Methodenartikel

Modellering van staaroperaties bij muizen

DOI:

10.3791/66050

⸱

1 december 2023

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Delaware

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze methode modelleert staarchirurgie in vivo door lensvezelcellen van volwassen muizen te verwijderen en de kapselzak met bevestigde lensepitheelcellen (LEC's) achter te laten. De letselrespons wordt vervolgens op verschillende tijdstippen na de operatie beoordeeld aan de hand van moleculaire en morfologische criteria.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cataractchirurgie (CS) is een effectieve behandeling voor staar, wereldwijd een belangrijke oorzaak van visuele handicaps. CS leidt echter tot oogontsteking en op de lange termijn kan dit leiden tot posterieure kapseltroebeling (PCO) en/of lensdislocatie als gevolg van de postoperatieve overgroei van lensepitheelcellen (LEC's) en hun omzetting in myofibroblasten en/of afwijkende vezelcellen. De moleculaire mechanismen waardoor CS resulteert in ontsteking en PCO zijn echter nog steeds onduidelijk omdat de meeste in vitro-modellen de wondgenezingsrespons van LEC's die in vivo worden gezien niet samenvatten, terwijl traditionele diermodellen van staaroperaties, zoals konijnen, de genetische manipulatie van genexpressie niet toestaan om mechanismen te testen. Onlangs hebben ons laboratorium en anderen met succes genetisch gemodificeerde muizen gebruikt om de moleculaire mechanismen te bestuderen die de inductie van pro-inflammatoire signalering en LEC-epitheliale naar mesenchymale overgang stimuleren, wat heeft geleid tot nieuw inzicht in de pathogenese van PCO. Hier rapporteren we het gevestigde protocol voor het modelleren van staaroperaties bij muizen, dat een robuuste transcriptionele profilering mogelijk maakt van de respons van LEC's op lensvezelcelverwijdering via RNAseq, de evaluatie van eiwitexpressie door semi-kwantitatieve immunofluorescentie, en het gebruik van moderne genetische hulpmiddelen voor muizen om de functie te testen van genen waarvan wordt verondersteld dat ze deelnemen aan de pathogenese van acute gevolgen zoals ontsteking, evenals de latere omzetting van LEC's in myofibroblasten en/of afwijkende lensvezelcellen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De lens is een zeer georganiseerd, transparant weefsel dat licht breekt om een duidelijk scherp beeld op het netvlies te produceren 1,2,3. Dit gespecialiseerde orgaan is omgeven door een ononderbroken basaalmembraan (het kapsel), dat de lens isoleert van andere delen van het oog. Het binnenste voorste oppervlak van de capsule verankert een monolaag van lensepitheelcellen (LEC's), die vervolgens aan de lensevenaar differentiëren tot lensvezelcellen, die het overgrote deel van de lens uitmaken3. Een cataract treedt op wanneer de lens zijn transparantie verliest als gevolg van factoren zoals veroudering, genetische mutatie, UV-straling, oxidatieve stress en oogtrauma4. Staar is wereldwijd een belangrijke oorzaak van blindheid, vooral in landen met slechte medische zorg5. Deze aandoening is nu echter gemakkelijk te behandelen door chirurgische verwijdering van ondoorzichtige lenscellen door phaco-emulsificatie waarbij het centrale lenskapsel en het bevestigde lensepitheel worden verwijderd, gevolgd door het gebruik van een vibrerende sonde om de celmassa van de lens in kleinere fragmenten te breken die kunnen worden weggezogen; het achterlaten van een capsulaire zak met enkele bevestigde equatoriale LEC's1. Het gezichtsvermogen wordt dan meestal hersteld door postoperatieve implantatie van een kunstmatige intraoculaire lens (IOL).

