattenstaafjes en hard ze licht uit.
  8. Duw de tweede roestvrijstalen draad door de tussenruimte tussen de maxillaire snijtanden en leg een schuifknoop in de labiale richting (Figuur 3D). Trek de overtollige draad af en zorg ervoor dat de rest van de draad dicht bij het tandoppervlak ligt.
  9. Injecteer lichtuitgeharde hars om de knoop en snijtanden te bedekken; Laat de hars uitharden (Figuur 3E).

3. Postoperatieve behandeling

  1. Injecteer de muizen na de operatie intraperitoneaal met 0,05 mg/kg buprenorfine voor postoperatieve analgesie.
  2. Plaats de verdoofde muis op een thermostatische elektrische deken van 37 °C. Wanneer de muizen weer bij bewustzijn komen met lopen, breng hem dan terug naar een aparte woonkooi.
  3. Vanwege de beperkte werking van de snijtanden na de operatie, vervang gewoon hard voer door alleen een zacht dieet.
  4. Controleer de orthodontische hulpmiddelen elke dag. Als er tijdens de inspectie een omstandigheid wordt waargenomen die de geleiding van de orthodontische kracht beïnvloedt, zoals vervorming van de veer, losraken van de veer en het vallen van het apparaat, moet de muis worden uitgesloten van het experiment.
  5. Om de vergelijkbaarheid van experimenten te behouden, moet het gewicht van de muizen dagelijks na de operatie worden beoordeeld. Alle muizen die een gewichtsverlies vertonen van meer dan 30% van hun preoperatieve gewicht moeten van het experiment worden uitgesloten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

We hebben de OTM-operatie uitgevoerd op 11 volwassen mannelijke muizen (C57/BL6, 3 maanden oud). Ze werden geëuthanaseerd voor resultaten op dag 3, 8 en 14 na de operatie. In deze experimenten is de rechter maxillaire kant de operatiekant, terwijl de linker maxillaire kant de controlekant is. De micro-CT toonde aan dat er een temporele opeenvolgende toename was in de afstand tussen M1 en M2: 30 μm, 70 μm en 110 μm op respectievelijk dag 3, 8 en 14 na de operatie (figuur 4). Het parodontale l...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In dit artikel hebben we geprobeerd het eenvoudigste orthodontische tandbewegingsprotocol op het maxillaire model van muizen stap voor stap te beschrijven om de latente mechanismen van mechanische belasting-geïnduceerde botremodellering te bestuderen. Afgezien van onderzoek naar botremodellering, zijn er enkele andere reguliere toepassingen van deze methode: 1) methodologisch onderzoek naar de versnelling van orthodontische tandbeweging; 2) onderzoek naar orthodontische wortelresorptie; 3) biologische mechanismen van ort...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat er geen sprake is van belangenverstrengeling.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China-subsidie 82100982 aan F.L.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Experimentele modellen: muislijnen
C57/B6J Gempharmatech Experimentele Dieren Bedrijf C57/B6J
Kritische commerciële analyses
Hemotoxylin en Eosin kleuringskitBiosharpBL700B
Masson's Trichrome kleuringskitSolarbioG1340
Instrumenten
27 G naaldChengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD.SB1-074(IV)
LijmenMinnesota Mining and Manufacturing Co., Ltd.41282
KurkplaatDELI Group Co., Ltd.8705
WattenbaltjesHaishi Hainuo Group Co.,  Ltd.20120047
WattenstaafjesLakong Medical Devices Co., Ltd.M6500R
Aangepaste veerChengdu Mingxing Spring Co., Ltd.1109-02
PincettenChengdu Shifeng Co., Ltd.none
Licht uithardende vloeibare harsShofu Dental Trading (SHANGHAI) Co., Ltd.518785
LichtharderLiang Ya Dental Equipment Co., Ltd.LY-A180
Medische zelfklevende tapes Haishi Hainuo Group Co.,  Ltd.0008-2014
Medisch niet-geweven stofHenan Yadu Industrial Co., Ltd.01011500018
NaaldhoudersChengdu Shifeng Co., Ltd.none
ElastiekjesHaishi Hainuo Group Co.,  Ltd.32X1
Chirurgische schaarChengdu Shifeng Co., Ltd.none
PincetChengdu Shifeng Co., Ltd.none

