Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Het verkrijgen van cryosecties van het hele konijnenoog van hoge kwaliteit

3.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66115

⸱

10 november 2023

 ,  , 
1Keck School of Medicine, University of Southern California, 2The Vision Center, Department of Surgery, Children’s Hospital Los Angeles, 3The Saban Research Institute, Children’s Hospital Los Angeles, 4USC Roski Eye Institute, Department of Ophthalmology, Keck School of Medicine, University of Southern California, 5Eli and Edythe Broad CIRM Center for Regenerative Medicine and Stem Cell Research, University of Southern California, 6Tina and Rick Caruso Department of Otolaryngology-Head and Neck Surgery, University of Southern California

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een betrouwbare methode voor het verkrijgen van hoogwaardige cryosecties van hele konijnenogen. Het beschrijft procedures voor dissectie, fixatie, inbedding en secties van konijnenogen, die gemakkelijk kunnen worden aangepast voor gebruik in elk onderzoek waarbij immunohistochemie in grotere ogen wordt gebruikt.

Samenvatting

Dit protocol beschrijft hoe je hoogwaardige retinale cryosecties kunt verkrijgen bij grotere dieren, zoals konijnen. Na enucleatie wordt het oog kort ondergedompeld in het fixeermiddel. Vervolgens worden het hoornvlies en de iris verwijderd en wordt het oog een nacht gelaten voor extra fixatie bij 4 °C. Na fixatie wordt de lens verwijderd. Het oog wordt vervolgens in een cryomal geplaatst en gevuld met een inbeddingsmedium. Door de lens te verwijderen, heeft het inbeddingsmedium een betere toegang tot het glasvocht en leidt dit tot een betere stabiliteit van het netvlies. Belangrijk is dat het oog 's nachts in inbeddingsmedium moet worden geïncubeerd om volledige infiltratie door het glasvocht mogelijk te maken. Na een nacht incubatie wordt het oog op droogijs ingevroren en in doorsneden gesneden. Hele netvliescoupes kunnen worden verkregen voor gebruik in de immunohistochemie. Standaard kleuringsprotocollen kunnen worden gebruikt om de lokalisatie van antigenen in het netvliesweefsel te bestuderen. Naleving van dit protocol resulteert in hoogwaardige retinale cryosecties die kunnen worden gebruikt in elk experiment met behulp van immunohistochemie.

Inleiding

Het netvlies bestaat uit verschillende lagen gespecialiseerde cellen in het oog die samen werken om licht om te zetten in neurale signalen. Omdat het netvlies een cruciale rol speelt bij het gezichtsvermogen, kan het begrijpen van de structuur en functie ervan waardevolle inzichten opleveren in enkele van de meest voorkomende oorzaken van verlies van het gezichtsvermogen, zoals maculaire degeneratie en diabetische retinopathie.

Konijnen dienen als een handig diermodel bij netvliesonderzoek, omdat ze verschillende voordelen bieden in vergelijking met andere modellen. Konijnenogen lijken qua anatomie relatief veel op die van mensenogen 1,2. Konijnen hebben bijvoorbeeld een gebied met een verhoogde fotoreceptordichtheid, bekend als de horizontale visuele streep, die analoog is aan de fovea bij mensen. Andere veelgebruikte diermodellen, zoals knaagdieren, hebben geen anatomisch equivalent. Bovendien is het retinale vaatstelsel bij konijnen in vergelijking met knaagdieren redelijk vergelijkbaar met dat bij mensen. Konijnenogen zijn ook relatief groot. Dit maakt ze bijzonder geschikt voor onderzoeken waarbij geneesmiddelen worden toegediend of een chirurgische ingreep in het glasvocht of het netvlies die anders moeilijk of onmogelijk zou zijn in een kleineroog3.