Hoewel staarchirurgie (CS) een zeer effectieve en minimaal invasieve behandeling voor staar is, kan het postoperatieve herstel van een patiënt acuut worden belemmerd door de ontwikkeling van oogontsteking 5,6,8. Deze ontsteking kan postoperatieve pijn veroorzaken, netvliesoedeem dat leidt tot netvliesloslating, evenals verergering van andere inflammatoire en fibrotische aandoeningen zoals uveïtis en glaucoom 4,7,8,9. Oogontsteking post-CS (PCS) wordt over het algemeen behandeld met ontstekingsremmende oogdruppels die worden geplaagd door een slechte therapietrouw van de patiënt of druppelloze staaroperaties die kunnen leiden tot een verhoogde prevalentie van floaters 8,10,11. Op de lange termijn kunnen de resultaten van CS in het gedrang komen door de ontwikkeling van posterieure capsulaire opacificatie (PCO)12. PCO treedt op wanneer resterende LEC's die na de operatie achterblijven, een wondgenezingsreactie ondergaan, zich vermenigvuldigen en migreren naar het achterste lenskapsel na maanden tot jaren PCS, wat bijdraagt aan secundaire visuele obstructie13,14.

Het begrijpen van de moleculaire mechanismen waarmee CS resulteert in dergelijke acute en chronische reacties vormt een grote uitdaging in het veld, aangezien veel van de literatuur die PCO onderzoekt, berust op de inductie van LEC-conversie naar myofibroblasten in cultuur via behandeling met actieve transformerende groeifactor bèta (TGFβ)12,15. Modellen van menselijke kapselzakken gemaakt van in vitro gekweekte kadaverlenzen weerspiegelen beter de biologie van de lens-PCS, aangezien LEC's worden gekweekt op hun oorspronkelijke basaalmembraan, maar moeilijk mechanistisch te manipuleren zijn, de intraoculaire omgeving niet recapituleren en inherent variabel zijn vanwege de variabiliteit van lens tot lens (of donor tot donor)16,17. Konijn 1,18 en niet-menselijke primaat19,20 in vivo modellen van staarchirurgie overwinnen enkele van deze problemen, maar zijn nog steeds niet gemakkelijk te manipuleren voor mechanistische studies. Met name een eerdere studie van lensregeneratie bij zoogdieren vond een significante lensregeneratie binnen vier weken nadat lensvezelcellen van muizen waren verwijderd, waardoor de lensepitheelcellen en het kapsel achterbleven, terwijl er geen lenshergroei plaatsvond toen de hele lens werd verwijderd 21,22. Vervolgens hebben we deze procedure gestroomlijnd en geoptimaliseerd voor de studie van de acute respons van LEC's op lensvezelcelverwijdering en hun daaropvolgende conversie naar een gemengde populatie van cellen met myofibroblast- en vezelceleigenschappen. 

Met behulp van dit muismodel van staarchirurgie hebben we aangetoond dat lensepitheelcellen hun transcriptoom drastisch hermodelleren met 6 uur PCS om talrijke pro-inflammatoire cytokines te produceren23, terwijl ze fibrotische markers al na 24 uur PCS12,23 tot expressie beginnen te brengen, voorafgaand aan het begin van canonieke TGFβ-signalering. Mechanistische experimenten bij knock-out muizen met behulp van dit model toonden aan dat cellulaire fibronectine-expressie door LEC's vereist is voor een aanhoudende fibrotische respons PCS, waarschijnlijk vanwege zowel zijn rol in de assemblage van de fibrotische ECM als celsignalering12. Andere studies toonden aan dat αVβ8-integrine nodig is voor de overgang van LEC's naar myofibroblasten vanwege zijn functie bij TGFβ-activering, en het potentieel van deze benadering om anti-PCO-therapeutische leads te identificeren werd bevestigd toen een αVβ8-integrine-antagonist ook LEC EMT15 blokkeerde.