Referenties

  1. Kenkre, J. S., Bassett, J. The bone remodeling cycle. Annals of Clinical Biochemistry. 55 (3), 308-327 (2018).
  2. Feng, X., McDonald, J. M. Disorders of bone remodeling. Annual Review of Pathology. 6 (1), 121-145 (2011).
  3. Alliston, T. Biological regulation of bone quality. Current Osteoporosis Reports. 12 (3), 366-375 (2014).
  4. Duncan, R. L., Turner, C. H. Mechanotransduction and the functional response of bone to mechanical strain. Calcified Tissue International. 57 (5), 344-358 (1995).
  5. García-Aznar, J. M., Nasello, G., Hervas-Raluy, S., Pérez, M. Á, Gómez-Benito, M. J. Multiscale modeling of bone tissue mechanobiology. Bone. 151 (10), 1-12 (2021).
  6. Rolvien, T., Amling, M. Disuse osteoporosis: clinical and mechanistic insights. Calcified Tissue International. 110 (5), 592-604 (2022).
  7. Vico, L., Hargens, A. Skeletal changes during and after spaceflight. Nature Reviews Rheumatology. 14 (4), 229-245 (2018).
  8. Iwaniec, U. T., Turner, R. T. Influence of body weight on bone mass, architecture and turnover. Journal of Endocrinology. 230 (3), R115-R130 (2016).
  9. Governale, L. S. Craniosynostosis. Pediatric Neurology. 53 (5), 394-401 (2015).
  10. Sahoo, N. K., Issar, Y., Thakral, A. Mandibular Distraction osteogenesis. Journal of Craniofacial Surgery. 30 (8), e743-e746 (2019).
  11. Roberts-Harry, D., Sandy, J. Orthodontics. Part 1: Who needs orthodontics. British Dental Journal. 195 (8), 433-437 (2003).
  12. Li, Y., Jacox, L. A., Little, S. H., Ko, C. C. Orthodontic tooth movement: The biology and clinical implications. Kaohsiung Journal of Medical Sciences. 34 (4), 207-214 (2018).
  13. Will, L. A. Orthodontic tooth movement: a historic prospective. Frontiers of Oral Biology. 18, 46-55 (2016).
  14. Xu, H., Lee, A., Sun, L., Naveh, G. R. S. 3D Imaging of PDL collagen fibers during orthodontic tooth movement in mandibular murine model. Journal of Visualized Experiments. (170), e62149(2021).
  15. Taddei, S. R., et al. Experimental model of tooth movement in mice: a standardized protocol for studying bone remodeling under compression and tensile strains. Journal of Biomechanics. 45 (16), 2729-2735 (2012).
  16. Deguchi, T., Takeshita, N., Balam, T. A., Fujiyoshi, Y., Takano-Yamamoto, T. Galanin-immunoreactive nerve fibers in the periodontal ligament during experimental tooth movement. Journal of Dental Research. 82 (9), 677-681 (2003).
  17. Gudhimella, S., et al. A rodent model using skeletal anchorage and low forces for orthodontic tooth movement. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 155 (2), 254-263 (2019).
  18. Lira Dos Santos, E. J., et al. Orthodontic tooth movement alters cementocyte ultrastructure and cellular cementum proteome signature. Bone. 153 (12), 116-139 (2021).
  19. Danz, J. C., Bibby, B. M., Katsaros, C., Stavropoulos, A. Effects of facial tooth movement on the periodontium in rats: a comparison between conventional and low force. Journal of Clinical Periodontology. 43 (3), 229-237 (2016).
  20. Kohno, T., Matsumoto, Y., Kanno, Z., Warita, H., Soma, K. Experimental tooth movement under light orthodontic forces: rates of tooth movement and changes of the periodontium. Journal of Orthodontics. 29 (2), 129-135 (2002).
  21. Gad, A. M., Soliman, S. O. Evaluation of systemic Omega-3 PUFAs effect on orthodontic tooth movement in a rabbit model: RCT. Angle Orthodontist. 93 (4), 476-481 (2023).
  22. Huang, C. Y., et al. Comparison of tooth movement and biological response resulting from different force magnitudes combined with osteoperforation in rabbits. Journal of Applied Oral Science. 29 (2), 20200734(2021).