Immunohistochemie (IHC) is een veelgebruikte techniek om de lokalisatie van antigenen in een weefsel te bestuderen en heeft brede toepassingen in netvliesonderzoek 4,5,6. Omdat het netvlies een delicate structuur is, vereist het verkrijgen van bruikbare resultaten via IHC een zorgvuldige weefselverwerking. Netvliesloslating en andere weefselartefacten zoals netvliesbreuken of -plooien komen vaak voor tijdens de verwerking en kunnen de interpretatie van de resultaten verstoren. Succesvolle verwerking hangt af van verschillende factoren, waaronder weefselmanipulatie, type en duur van fixatie, type inbeddingsmedia en sectietechnieken 7,8,9,10. Ondanks de voordelen van het gebruik van konijnen als diermodel in netvliesonderzoek, bestaan er maar heel weinig protocollen die een succesvolle weefselverwerking van het netvlies van konijnen beschrijven. Dit artikel beschrijft een betrouwbare methode voor het verkrijgen van hoogwaardige netvliescoupes van hele konijnenogen voor gebruik bij IHC.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met en goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de University of Southern California. Bij de ontwikkeling van dit protocol zijn veertien (n = 14) konijnen met Nederlandse gordel tussen de 4 en 6 maanden oud gebruikt. Er werden zowel mannelijke als vrouwelijke dieren gebruikt. Alle dieren wogen tussen de 2,0 en 2,5 kg. Alle dieren werden apart gehuisvest. Een lijst met aanbevolen materialen en apparatuur is te vinden in de Tabel met materialen.

1. Voorbereiding

  1. Fixatief preparaat.
    1. Bereid 4% paraformaldehyde (PFA) in fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS). Per oog is minimaal 50 ml fixeermiddel nodig.
  2. Bereiding van cryoprotectieve middelen.
    1. Bereid 30% gewicht per volume (w/v) sucrose in PBS. Plaats minimaal 15 minuten op een shaker om ervoor te zorgen dat de sucrose volledig is opgelost. Per oog is minimaal 50 ml cryoprotectief middel nodig.
  3. Voorbereiding van het dissectie-instrument.
    1. Verzamel twee pincetten, een gebogen schaar, een scalpelmesje en een dissectieschaal van 100 mm en plaats ze in de buurt van een dissectiemicroscoop. Een voorbeeldopstelling is weergegeven in figuur 1A.

2. Eerste fixatie

  1. Plaats na transconjunctivale enucleatie11 het oog onmiddellijk in ten minste 50 ml 4% PFA in PBS op ijs. Zorg ervoor dat het oog volledig ondergedompeld is. Als er zich luchtbellen verzamelen op het buitenoppervlak van het oog, verwijder deze dan door voorzichtig te schudden.

3. Verwijdering van hoornvlies en iris

  1. Verwijder na 15 minuten het oog van 4% PFA in PBS en plaats het in een dissectieschaal van 100 mm onder een ontleedmicroscoop. Vul de schaal met PBS om te voorkomen dat het oog uitdroogt.
  2. Verwijder het hoornvlies.
    1. Begin met het maken van een incisie met een chirurgisch mes 1 mm voor de limbus, evenwijdig aan het irisvlak om te voorkomen dat onderliggende structuren per ongeluk worden doorboord (Figuur 1B).
    2. Steek de gebogen schaar in de eerste incisie en blijf rondom knippen terwijl u 1 mm van de limbus blijft. Gebruik een pincet om het oog te stabiliseren tijdens het snijden (Figuur 1C).
    3. Zodra de snede in de omtrek is voltooid, verwijdert u het hoornvlies met een tang en veegt u overtollig PBS voorzichtig weg met een laboratoriumdoekje. Plaats het hoornvlies in 30% sucrose-oplossing bij kamertemperatuur (RT) voor cryoprotectie of gooi het weg. Cryoprotectie is voltooid wanneer het hoornvlies zinkt, wat doorgaans minder dan 1 uur duurt.
  3. Verwijder de iris.
    1. Begin met het maken van een eerste snede met een gebogen schaar door de iris. Scheid de iris volledig van de rest van het weefsel door in de omtrek te snijden, vergelijkbaar met het verwijderen van het hoornvlies (Figuur 1D).
    2. Zodra de snede in de omtrek is voltooid, verwijdert u de iris met een pincet en veegt u overtollig PBS voorzichtig weg met een laboratoriumdoekje. Plaats de iris in 30% sucrose-oplossing bij RT voor cryoprotectie of gooi weg zoals hierboven. Cryoprotectie is voltooid wanneer de iris zakt, wat doorgaans minder dan 30 minuten duurt.