Hier bieden we een gedetailleerd protocol waarin wordt beschreven hoe de lensvezelcellen van levende muizen kunnen worden verwijderd (Figuur 1en Figuur 4) terwijl het lenskapsel en de LEC's achterblijven om de LEC-respons op staaroperaties te modelleren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het volgende protocol is goedgekeurd door de University of Delaware Institutional Animal Care and Use Committee onder protocol #1039-2021-1. In overeenstemming met de Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research24 kunnen alle oculaire overlevingsoperaties slechts aan één oog worden uitgevoerd. Zie de materiaaltabel voor meer informatie over reagentia en instrumenten die in dit protocol worden gebruikt. Alternatieve benaderingen voor het extraheren van de lensvezels en het hechten worden weergegeven in Figuur 2 en Figuur 3.

1. Dieren

  1. Gebruik voor deze procedure een wildtype of genetisch gemodificeerde laboratoriummuizenstam met ogen met intacte lenzen.
    1. Gebruik C57BL/6-muizen als uitgangspunt, aangezien hun reacties zeer reproduceerbaar zijn op zowel morfologische als moleculaire niveaus25,26.
      OPMERKING: C57BL/6 of een andere muizenstam kan worden gebruikt. In het videoprotocol wordt de FVB-muis gebruikt voor een betere visuele demonstratie.
    2. Onderzoek uitvoeren naar de respons van mutanten op andere muizenstammen met op de stam afgestemde controles.
      OPMERKING: Met oefening kan deze procedure worden uitgevoerd bij muizen van wie de lenzen staar hebben, zolang het lenskapsel intact is en de lens geen significante liquefactie heeft ondergaan. Zie de studie van muizen met lensvoorwaardelijke deletie van de transcriptiefactor Sip127.
  2. Voer deze operatie uit bij muizen van beide geslachten vanaf 8 weken tot 24 maanden25,26.
    1. Voer deze operatie uit bij nog jongere muizen (na het openen van het ooglid) met oefening, hoewel het moeilijker zal zijn omdat deze ogen aanzienlijk kleiner zullen zijn.
    2. Wees vooral voorzichtig met operaties bij oudere muizen vanwege hun lagere tolerantie voor anesthesie25,26.
      OPMERKING: Sekseverschillen in operatiereacties komen vaker voor bij oudere muizen26.

2. Bereiding van oplossingen en chirurgische instrumenten

  1. Verkrijg verdovende en pijnstillende middelen, dilatatiedruppels, steriel wegwerpscalpel, #5 Dumont-pincet, 2-110 hechttang, naalden (26 G 1/2 en 27 G 45° gebogen doseerpunt 1"), spuiten en uitgebalanceerde zoutoplossing (BSS).
  2. Steriliseer chirurgische instrumenten in een autoclaaf.

3. Voorafgaand aan de anesthesie

  1. Geef de muis voorafgaand aan de anesthesie één druppel 1% atropine en 2,5% fenylefrine om de pupil van het oog dat een operatie ondergaat te verwijden (zie figuur 1A). Breng oogzalf aan op het niet-geopereerde oog om te voorkomen dat het oppervlak uitdroogt.
    OPMERKING: De ARVO-verklaring over het gebruik van dieren in oogonderzoek24 staat alleen toe dat een overlevingsoperatie aan één oog wordt onderworpen, waarbij het andere oog onaangeroerd blijft zodat het dier het gezichtsvermogen behoudt. Overlevingsoperaties zijn dus altijd eenzijdig; Het contralaterale, niet-geopereerde oog kan echter vlak voor het offeren worden geopereerd om op dieren afgestemde 'time zero'-controles te creëren.
  2. Zorg ervoor dat de oogdruppels niet langs het gezicht van de muis lopen en in de neus terechtkomen, omdat dit de ademhaling kan belemmeren.
  3. Bereid een spuit voor met steriele BSS met behulp van een steriele naald van 26 G 1/2. Plaats de spuit op een steriele, 27 G 45° gebogen stompe doseerpunt van 1 inch (hieronder een doseerpunt genoemd).