  23. Alhasyimi, A. A., Pudyani, P. P., Asmara, W., Ana, I. D. Enhancement of post-orthodontic tooth stability by carbonated hydroxyapatite-incorporated advanced platelet-rich fibrin in rabbits. Orthodontics & Craniofacial Research. 21 (2), 112-118 (2018).
  24. Elkattan, A. E., et al. Effects of Different Parameters of Diode Laser on Acceleration of Orthodontic Tooth Movement and Its Effect on Relapse: An Experimental Animal Study. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (3), 412-420 (2019).
  25. von Böhl, M., Maltha, J. C., Von Den Hoff, J. W., Kuijpers-Jagtman, A. M. Focal hyalinization during experimental tooth movement in beagle dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 125 (5), 615-623 (2004).
  26. Machibya, F. M., et al. Effects of bone regeneration materials and tooth movement timing on canine experimental orthodontic treatment. Angle Orthodontist. 88 (2), 171-178 (2018).
  27. Deguchi, T., et al. Histomorphometric evaluation of alveolar bone turnover between the maxilla and the mandible during experimental tooth movement in dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 133 (6), 889-897 (2008).
  28. Tanimoto, K., et al. Experimental tooth movement into new bone area regenerated by use of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Cleft Palate-craniofacial Journal. 52 (4), 386-394 (2015).
  29. Oltramari, P. V., et al. Orthodontic movement in bone defects filled with xenogenic graft: an experimental study in minipigs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 131 (3), e10-e17 (2007).
  30. Verna, C., Dalstra, M., Lee, T. C., Melsen, B. Microdamage in porcine alveolar bone due to functional and orthodontic loading. European Journal of Morphology. 42 (1-2), 3-11 (2005).
  31. Steiner, G. G., Pearson, J. K., Ainamo, J. Changes of the marginal periodontium as a result of labial tooth movement in monkeys. Journal of Periodontology. 52 (6), 314-320 (1981).
  32. Celebi, A. A., Demirer, S., Catalbas, B., Arikan, S. Effect of ovarian activity on orthodontic tooth movement and gingival crevicular fluid levels of interleukin-1β and prostaglandin E(2) in cats. Angle Orthodontist. 83 (2), 70-75 (2013).
  33. Holmes, H. D., Tennant, M., Goonewardene, M. S. Augmentation of faciolingual gingival dimensions with free connective tissue grafts before labial orthodontic tooth movement: an experimental study with a canine model. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 127 (5), 562-572 (2005).
  34. Wennström, J. L., Lindhe, J., Sinclair, F., Thilander, B. Some periodontal tissue reactions to orthodontic tooth movement in monkeys. Journal of Clinical Periodontology. 14 (3), 121-129 (1987).
  35. Ibrahim, A. Y., Gudhimella, S., Pandruvada, S. N., Huja, S. S. Resolving differences between animal models for expedited orthodontic tooth movement. Orthodontics & Craniofacial Research. 20, 72-76 (2017).
  36. Kirschneck, C., Bauer, M., Gubernator, J., Proof, P., Schröder, A. Comparative assessment of mouse models for experimental orthodontic tooth movement. Scientific Reports. 10 (1), 1-12 (2020).
  37. Ransom, R. C., et al. Mechanoresponsive stem cells acquire neural crest fate in jaw regeneration. Nature. 563 (7732), 514-521 (2018).
  38. Mardas, N., et al. Experimental model for bone regeneration in oral and cranio-maxillo-facial surgery. Journal of Investigative Surgery. 27 (1), 32-49 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Orthodontisch muismodelbotremodelleringmechanische belastingtandverplaatsingmicro-CT-analysebotresorptiebotvorminghistopathologische analyseregeneratieve analyse
Het opstellen van een maxillair orthodontisch model bij muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.