4. Voltooiing van de fixatie

  1. Met het hoornvlies en de iris verwijderd, plaatst u het oog in ten minste 50 ml vers bereide 4% PFA in PBS en legt u het op een shaker voor zachte agitatie. Zorg ervoor dat het oog ondergedompeld blijft tijdens het opwinden.
  2. Houd het oog in 4% PFA in PBS bij 4 °C 's nachts.
    OPMERKING: We hebben ontdekt dat 4% PFA resulteert in een uitstekende IHC-kleuring bij gebruik tussen 16 uur en 24 uur bij 4 °C, met een langere fixatieduur die resulteert in een verhoogde niet-specifieke achtergrondkleuring en epitoopmaskering.

5. Lens verwijderen

  1. Verwijder de volgende ochtend het oog van 4% PFA in PBS en plaats het in een dissectieschaal van 100 mm onder een ontleedmicroscoop. Vul de schaal met PBS om te voorkomen dat het oog uitdroogt.
  2. Verwijder de lens.
    1. Begin met het voorzichtig vastpakken van het voorste lenskapsel met een pincet.
      OPMERKING: Wees uiterst voorzichtig dat u niet met kracht met de pincet op de lens duwt of trekt, omdat dit een netvliesloslating kan veroorzaken.
    2. Steek de schaar voorzichtig in de achterkamer met de bladen naar achteren gebogen langs de lens. Maak een eerste snede door de lenszonules met een gebogen schaar.
      NOTITIE: Wees uiterst voorzichtig dat u niet met kracht met de schaar op de zonules duwt of trekt, omdat dit een netvliesloslating kan veroorzaken (Figuur 1E).
    3. Ga door met het maken van kleine sneden door de zonules van de lens in een omtrekpatroon. Maak drie tot vijf sneden per klokuur.
    4. Om te controleren of de lens gescheiden is van de rest van het weefsel, pakt u het voorste lenskapsel voorzichtig met een pincet vast en probeert u het voorzichtig op te tillen. Als de lens niet onmiddellijk omhoog komt, probeer dan niet meer te trekken, omdat dit een netvliesloslating kan veroorzaken. Maak in plaats daarvan meer sneden door de resterende lenszonules en probeer het opnieuw.
    5. Eenmaal gescheiden van de rest van het weefsel, plaatst u de lens in 30% sucrose-oplossing bij RT voor cryoprotectie of gooit u deze weg zoals hierboven. Cryoprotectie is voltooid wanneer de lens zinkt, wat meestal een paar uur duurt.
  3. Plaats het oog in ten minste 50 ml 30% sucrose in PBS bij 4 °C voor cryoprotectie. Cryoprotectie is voltooid wanneer het oog zakt, wat doorgaans 24-48 uur duurt. Om cryoprotectie te versnellen, vervangt u de oorspronkelijke sucrose-oplossing na 8-12 uur door een verse en/of houdt u de sucrose-oplossing in de gaten bij RT.