4. Anesthesie

  1. Verdoof de muis na oogdruppels met een intraperitoneale injectie van xylazine/ketamine/acepromazine (35 mg/kg, 80 mg/kg en 0,5 mg/kg) oplossing (Figuur 1B).
    OPMERKING: Inhalatie-anesthesie is mogelijk niet mogelijk, tenzij een gespecialiseerde neuskegel kan worden gebruikt om toegang te krijgen tot het oog dat nodig is voor de operatie.

5. Het maken van de incisie

  1. Zodra de muis volledig onder narcose is, gemeten aan de hand van het ontbreken van een teenknijpreflex, en de pupil volledig is verwijd (2 mm) (Figuur 4A), is de muis klaar voor een operatie.
    1. Verplaats de verdoofde muis naar het podium van een samengestelde ontleedlichtmicroscoop. Gebruik een verwarmingskussen om ervoor te zorgen dat de muis voldoende thermische regulatie heeft en gebruik steriele gordijnen.
    2. Bekijk het oog onder een vergroting van 10x-20x met behulp van een ontleedmicroscoop (zie Tabel met materialen voor details).
  2. Maak een incisie van 1-1,5 mm in het midden van het hoornvlies met behulp van een steriel chirurgisch scalpel. Zorg ervoor dat de incisie zich door het hoornvlies uitstrekt en het voorste lenskapsel insnijdt (Figuur 1C en Figuur 4B).

6. Het scheiden van de lensvezels van het kapselzakje

  1. Pak de spuit vast met een doseerpunt die steriele BSS bevat en verwijder voorzichtig 1 druppel BSS boven het hoornvlies om het oppervlak nat te maken voor verdere manipulatie.
  2. Scheid de lensvezelmassa van het lenskapsel.
    1. Steek de doseertip door de centrale incisie in het hoornvlies in de incisie in het lenskapsel en beweeg de naald vervolgens voorzichtig in een cirkelvormige beweging terwijl u langzaam BSS loslaat om apicaal-apicale verbindingen tussen lensepitheel- en vezelcellen te scheiden (hydrodissectie), waardoor uiteindelijk de lensvezelmassa wordt verdreven (Figuur 1D).
    2. In de meeste gevallen zal de vezelmassa zich tijdens deze procedure uiteindelijk aan de doseertip hechten (Figuur 2A). Als dit gebeurt, verwijder dan voorzichtig de doseertip van het binnenoog; en reinig met een steriele handdoek om dit weefsel te verwijderen. Herhaal dit totdat alle lensvezelcellen zijn verwijderd.
    3. U kunt ook een micropincet (nummer 5 Dumont) gebruiken om de lenskern te extraheren (Figuur 2B). Als u deze methode gebruikt, zorg er dan voor dat de oorspronkelijke incisie in het hoornvlies groter is dan de diameter van de kern om deze gemakkelijk te kunnen verwijderen.
  3. Spoel het lenskapsel af met steriel BSS om eventuele resterende vezels te verwijderen.
  4. Controleer of het lenskapsel in het oog is gelaten (Figuur 1E en Figuur 4C) door het doorschijnende/glazige uiterlijk door de microscoop te bekijken.

7. Het opblazen van de voorste oogkamer en het hechten van de incisie in het hoornvlies

  1. Blaas de voorste kamer op tot de normale diepte door BSS via de incisie in de voorste kamer te injecteren.
    1. Voeg remmers of activatoren van signaalroutes die van belang zijn toe aan de BSS om hun rol in de respons op lensletsel te testen12,15.
      OPMERKING: Dieren kunnen ook systemisch worden behandeld met pathwayremmers, die nodig kunnen zijn afhankelijk van de farmacokinetiek van de geneesmiddelomzet, aangezien de kamerwaterbalans na de operatie wordt hersteld15.
  2. Hecht de incisie in het hoornvlies met vierkante knopen met behulp van 10-0 nylondraad met een taps toelopende, gebogen naald van 5,3 mm 1/2c (Figuur 1F en Figuur 4D-F).
    1. Plaats één vierkante knoopsteek in het centrale deel van de incisie of twee vierkante knoopsteken op zowel de bovenste als de onderste helft van de oorspronkelijke incisie (zie afbeelding 3). Het aantal hechtingen is afhankelijk van de lengte van de incisie in het hoornvlies.
    2. Prik niet in één keer in beide hoornvliesflappen. Houd in plaats daarvan een hoornvliesflap met een pincet in de niet-dominante hand en duw de naald/nylon erdoorheen. Zodra een kant van het hoornvlies is doorboord, duwt u de naald/nylon door de volgende hoornvliesflap. Sluit de hoornvliesflappen met vierkante knoopsteken.

8. Postoperatieve zorg

OPMERKING: Topische antibiotische zalf wordt op het oog aangebracht en pijnstillers worden toegediend. Muizen vertonen meestal geen tekenen van angst na de eerste operatie. Indien nodig kan een versie met langzame afgifte van buprenorfine worden gebruikt.

  1. Voer onmiddellijk na deze operatie de volgende substappen uit.
    1. Breng één druppel 0,5% erytromycine oogzalf direct boven de hechting aan. Zorg ervoor dat de hele incisie bedekt is met zalf.
    2. Dien een intraperitoneale injectie met buprenorfine (0,1 mg/kg) toe.
  2. Laat de muis herstellen van de anesthesie in een kooi die op een verwarmingskussen is geplaatst om de thermische ondersteuning te optimaliseren.
    OPMERKING: Controleer het dier op tekenen van trauma, angst of ongemak. Enkele tekenen zijn infectie/krabben op de plaats van de operatie, verplaatste hechting, verlies van vacht, enz.

9. Toezicht op het herstel van dieren

  1. Bewaak het herstel van het dier na de operatie totdat het ontwaakt uit de narcose.
  2. Controleer de muizen elke dag gedurende de eerste 3 dagen na de operatie.
    OPMERKING: Het is meestal niet nodig om hechtingen te verwijderen, omdat muizen ofwel worden opgeofferd voordat ze volledig genezen zijn (2 weken PCS) of omdat de hechtingen er spontaan uitvallen.
  3. Dien buprenorfine oraal toe, indien nodig voor pijnbestrijding na 4-8 uur na de operatie, in een dosering van 0,5 mg/kg (in Jello) of een dosering van 0,1 mg/kg voor degenen die niet eten. U kunt ook buprenorfine met verlengde afgifte toedienen vlak voor de operatie.
    OPMERKING: Indien mogelijk moeten preventieve analgetica worden gebruikt, maar dit kan aanpassingen aan het analgetische protocol vereisen die beoordeling en goedkeuring vereisen van de institutionele commissie voor dierenverzorging en -gebruik.

10. Euthanasie

  1. Euthanaseer de muis op een gewenst tijdstip na de operatie
    1. Het geopereerde oog verwijderd met behulp van het niet-geopereerde oog als controleweefsel; of het dier opnieuw verdoven, een operatie voor het verwijderen van lensvezelcellen uitvoeren op het eerder niet-geopereerde contralaterale oog en het dier vervolgens onmiddellijk opofferen (zonder het uit de anesthesie te laten ontwaken) om een tijdnul-bediende controle te bieden.
    2. Zorg voor een snelle dissectie en weefseloogst.
      OPMERKING: LEC's ondergaan transcriptomische veranderingen binnen enkele minuten na de operatie, dus snelle weefseloogst en fixatie/bevriezing zijn noodzakelijk bij het bestuderen van vroege LEC-reacties op chirurgie.