6. Inbedding

  1. Zodra de cryoprotectie is voltooid, verwijdert u het oog uit 30% sucrose-oplossing en plaatst u het in een dissectieschaal van 100 mm onder een ontleedmicroscoop. Draai het oog voorzichtig zodat het naar beneden wijst om overtollige sucrose-oplossing uit het binnenste deel van het oog te verwijderen.
    OPMERKING: Probeer niet overtollige oplossing uit het binnenste deel van het oog te verwijderen met een laboratoriumdoekje, aangezien het doekje aan het glasvocht kan blijven plakken en kan leiden tot een netvliesloslating.
  2. Veeg met het oog naar beneden gericht voorzichtig overtollige sucrose-oplossing weg van het buitenste deel van het oog met een doekje.
  3. Vul een wegwerp inbeddingsmal met een optimale snijtemperatuur (OCT) compound tot een diepte van 0,5-1,0 cm.
    OPMERKING: Deze basis zorgt ervoor dat het oog de bodem van de mal niet raakt, wat het cryosectieren later verstoort.
  4. Plaats het oog in de wegwerp inbeddingsmal naar boven gericht. Vul het binnenste deel van het oog langzaam met OCT en zorg er speciaal voor dat er geen luchtbellen in het oog ontstaan. Als er toch luchtbellen ontstaan, verwijder ze dan voorzichtig of duw ze met een tang naar de rand van de vorm.
  5. Voltooi het vullen van de wegwerpvorm met OCT. Zorg ervoor dat het oog volledig is ondergedompeld in OCT en de binnenoppervlakken van de mal niet aanraakt of wordt blootgesteld aan de lucht. Wikkel de wegwerp inbeddingsmal met het oog in OCT in parafilm; plaats 's nachts bij 4 °C.
    OPMERKING: Onze ervaring is dat kortere incubatietijden OCT niet in staat stellen om het glasvocht volledig te infiltreren. Hierdoor blijft er vaak een laagje sucrose achter tussen het netvlies en OCT. Wanneer dit gebeurt, laat het netvlies vaak los of scheurt het volledig weg van de rest van het weefsel tijdens cryosecties, omdat bevroren sucrose waarschijnlijk minder structurele ondersteuning biedt dan bevroren OCT, waardoor secties van hoge kwaliteit moeilijk of zelfs onmogelijk te verkrijgen zijn.
  6. Plaats de volgende ochtend de inbeddingsmal met het oog in OCT in een dissectieschaal van 100 mm onder een ontleedmicroscoop. Controleer of het achterste hyaloïde membraan vanaf het binnenste netvlies omhoog lijkt te zijn getild.
    OPMERKING: Deze opwaartse opheffing kan het zicht op het netvlies belemmeren, waardoor de oriëntatie moeilijk te bepalen is.
  7. Om de oriëntatie van het oog beter te kunnen bepalen, pakt u voorzichtig het achterste hyaloïde membraan naar voren vast en probeert u het met een tang weg te pellen om het onderliggende netvlies bloot te leggen terwijl u in OCT bent.
    OPMERKING: Soms kan het hyaloïde kanaal zichtbaar zijn, dat zich hecht aan de oogzenuwkop en kan worden gebruikt voor oriëntatiedoeleinden, aangezien de oogzenuwkop zich in het bovenste deel van het netvlies bevindt (Figuur 2A). Het is niet nodig om het achterste hyaloïde membraan volledig te verwijderen, aangezien OCT al in het glasvocht is geïnfiltreerd om het binnenste netvlies te bekleden en het resterende membraan geen invloed heeft op cryosecties (Figuur 2B). Het achterste hyaloïde membraan mag alleen ter oriëntatie worden verwijderd, indien nodig. Andere opties voor het bepalen van de oriëntatie zijn onder meer het plaatsen van een hechting of een ander type markering voorafgaand aan enucleatie.
  8. Breng het oog over naar een nieuwe inbeddingsmal met nieuwe OCT gevuld tot een diepte van 0.5-1.0 cm en vul vervolgens met nieuwe OCT zoals in stap 6.3-6.5 om ervoor te zorgen dat het uiteindelijke inbeddingsmedium vrij is van vuil en/of andere onvolkomenheden die zich 's nachts kunnen hebben opgehoopt. Verwijder indien mogelijk OCT ook voorzichtig met een doekje aan de binnenkant van het oog, hoewel dit niet nodig is.
  9. Label de mal voor oriëntatiedoeleinden (Figuur 2C). Het oriënteren van het oog met het oog naar boven gericht in de cryomal zorgt ervoor dat OCT het binnenste netvlies zal bekleden. Het hyaloïde kanaal, dat zich hecht aan de oogzenuwkop, is een belangrijk herkenningspunt voor het bepalen van het bovenste deel van het oog (Figuur 2A).
  10. Plaats de gelabelde inbeddingsmal met het oog in OCT op droogijs. Zorg ervoor dat het oog geen van de binnenoppervlakken van de inbeddingsmal raakt of wordt blootgesteld aan lucht. Zorg ervoor dat de mal het droogijs direct raakt om het invriesproces te versnellen (Figuur 2D).
  11. Breng het ingebedde oog over naar een vriezer van -80 °C of rechtstreeks naar de cryostaat voor secties (Figuur 2E).

7. Cryosectie

  1. Monteer het blok met het bovenste deel van het oog naar boven gericht en het onderste deel van het oog naar beneden, met het resterende hoornvlies en iris naar rechts (zoals in figuur 2E) of links (niet afgebeeld). U kunt het blok ook naar wens in een andere richting monteren. Breek indien nodig de mal om het blok te mobiliseren door voorzichtig elke kant van de mal één voor één af te breken en het blok direct te markeren om de oriëntatie van het oog niet te verliezen.
  2. Laat het blok 30-60 minuten in evenwicht komen tot de temperatuur in de cryostaat; -20 °C is een goed uitgangspunt.
  3. Eenmaal gemonteerd, plaatst u een nieuw mes in de gewenste hoek, meestal evenwijdig aan de verticale as van het oog.
  4. Stel de sectiedikte naar wens in: 10-20 μm dikke secties zijn een goed uitgangspunt. Een voorbeeld van een 14 μm dikke doorsnede is te zien in figuur 3A-C.
    1. Begin op een langzame en gecontroleerde manier door het blok te snijden. Zorg ervoor dat het mes het blok evenwijdig aan de verticale as van het oog snijdt. Als dit niet het geval is, past u de hoek aan waarin het mes contact maakt met het blok of de oriëntatie van het podium.
    2. Voorkom tijdens het snijden van het blok kreuken of krullen van het gedeelte met een borstel. Draai de sectie snel om en oefen lichte druk naar beneden uit met een langharige borstel om de sectie plat te maken en kreuken of krullen te minimaliseren. Maak een aparte borstel met een puntige punt om de sectie te manipuleren.
  5. Bevestig het gedeelte aan een geladen glasplaatje door het glaasje langzaam naar beneden te bewegen in de richting van het objectglaasje. Voorkom dat de sectie op zichzelf vouwt of zichzelf op een andere manier vervormt tijdens het bevestigen door de glasplaat voorzichtig over de sectie te rollen.
    NOTITIE: Beweeg de dia niet direct over de sectie en druk deze niet tegen de sectie, aangezien dit de sectie kan beschadigen of vervormen.
  6. Laat de objectglaasjes een nacht drogen voordat u ze overbrengt naar een vriezer van -80 °C of direct overgaat op een standaard immunofluorescentieprotocol.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Na weefselverwerking kan een standaard immunofluorescentieprotocol worden gebruikt om een willekeurig aantal biologische processen in het netvlies te onderzoeken. Figuur 3A-C illustreert representatieve fluorescentiebeelden van een netvliesdoorsnede verkregen via confocale microscopie. Het netvliesgedeelte werd immunogekleurd volgens een eerder beschreven protocol12.

De representatieve netvliesdoorsneden di...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Voorafgaand aan de implementatie van het bovenstaande protocol hebben we consequent problemen ondervonden met de weefselverwerking van konijnenogen voor IHC. We hadden verschillende protocollen aangepast aan de ogen van kleinere dieren zoals muizen, maar ontdekten dat deze leidden tot onvoldoende fixatie en problemen met weefselsectie. Er zijn verschillende belangrijke overwegingen die zorgen voor consistente, hoogwaardige secties van het netvlies van konijnen.

Een overweging is de grote omvan...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

Met dank aan Rosanna Calderon, Dominic Shayler en Rosa Sierra voor technisch advies. Deze studie werd gedeeltelijk ondersteund door een onbeperkte subsidie aan de afdeling Oogheelkunde van de USC Keck School of Medicine van Research to Prevent Blindness (AN), NIH K08EY030924 (AN), de Las Madrinas Endowment in Experimental Therapeutics for Ophthalmology (AN), een Research to Prevent Blindness Career Development Award (AN), Knights Templar Eye Foundation Endowment (AN), en de Edward N. en Della L. Thome Memorial Foundation (AN, KG).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
100 mm kweekschaalCorning353025Gebruikt voor dissectie (stappen 1.3, 3 en 5)
50 mL buisGenesee Scientific28-106Voor fixatie en cryobescherming (stap 1)
CryostatLeicaCM1850Voor cryosectie (stap 7)
Gebogen schaarFine Science Tools91500-09Gebruikt voor dissectie (stappen 1.3, 3 en 5)
DAPIFisher ScientificD3571Verdund 1:1.000 in blokkeringsbuffer
DissectiemicroscoopZeissStemi 2000-CGebruikt voor dissectie (stappen 1.3, 3 en 5)
Donkey anti-Goat 488Fisher ScientificA-11055Verdund 1:1.000 in blokkeringsbuffer
Donkey anti-Mouse 555Fisher ScientificA-31570Verdund 1:1.000 in blokkeringsbuffer
PincetFine Science Tools91150-20Gebruikt voor dissectie (stappen 1.3, 3 en 5)
Glazen schuifdekselVWR48404-453Voor cryosectie (stap 7)
Goat anti-SOX2R&D SystemsAF2018Verdund 1:100 in blokkeringsbuffer
Hoogprofiel wegwerp cryostaatmessenLeica Microsystems Inc.14035838926Voor cryosectie (stap 7)
KimwipeFisher Scientific06-666-AGebruikt om overtollig PBS of OCT weg te vegen (stappen 3 en 6)
Mouse anti-RPE65Novus BioNB100-355SSVerdund 1:100 in blokkeringsbuffer
OmniPur SucroseMillipore167117Gebruikt voor cryoprotectant (stap 1.2)
Paraformaldehyde 20% oplossingElectron Microscopy Sciences15713Gebruikt als weefselfixatief (verdund tot 4% in stap 1.1)
Peel-A-Away wegwerp inbeddingsvorm (22x22x20 mm Diep)Polysciences, Inc.18646AGebruikt als inbeddingsvorm (stap 6)
Fosfaat gebufferde zoutoplossing, 1xCorning21-030-CVGebruikt bij de bereiding van fixatief (stap 1.1) en cryoprotectant (stap 1.2)
Scalpelmes nr. 15Feather08-916-5DGebruikt voor dissectie (stappen 1.3, 3 en 5)
Superfrost Plus microscoopglazenFisher Scientific12-550-15Voor cryosectie (stap 7)
Tissue-Tek O.C.T. CompoundSakura4583Gebruikt als inbeddingsmedium (stap 6)