11. Verdere analyse uitvoeren op geoogste lensweefsels

  1. Gebruik het verkregen weefsel voor immunokleuring, RNA-sequencing, celcultuur of westerse analyse 12,15,23,25,26,28. Flowcytometrie is theoretisch ook mogelijk12, hoewel het kleine aantal LEC's in de muizenlens (~40.000)29 en de aanwezigheid van capsule-geassocieerd celresten na een operatie dit een uitdaging maken.
  2. Immunokleuring
    1. Euthanaseer de muis in een kamer via CO2 -inhalatie (4 l/min) uit een gasfles. Verhoog het debiet tot 8-10 l/min zodra de muis bewusteloos is en ga door met deze blootstelling tot volledige stopzetting van de ademhaling plus 1 minuut.
      OPMERKING: De muis kan worden geëuthanaseerd met behulp van een geschikte methode volgens de AVMA-richtlijnen voor de euthanasie van dieren of volgens de door de Institutional Animal Care and Use Committee goedgekeurde richtlijnen of beleidslijnen.
    2. Zorg voor de juiste opoffering door een secundaire methode van euthanasie toe te passen, bijv. cervicale dislocatie.
      OPMERKING: Het Duncan-lab heeft tijdstippen onderzocht variërend van minuten tot maanden PCS 12,15,23.
    3. Nadat de muis op humane wijze is geofferd, isoleert u het geopereerde oog voor analyse.
      1. Houd een micropincet in de niet-dominante hand om het geopereerde oog vast te pakken terwijl u een microschaar in de dominante hand houdt.
      2. Knip voorzichtig de oogzenuw en spieren die het oog verankeren.
        OPMERKING: Wees bijzonder voorzichtig met het omgaan met ogen die onlangs zijn geopereerd versus ogen die langer de tijd hebben gehad om PCS te genezen. Pas geopereerde ogen zijn structureel kwetsbaarder.
    4. Sluit het ontleedde oog in OCT-media in voor latere cryo-sectie, immunokleuring en semi-kwantitatieve confocale microscopie28,30.
  3. Isolatie van de kapselzak met geassocieerde cellen voor RNA-sequencing, celcultuur of western blot-analyse
    1. Euthanaseer de muis in een kamer via CO2 -inhalatie (4 l/min) uit een gasfles. Verhoog het debiet tot 8-10 l/min zodra de muis bewusteloos is en ga door met deze blootstelling tot volledige stopzetting van de ademhaling plus 1 minuut.
    2. Zorg voor de juiste opoffering door een secundaire methode van euthanasie toe te passen, bijv. cervicale dislocatie.
    3. Als een vroeg tijdstip PCS (binnen 1-2 dagen) vereist is, verwijder dan de hechtingen voorafgaand aan weefselextractie of maak nog een incisie in het hoornvlies om het lenskapsel te verwijderen.
      OPMERKING: Op latere tijdstippen PCS zullen de hechtingen waarschijnlijk zijn uitgevallen, dus een nieuwe incisie is nodig.
  4. Zoek het doorschijnende lenskapsel.
    1. Steek de micropincet voorzichtig door de opening van het hoornvlies, pak de capsule vast en verwijder deze uit de voorste oogkamer.
    2. Plaats de capsule in een microcentrifugebuisje van 1,5 ml of kweekschaaltje voor verdere analyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Op basis van de resultaten van deze chirurgische methode heeft het Duncan Lab dit muismodel van staarchirurgie gebruikt om een letselresponstijdverloop van lensepitheelcellen na de operatie te construeren (Figuur 5). Tegen 6 uur na de operatie is 5% van het lensepitheliale transcriptoom differentieel tot expressie gebracht (Figuur 6A), inclusief de opregulatie van talrijke onmiddellijke vroege responsgenen en pro-inflammatoire c...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze chirurgische techniek vereist geavanceerde muishantering en microchirurgische vaardigheden die oefening vergen om te ontwikkelen. Het moeilijkst onder de knie te krijgen is het plaatsen van fijne hechtingen in het hoornvlies om de wond te sluiten. Stel dat de onderzoeker een totale beginner is op het gebied van hechten. In dat geval is het aan te raden om eerst te oefenen met touw en doek en vervolgens te oefenen met hechtingen met een grote diameter op klein fruit om de benodigde h...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het Duncan-lab heeft financiële steun ontvangen van Pliantx om anti-PCO-therapieën te testen met behulp van dit operatiemodel.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door het National Eye Institute (EY015279 en EY028597) en Delaware INBRE (P20 GM103446).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.5% Erythryomycin opthalmic ointment USPBaush Lomb24208-910-55
1% Atropine sulfate oogdruppelsAmneal60219-1748-2
1% Tropicamide opthalmic oplossing USPAkorn17478-102-12
10-0 Nylon hechtdraadEthicon7707G
2.5% Fenylephrine hydrochloride oogdruppels USPAkorn17478-200-12
26 G 1/2 Naalden - rechtBD PrecisionGlide5111
27 G 45° gebogen doseerspuit 1"Harfington
Gebalanceerde zoutoplossingPhoenix57319-555-06
Buprenorfine (0,1 mg/kg)APP Pharmaceticals401730D
Chlorhexidine-oplossing
Naaldhouder 2-110Duckworth & Kent2-110-3E
Noyes schaar, rechtFine Science Tools12060-02
SMZ800 Nikon model microscoopNikon
Steriele wegwerp scalpel Nr.11Feather2975#11
Pincet #5 DumontElectron Microscopy Sciences72700-D
Xylazin/Ketamine/Acepromazine (35 mg/kg, 80 mg/kg, 0,5 mg/kg) oplossingAPP Pharmaceticals401730D