Referenties

  1. Peiffer, R. L. Jr, Pohm-Thorsen, L., Corcoran, K. Chapter 19-Models in ophthalmology and vision research. American College of Laboratory Animal Medicine, The Biology of the Laboratory Rabbit. Manning, P. J., Ringler, D. H., Newcomer, C. E. , Academic Press. 409-433 (1994).
  2. Davis, F. A. The anatomy and histology of the eye and orbit of the rabbit. Trans Am Ophthalmol Soc. 27, 400.2-441 (1929).
  3. Zernii, E. Y., et al. Rabbit models of ocular diseases: New relevance for classical approaches. CNS & Neurological Disorders Drug Targets. 15 (3), 267-291 (2016).
  4. Coons, A. H. Labelled antigens and antibodies. Annu Rev Microbiol. 8, 333-352 (1954).
  5. Coons, A. H. Fluorescent antibodies as histochemical tools. Fed Proc. 10 (2), 558-559 (1951).
  6. Coons, A. H., Kaplan, M. H. Localization of antigen in tissue cells; improvements in a method for the detection of antigen by means of fluorescent antibody. J Exp Med. 91 (1), 1-13 (1950).
  7. Pang, J., et al. Step-by-step preparation of mouse eye sections for routine histology, immunofluorescence, and RNA in situ hybridization multiplexing. STAR Protoc. 2 (4), 100879(2021).
  8. Sorden, S. D., et al. Spontaneous background and procedure-related microscopic findings and common artifacts in ocular tissues of laboratory animals in ocular studies. Toxicol Pathol. 49 (3), 569-580 (2021).
  9. Margo, C. E., Lee, A. Fixation of whole eyes: the role of fixative osmolarity in the production of tissue artifact. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 233 (6), 366-370 (1995).
  10. Chatterjee, S. Artefacts in histopathology. J Oral Maxillofac Pathol. 18 (Suppl 1), S111-S116 (2014).
  11. Mitchell, N. Enucleation in companion animals. Ir Vet J. 61 (2), 108-114 (2008).
  12. Kastan, N. R., et al. Development of an improved inhibitor of Lats kinases to promote regeneration of mammalian organs. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (28), e2206113119(2022).
  13. Baiza-Durán, L., et al. Safety and tolerability evaluation after repeated intravitreal injections of a humanized anti-VEGF-A monoclonal antibody (PRO-169) versus ranibizumab in New Zealand white rabbits. Int J Retina Vitreous. 6, 32(2020).
  14. Yu, D. Y., Cringle, S. J., Su, E., Yu, P. K., Humayun, M. S., Dorin, G. Laser-induced changes in intraretinal oxygen distribution in pigmented rabbits. Invest Ophthalmol Vis Sci. 46 (3), 988-999 (2005).
  15. Faude, F., et al. Facilitation of artificial retinal detachment for macular translocation surgery tested in rabbit. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (6), 1328-1337 (2001).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Cryosectie van het konijnenoogcryosectie van het netvliesimmunohistochemieretinaal pigmentepitheelweefselfixatiecryoprotectieOCT-inbeddingretinale morfologiedissectiemicroscoopretinale weefselverwerking
Het verkrijgen van cryosecties van het hele konijnenoog van hoge kwaliteit
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.