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wormstone, I. M., Wormstone, Y. M., Smith, A. J. O., Eldred, J. A. Posterior capsule opacification: What's in the bag. Prog Retin Eye Res. 82, 100905(2021).
  2. Bassnett, S., Shi, Y., Vrensen, G. F. Biological glass: structural determinants of eye lens transparency. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 366 (1568), 1250-1264 (2011).
  3. Danysh, B. P., Duncan, M. K. The lens capsule. Exp Eye Res. 88 (2), 151-164 (2009).
  4. Liu, Y. C., Wilkins, M., Kim, T., Malyugin, B., Mehta, J. S. Cataracts. Lancet. 390 (10094), 600-612 (2017).
  5. Khairallah, M., et al. Number of people blind or visually impaired by cataract worldwide and in world regions, 1990 to 2010. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (11), 6762-6769 (2015).
  6. Chan, E., Mahroo, O. A., Spalton, D. J. Complications of cataract surgery. Clin Exp Optom. 93 (6), 379-389 (2010).
  7. Taravati, P., Lam, D. L., Leveque, T., Van Gelder, R. N. Postcataract surgical inflammation. Curr Opin Ophthalmol. 23 (1), 12-18 (2012).
  8. Shihan, M. H., Novo, S. G., Duncan, M. K. Cataract surgeon viewpoints on the need for novel preventative anti-inflammatory and anti-posterior capsular opacification therapies. Curr Med Res Opin. 35 (11), 1971-1981 (2019).
  9. El-Harazi, S. M., Feldman, R. M. Control of intra-ocular inflammation associated with cataract surgery. Curr Opin Ophthalmol. 12 (1), 4-8 (2001).
  10. Lindstrom, R. L., Galloway, M. S., Grzybowski, A., Liegner, J. T. Dropless Cataract Surgery: An Overview. Curr Pharm Des. 23 (4), 558-564 (2017).
  11. Assil, K. K., et al. Dropless cataract surgery: modernizing perioperative medical therapy to improve outcomes and patient satisfaction. Curr Opin Ophthalmol. 32 (Suppl 1), S1-S12 (2021).
  12. Shihan, M. H., et al. Fibronectin has multifunctional roles in posterior capsular opacification (PCO). Matrix Biol. 90, 79-108 (2020).
  13. Wormstone, I. M., Wang, L., Liu, C. S. Posterior capsule opacification. Exp Eye Res. 88 (2), 257-269 (2009).
  14. Awasthi, N., Guo, S., Wagner, B. J. Posterior capsular opacification: a problem reduced but not yet eradicated. Arch Ophthalmol. 127 (4), 555-562 (2009).
  15. Shihan, M. H., et al. αVβ8 integrin targeting to prevent posterior capsular opacification. JCI Insight. 6 (21), e145715(2021).
  16. Wormstone, I. M. The human capsular bag model of posterior capsule opacification. Eye (Lond). 34 (2), 225-231 (2020).
  17. Wormstone, I. M., Collison, D. J., Hansom, S. P., Duncan, G. A focus on the human lens in vitro. Environ Toxicol Pharmacol. 21 (2), 215-221 (2006).
  18. Konopińska, J., Młynarczyk, M., Dmuchowska, D. A., Obuchowska, I. Posterior capsule opacification: A review of experimental studies. J Clin Med. 10 (13), 2847(2021).
  19. Koopmans, S. A., et al. Prevention of capsule opacification after accommodating lens refilling: pilot study of strategies evaluated in a monkey model. J Cataract Refract Surg. 40 (9), 1521-1535 (2014).
  20. Koopmans, S. A., et al. Accommodative lens refilling in rhesus monkeys. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47 (7), 2976-2984 (2006).
  21. Call, M. K., Grogg, M. W., Tsonis, P. A. Eye on regeneration. Anat Rec B New Anat. 287 (1), 42-48 (2005).
  22. Call, M. K., Grogg, M. W., Del Rio-Tsonis, K., Tsonis, P. A. Lens regeneration in mice: implications in cataracts. Exp Eye Res. 78 (2), 297-299 (2004).
  23. Novo, S. G., et al. The immediate early response of lens epithelial cells to lens injury. Cells. 11 (21), 3456(2022).
  24. ARVO Statement for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research. , https://www.arvo.org/About/policies/arvo-statement-for-the-use-of-animals-in-ophthalmic-and-vision-research/ (2021).
  25. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The aging mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108663(2021).
  26. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The effect of sex on the mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108676(2021).
  27. Grabitz, A. L., Duncan, M. K. Focus on molecules: Smad Interacting Protein 1 (Sip1, ZEB2, ZFHX1B). Exp Eye Res. 101, 105-106 (2012).
  28. Shihan, M. H., Novo, S. G., Le Marchand, S. J., Wang, Y., Duncan, M. K. A simple method for quantitating confocal fluorescent images. Biochem Biophys Rep. 25, 100916(2021).
  29. Shi, Y., De Maria, A., Lubura, S., Sikic, H., Bassnett, S. The penny pusher: a cellular model of lens growth. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (2), 799-809 (2014).
  30. Reed, N. A., Oh, D. J., Czymmek, K. J., Duncan, M. K. An immunohistochemical method for the detection of proteins in the vertebrate lens. J Immunol Methods. 253 (1-2), 243-252 (2001).
  31. Jiang, J., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. Lens epithelial cells initiate an inflammatory response following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 59 (12), 4986-4997 (2018).
  32. Mamuya, F. A., et al. The roles of αV integrins in lens EMT and posterior capsular opacification. J Cell Mol Med. 18 (4), 656-670 (2014).
  33. Manthey, A. L., et al. The Zeb proteins δEF1 and Sip1 may have distinct functions in lens cells following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (8), 5445-5455 (2014).
  34. Hupy, M. L., et al. Suppression of epithelial to mesenchymal transition markers in mouse lens by a Smad7-based recombinant protein. Chem Biol Interact. 344, 109495(2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Posterior Capsule OpacificationLens Epithelial CellsMouse Cataract ModelTGF Beta SignalingAlpha V Beta Eight IntegrinMyofibroblast FormationOcular InflammationGenetic ManipulationImmunofluorescence Analysis

Gerelateerde artikelen